Клетки волосяного фолликула in vitro

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Содержание

Список сокращений
I. Обзор литературы. ю
- 1. 1. Структура эпидермиса
  - 1. 1. 1. Эпидермальная пролиферативная единица
  - 1. 1. 2. Базальная мембрана
  - 1. 1. 3. Цитоквратины
- 1. 2. Клеточные контакты кератиноцитов
  - 1. 2. 1. Плотные контакты
  - 1. 2. 2. Заякоривающие контакты
  - 1. 2. 3. Коммуникационные контакты
- 1. 3. Волосяной фолликул как производное кожи
- 1. 4. Стволовая эпидермальная клетка
  - 1. 4. 1. Ниша стволовых клеток
  - 1. 4. 2. Характеристика стволовых клеток
  - 1. 4. 3. Кератин 19-положительные клетки
- 1. 5. Мезенхимные клетки волосяного фолликула
- 1. 6. Особенности культивирования клеток эпидермиса
  - 1. 6. 1. Формирование культуры кератиноцитов
  - 1. 6. 2. Адгезия кератиноцитов к субстрату
  - 1. 6. 3. Действие различных субстратов и их использование при культивировании кератиноцитов
  - 1. 6. 4. Трансплантация выращенных в культуре эпидермальных пластов
  - 1. 6. 5. Влияние факторов роста
  - 1. 6. 6. Сохранение стволовых клеток в культуре
  - 1. 6. 7. Использование трехмерных гелей в культивировании эпителиальных клеток
- 1. 7. Взаимодействие кератиноцитов и фибробластов
- 1. 8. Морфогенез эпителия
  - 1. 8. 1. Тубулогенез как пример морфогенеза
  - 1. 8. 2. Механизм формирования тубулярных структур
  - 1. 8. 3. Влияние различных факторов на морфогенез
  - 1. 8. 4. Модель для изучения морфогенеза эпителиальных клеток
II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
- II. 1. МАТЕРИАЛЫ
Ц.1.1. Клеточные культуры
П. 1.2. Химические реактивы
- II. 2. МЕТОДЫ
  - 11. 2. 1. Выделение первичных кератиноцитов человека
  - 11. 2. 2. Культивирование кератиноцитов на пластике
П. 2,3. Получение базальных кератиноцитов
- 11. 2. 4. Выделение клеток интерфолликулярного эпидермиса
- 11. 2. 5. Выделение и культивирование постнатальных фибробластов человека
JI.2.6. Выделение и культивирование эмбриональных фибробластов человека
JJ.2.7. Выделение клеток дермальной папиллы человека
П. 2.8. Выделение клеток ДП вибрисс крысы
JJ.2.9. Новый метод выделение клеток ДП
- 11. 2. 10. Получение сред, кондиционированных фибробластами
- 11. 2. 11. Гистохимическое окрашивание
- 11. 2. 12. Индукция и детекция остео- и адипогенной дифференцировок
- 11. 2. 13. Выделение коллагена из хвостов крыс
- 11. 2. 14. Обработка стекол субстратами
П. 2.15. Обработка клеток митомицином С
- 11. 2. 16. Приготовление коллагенового геля
- 11. 2. 17. Иммуногистохимическое исследование
- 11. 2. 18. Культивирование кератиноцитов на поверхности коллагенового геля
- 11. 2. 19. Культивирование кератиноцитов в коллагеновом геле
- 11. 2. 20. Электронная микроскопия
- 11. 2. 21. Мечение клеток лентивирусом
- 11. 2. 22. Трансплантация клеток иммунодефицитным мышам
- 11. 2. 23. Выявление BrdU-меченных клеток
I. J.2.24. Выявление активности щелочной фосфатазы
- 11. 2. 25. Изучение влияния различных факторов на поведение базальных кератиноцитов
- 11. 2. 26. Статистическая обработка результатов
III. Результаты исследований
- III. 1. Стволовые клетки
  - 111. 1. 1. Экспрессия кератина
  - 111. 1. 2. Влияние кальция на экспрессию кератина
III. 1.3. Пролиферация К19±клеток
- 111. 1. 4. Экспрессия кератина 19 в базальных кератиноцитах
- 111. 1. 5. Ингибирование пролиферации кератиноцитов митомицином С
- 111. 1. 6. Культивирование клеток интерфолликулярного эпидермиса
- 111. 2. Культивирование и характеристика клеток ДП
7. /7.2. Л Разработка метода выделения клеток ДП
III. 2.2. Культивирование клеток ДП
Ш. 2.3. Идентификация клеток ДП,
III. 2.4. Активность щелочной фосфатазы в клетках ДП
1. П. 2.5. Остео- и адипогенная дифференцировки клеток ДП
III. 2.6. Изучение индуктивных свойств клеток ДП
Ш. 2.7. Индуктивные свойства иммортализованных клеток ДП
1. П. 2.8. HGF/SF- индуктор морфогенеза
- 111. 3. Структура эпидермальных выростов
I. U.3.1. Гистология тубулярных структур
1. П. 3.2. Электронная микроскопия
Ш. 3.3. Флуоресцентная микроскопия
- 111. 4. Способность кератиноцитов к самоорганизации
- 111. 5. Изучение способности клеток встраиваться в трехмерные. структуры кожи in vivo
I. JI.S.1. Трансдукция клеток лентивирусными частицами in vitro
I. JI.S.2. Трансплантация клеток в систему in vivo
IV. Обсуждение результатов

Клетки волосяного фолликула in vitro (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Кожа представляет собой сложно организованную структуру, сформированную из клеток эпителиальной и соединительной ткани. Эпидермис — наружный эпителиальный слой кожи — состоит из клеток (кератиноцитов) различной степени дифференцировки. Кератиноциты базального слоя, примыкающие к дерме, за счет деления и последующей миграции в вышележащие слон, обеспечивают регенерацию эпителиальной ткани. Такая высокая регенеративная способность эпидермальной ткани обеспечивается благодаря делению стволовых клеток. Клетки в эпидермисе расположены упорядочено. Полагают, что эпидермис состоит из структурно-функциональных единиц, которые представляют собой колонки клеток, в основании которых располагается стволовая клетка, и вся колонка считается нишей для этой стволовой клетки.

Несмотря на большое число исследований в области биологии эпидермальных I стволовых клеток, строгих маркеров для их выявления до сих пор не обнаружено. Исследования экспрессии предложенных молекулярных маркеров показывают спорные результаты. В частности, многое остается неясным и в отношении экспрессии предполагаемого маркера эпидермальных стволовых клеток — кератина 19. Изучение стволовых клеток интересно не только с фундаментальной, но и с прикладной точки зрения, так как понимание проблемы сохранения и идентификации стволовых клеток в культуре кератиноцитов и их участия в регенераторных процессах позволяет совершенствовать живой эквивалент кожи, применяемый для восстановления кожного покрова в клинической практике.

Клетки эпидермиса под воздействием индукционных сигналов со стороны дермы формируют такие структуры как волосяные фолликулы, сальные и потовые железы.

Волосяной фолликул является резервуаром стволовых клеток эпидермиса, которые способны давать начало всем типам эпителиальных клеток волосяного фолликула в процессе его регенерации в цикле роста волоса, а также клеткам интерфолликулярного эпидермиса и клеткам сальной железы. Волосяной фолликул является уникальной структурой и играет важнейшую роль в процессе роста волос и поддержании гомеостаза эпидермиса. Фолликул подвержен циклическим изменениям, в ходе которых способен полностью регенерировать. Основы такой регенерации лежат в особенностях эпителиального и мезенхимного компонентов фолликула. В цикле роста волоса реорганизация волосяного фолликула происходит в результате серии индукционных взаимодействий между клетками мезенхимы и эпителия. Популяцией мезенхимных клеток, обладающих индукционной способностью, являются клетки дермальной папиллы (ДП), которые и инициируют рост волоса.

Исследования свойств клеток ДП in vivo показывают, что при помещении их под кожу бестимусных мышей происходит индукция формирования волосяных фолликулов. In vitro индукционные свойства клеток ДП не изучены. Однако известно, что кератиноциты при помещении в коллагеновый матрикс в присутствии эмбриональных фибробластов способны его инвазировать и формировать структуры, сходные с придатками кожи. Использование в исследованиях in vitro популяции клеток ДП позволит создать условия, более приближенные к ситуации in vivo, в то время как эмбриональные фибробласты могут давать ошибочные представление о процессах морфогенеза. Данное научное направление является весьма перспективным. С использованием описанных клеточных систем возможно изучение фундаментальных морфогенетических процессов, протекающих в эпидермисе человека на разных этапах онтогенеза. Эти клеточные системы представляют большой интерес для изучения процессов дифференциации клеток, эпителио — мезенхимных взаимодействий, поведения стволовых клеток, процессов апоптоза и др. Раскрытие механизмов межклеточного контактирования при формировании волосяного фолликула позволит 8 создавать подходы тканевой инженерии для восстановления функции волос у людей с заболеваниями волосяного фолликула или потерей его функции. С другой стороны, модификация живых тканевых эквивалентов с использованием клеток ДП может разрешить проблему восстановления роста волос в местах трансплантаций. Кроме того, модель морфогенеза волосяного фолликула может служить тест-системой для изучения фармакологического действия лекарственных препаратов.

Цель нашего исследования:

Целью нашего исследования явилось изучение морфо-функционального состояния клеток волосяного фолликула при разных условиях их культивирования. Задачи исследования:

1. Охарактеризовать кератин 19-положительные клетки эпидермиса человека в культуре.

2. Выделить и охарактеризовать клетки ДП.

3. Разработать модель формирования волосяного фолликула в культуре.

4. Изучить клеточные механизмы формирования тубулярных структур в культуре эпидермальных кератиноцитов человека.

5. Изучить способность клеток встраиваться в трехмерные структуры кожи in vivo.

6. Исследовать способность кератиноцитов к самоорганизации.

Выводы.

1. В культуре популяция К19±кератиноцитов человека является обособленной популяцией, способной самоподдерживаться. Доля К19±клеток в культуре возрастает. Часть К19±клеток в культуре является потомками клеток волосяного фолликула, а при длительном культивировании происходит дополнительная индукция синтеза кератина 19 К19'-клетками.

2. Клетки ДП имеют ряд отличий от клеток интерфолликулярной дермы. Популяция клеток ДП человека содержит прогениторные клетки, способные дифференцироваться в клетки костной и жировой ткани. Эти клетки способны индуцировать морфогенез в культуре кератнноцитов, помещенных в коллагеновый гель.

3. Структура тубулярных выростов и характер их морфогенеза во многом схожи с таковыми волосяного фолликула на его начальных этапах формирования, что указывает на адекватность предложенной модели.

4. В тубулярных выростах наблюдается закономерное распределение кератиноцитов разной степени дифференцировки: молодые клетки выявляются в ведущем крае тубулы, дифференцированные — располагаются в средней части тубулы по периферии. Основной тип межклеточных соединений — адгезионные контакты типа десмосом.

5. Агрегация кератиноцитов в условиях культуры отражает процессы формирования структурно-функциональных единиц in vivo. Дезагрегированные кератиноциты сохраняют способность воссоздавать трехмерные структуры путем самосборки.

6. Клетки дермальной папиллы, инъецированные в кусочки кожи человека с последующей трансплантацией бестимусным мышам, способны встраиваться в трехмерные структуры кожи и стимулировать ангиогенез.

Заключение

Волосяной фолликул — уникальный объект, позволяющий исследовать различные биологические процессы. Его эпителиальный и мезенхимный компоненты служат источником стволовых клеток. В культуре эпидермальные стволовые клетки участвуют в регенерации культивируемого эпителиального пласта и в тубулогенезе кератиноцитов в коллагеновом геле. В клинической практике стволовые клетки эпидермиса используют для создания живого эквивалента кожи, применяющегося для восстановления кожного покрова. Поэтому идентификация и исследование стволовых клеток в культуре кератиноцитов представляют как фундаментальный, так и прикладной интерес.

В настоящее время наиболее достоверным маркером стволовых клеток волосяного фолликула является кератин 19. Мы изучили поведение популяции кератин 19±клеток в культуре. Результаты нашего исследования показывают, что популяция кератин 19±клеток гетерогенна. Среди К19±клеток встречаются очень мелкие клетки, соответствующие по размерам стволовым, и крупные, которые могут соответствовать дифференцированным клеткам. Доля К19±клеток в культуре возрастает. Мы показали, что в процессе культивирования происходит дополнительная индукция синтеза кератина 19 в клетках, где ранее этот белок не экспрессировался.

Стволовые мезенхимные клетки волосяного фолликула располагаются в ДП. Мы подтвердили их полипотентность в исследованиях по культивированию клеток в индукционных средах. Часть клеток ДП дифференцировалась в адипогенном и остеогенном направлениях. Однако этот процесс был менее выражен при сравнении с дифференцировкой клеток стромы жировой ткани.

Практическое применение клеток ДП ограничено сложностью их выделения. Разработанная нами методика оказалась очень эффективной и позволила упростить процедуру выделения клеток, поскольку была полностью лишена микрохирургических манипуляций.. ¦ ¦''.-. i'" .

Исследование клеток ДП в системе in vivo показало, что эти клетки остаются жизнеспособными по крайней мере в течение 2 Месяцев. При этом они обнаруживаются в волосяном фолликуле — естественной нише. Мы также отметили, что клетки ДП вызывают усиленный ангиогенез.- Эти данные могут быть полезны для ¦ разработки технологии с применением клеток ДП в клинической практике.

Совместное культивирование, в составе эпителио-мезенхимного эквивалента клеток ДП волосяного фолликула и эпидермальных кератиноцитов позволяет моделировать процессы межклеточного взаимодействия при формировании и циклировании волосяных фолликулов. Моделирование процессов эпителиального морфогенеза в культуре является актуальным направлением современной клеточной биологии, которое пока слабо развито. В проведенном нами исследовании было впервые показано, что эпидермальные кератиноциты взрослого человека, под воздействием клеток ДП полностью сохраняют. морфогепетические потенции, в том числе способность к тубулогенезу, в норме проходящему на раннем этапе эмбриогенеза при формировании волосяного фолликула. Кроме того, мы показаличто морфогенетический потенциал может быть по-разному реализован в зависимости от типа ко культивируемых мезенхимных клеток. Это означает, что взрослый эпидермис при соответствующем сигнале может формировать волосяные фолликулы. Данное направление чрезвычайно перспективно в плане определения клеточных механизмов развития алопеции и разработки подходов к ее, коррекции с использованием клеточных технологий.

Структура выростов и характер их роста во многом схожи со структурой и морфогенезом волосяного фолликула живого организма. Это доказывает адекватность предложенной нами модели. Учитывая данные литературы и полученные результаты, можно ' '140 предположить, что модель морфогенеза волосяного фолликула отражает основные механизмы начальных этапов морфогенеза придатков кожи. Предложенная нами модель оказалась удобной для изучения индукционной способности клеток ДП, а также исследования характера роста выростов и их структурной организации. Разработанные модели могут использоваться для изучения молекулярных механизмов морфогенеза волосяного фолликула.

Показать весь текст

Список литературы

Васильев А.В., Волошин А. В., Воротеляк Е. А., Терских В. В. (1993). Миграция колоний эпидермальных кератиноцитов человека в культуре. Докл. РАН, 329, 2, 232 235.
Воротеляк Е.К., Сатдыкова Г. П., Васильев А. В., Терских В. В. (1996). Электронно-микроскопическое исследование мигрирующих колоний кератиноцитов. Известия РАН, 4, 485−489.
Воротеляк Е.А., Шихвердиева А. Ш., Васильев А. В., Терских В. В. (2002). Фибробласты стимулируют эпителизацию коллагенового геля. Известия РАН, 4, 421 426.
Терских В.В., Васильев А. В. (1995). Эпидермальные кератиноциты человека и животных: проблемы культивирования и трансплантации. М.: Наука,. 103.
Терских В.В., Васильев А. В., Воротеляк Е. А. (2003). Структурно-функциональные единицы эпидермиса. Известия АН. Сер. Биол., 6, 645−649.
Терских В.В., Васильев А. В., Воротеляк Е. А. (2007). Ниши стволовых клеток. Известия АН Сер Биол 3, 261−272.
Хрущов Г. К., Бродский В. Я. (1961). Орган и клетка (некоторые проблемы цитологии и гистологии). Успехи совр. биол. 52, 2, 181−207.
Шинин В.В. (2001). Морфогенетические процессы в культуре кератиноцитов человека. Автореферат. Канд. Дис. Москва
Шинин В.В. (2002). Роль пролиферации в тубулогенезе кератиноцитов человека. Известия АН Сер. Биол. 4, 407−420.
Adams, J.C., Watt, F.M. (1989). Fibronectin inhibits the terminal differentiation of human keratinocytes. Nature 340, 307−309.
Albert, M.R., Foster, R.A., Vogel, J.C. (2001). Murine epidermal label-retaining cells isolated by flow cytometry do not express the stem cells marker CD34, Sca-1, Flk-1. J. Invest. Dermatol 117, 943−948.
Alberts В., Johnson A., Lewis J., Raff M., Roberts K., Walter P. (2002). Molecular biology of the cell. Garland Science. Fourth edition.
Alonso L., Fuchs E. (2003). Stem cells in the skin: waste not, Wnt not. Genes Dev. 17, 11 891 200.
Assouline M., Chew S. J., Thompson H. W., Beuerman R. (1992). Effect of growth factors on collagen lattice contraction by human keratocytes. Invest. Ophthalmology and Visual Sci. 33, 1742−1755.
Aubin J.E., Liu F., Malaval L., Gupta A.K. (1995). Osteoblast and chondroblast differentiation. Bone 17 Suppl, 77S-83S.
Backienbach J.R. & Mackenzie I.C. (1984). Identification and localization of label-retaining cells in hamster epithelia. J Invest Dermatol. 82, 618−622.
Balkovetz D.F. (1998). Hepatocyte growth factor and Madin-Darby canine kidney cells: in viro models of epithelial cell movement and morphogenesis. Microsc. Res. Tech. 43, 456 463.
Barrandon Y., Green H. (1987b). Cell Migration is essential for sustained growth of keratinocyte colonies: the roles of transforming growth factor a and epidermal growth factor. Cell, 50, 1131−1137.
Barrandon, Y., Green, H. (1985). Cell size as a determinant of the clone-forming ability of human keratinocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82, 5390−5394.
Barrandon, Y., Green, H. (1987a). Three clonal types of keratinocyte with different capacities for multiplication. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84, 2302−2306.
Bartek J., Durban E.M., Hallowes R.C., Taylor-Papadimitriou J. (1985). A subclass of luminal epithelial cells in the human mammary gland, defined by antibodies to cytokeratins. J Cell Sci. 75, 17−33.
Baxter M.A., Wynn R.F., Jowitt S.N., Wraith J.E., Fairbairn L.J., Bellantuono I. (2004). Study of telomere length reveals rapid aging of human marrow stromal cells following in vitro expansion. Stem cells 22, 675−682.
Bell E, Ehrlich HP, Buttle DJ, Nakatsuji T. (1981). Living tissue formed in vitro and accepted as skin-equivalent tissue of full thickness. Science 211, 1052−1054.
Bell E., Ehrlich H. P., Sher S. (1981). Development and use of a living skin equivalent. J. Plastic and Reconstruct Surg. 67, 386−392.
Bell E., Parenteau N., Gay R., Nolte C., Kemp P., Bilbo P., Ekstein В., Johnson E. (1991). The living skin equivalent: its manufacture, its organotypic properties and its responses to irritants. Toxic. In Vitro 5, 591−596.
Berdichevsky, F., Alford, D., D’Souza, В., Taylor-Papadimitriou, J. (1994). Branching morphogenesis of human mammary epithelial cells in collagen gels. J. Cell Sci. 107, 35 573 568.
Bickenbach J.R., (1981). Identification of label-retaining cells in oral mucosa and skin. J. Dent. Res. 122, 1611−1620.
Blanpain C., Fuchs E. (2006). Epidermal stem cells of the skin. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 22, 339−373.
Blumcke S., Morgenroth К. Jr. (1967). The stereo ultrastructure of the external and internal surface of the cornea. J Ultrastruct. Res. 18, 502−518.
Bohnert A., Hormung J., Mackenzie J. C., Fusenig N. E. (1986). Epithelial-mesenchymal interactions control basement membrane production and differentiation in cultured and transplanted mouse keratinocytes. Cell and Tissue Res. 244, 413−429.
Bol D.K., Kiguchi K., Gimenez-Conti I., Rupp Т., DiGiovanni J. (1997). Overexpression of insulin-like growth factor-I induces hyperplasia, dermal abnormalities, and spontaneous tumor formation in transgenic mice. Oncogene 14, 1725−1734.
Borthwick D.W., Shahbazian M., Krantz Q.T., Dorin J.R., Randell S.H. (2001). Evidence for stem-cell niches in the tracheal epithelium. Am J Re spir Cell Mol Biol. 24, 662−670.
Brinkmann V., Foroutan H., Sachs M., Weidner K.M., Birchmeier W. (1995). Hepatocyte growth factor/scatter factor induces a variety of tissue-specific morphogenetic programs in epithelial cells. J. Cell Biol. 131, 1573−1586.
Carter W. G., Wayner E. A., Bouchard T. S., Kaur P. (1990). The role of integrins a2 pi and аЗр 1 in cell-cell and cell-substrate adhesion of human epidermal cells. J. Cell Biol. 110, 1387−1404.
Caulin C., Salvesen G.S., Oshima R.G. (1997). Caspase cleavage of keratin 18 and reorganization of intermediate filaments during epithelial cell apoptosis. J Cell Biol. 138, 1379−1394.
Chiu H.C., Chang C.H., Wu Y.C. (1993). An efficient method for isolation of hair papilla and follicle epithelium from human hair specimens. Br. J. Dermatol. 129, 350−351.
Chodankar R., Chang C.H., Yue Z., Jiang T.X., Suksaweang S., Burrus L., Chuong C.M., Widelitz R. (2003). Shift of localized growth zones contributes to skin appendage morphogenesis: role of the Wnt/bcta-catenin pathway. J. Invest. Dermatol. 120, 20−26.
Clark E.A., Brugge J.S. (1995). Integrins and signal transduction pathways: the road taken. Science 268, 233−239.
Clark P. (1994). Modulation of scatter factor/hepatocyte growth factor activity bycell-substratum adhesion. J. Cell Sci. 107, 1265−1275.
Claudinot S., Nicolas M., Oshima H., Rochat A., Barrandon Y. (2005). Long-term renewal of hair follicles from clonogenic multipotent stem cells. Proc Natl Acad Sci USA. 102, 14 677−14 682.
Clayton E., Doupe D.P., Klein A.M., Winton D.J., Simons B.D., Jones P.H. (2007). A single type of progenitor cell maintains normal epidermis. Nature 446, 185−189.
Commo S., Gaillard O., Bernard B.A. (2000). The human hair follicle contains two distinct K19 positive compartments in the outer root sheath: a unifying hypothesis for stem cell reservoir? Differentiation. 66, 157−164.
Cotsarelis G., Sun T.-T., Lavker R.M. (1990). Label-retaining cells reside in the bulge area of pilosebaceous unit: implications for follicular stem cells, hair cycle, and skin carcinogenesis. Cell 61, 1329−1337.
Couchman J.R. (1986). Rat hair follicle dermal papillae have an extracellular matrix, containing basement membrane components. J. Invest. Dermatol. 87, 762−767.
Couchman J.R. (1993). Hair follicle proteoglycans. J. Invest. Dermatol. 101, 60S-64S.
Coulombe P.A. (1993). The cellular and molecular biology of keratins: beginning a new era. Curr Opin Cell Biol. 5, 17−29.
Cui W., Fowlis D.J., Cousins F.M., Duffie E., Bryson S., Balmain A., Akhurst R.J. (1995). Concerted action of TGF-P an dits type II receptor in control of homeostasis in transgenic mice. Genes Dev. 9, 945−955.
Defrances M.C., Wolf H.K., Michalopoulos G.K., Zarnegar R. (1992). The presence ofhepatocyte growth factor in the developing rat. Development 116, 387−95.147
Dover R., Potten C. S. (1988). Heterogeneity and cell cycle analyses from time-lapse studies of human keratinocytes in vitro. J. CellSci. 89, 359−364.
Dvorankova В., Motlik J., Holikova Z., Vacik J., Smetana K. Jr. (2002). Dolichos biflorusagglutinin-binding site expression in basal keratinocytes is associated with cell differentiation. Biol Cell. 94, 365−373.
Elder J.T., Fisher G.J., Lindquist P.B., Bennet G.L., Pittelkow M.R., Coffey RJ. Jr., Ellingsworth L., Derynk R., Voorhees J.J. (1989). Overexpression of transforming growth factor a in psoriatic epidermis. Science 243, 811−814.
Emerman J., Pitelka D. (1977). Maintenance and induction of morphological differentiation in dissociated mammary epithelium on floating collagen membranes. In Vitro 13, 316−322.V
Enomoto-lwamoto M., Menko A. S., Philip N. And Boettiger D. (1993). Evaluation of integrin molecules involved in substrate adhesion. Cell Adhes. Commun. 1, 191−202.
Fradette J., Germain L., Seshaiah P., Coulombe P.A. (1998). The type I keratin 19 possesses distinct and context-dependent assembly properties. J Biol Chem. 273, 35 176−35 184.
Friedl P., Hegerfeldt Y., Tusch M. (2004). Collective cell migration in morphogenesis and cancer. Int. J. Dev. Biol. 48, 441−449.
Fuchs (1997). Keith R. Porter Lecture, 1996. Of mice and men: genetic disorders of the cytoskeleton, MolBiol Cell. 8, 189−203.
Fuchs E., Byrne C. (1994). The epidermis: rising to the surface. Curr. Opin. Genet. Dev. 4, 725−736.
Fuchs E., Green H. (1980). Regulation of terminal differentiation of the keratinocyte. Cell 19, 1033−1042.
Fujie Т., Katoh S., Oura H., Urano Y., Arase S. (2001). The chemotactic effect of a dermal papilla cell-derived factor on outer root sheath cells. J. Dermatol. Sci. 25, 206−212.
Galbraith C.G., Sheetz M.P. (1998). Forces on adhesive contacts affect cell function. Curr Opin Cell Biol. 10, 566−571.
Garrod D.R., Fleming S. (1990). Early expression of desmosomal components during kidneytubule morphogenesis in human and murine embryos. Development 108, 313−321.
Ghazizadeh S., Taichman L.B. (2005). Organization of stem cells and their progeny in human epidermis. J. Invest. Dermatol. 124, 367−372.
Goodman L., Ledbetter S. (1992). Secretion of stromelysin by cultured dermal papilla cells: differential regulation by growth factors and functional role in mitogen-induced cell proliferation. J. Cell. Physiol. 151, 41−49.
Green H. (1977). Terminal differentiation of cultured human epidermal cells. Cell 11, 405 416.
Grief F., Soroff H.S., Setzer R.W., Taichman L.B. (1988). The effect of growth-promoting agents on replication and cell cycle withdrawal I cultures of epidermal keratinocytes. In Vitro Cell Dev. Biol 24, 985−989.
Grinnell F., Takashima A., Lamke-Seymour G. (1986). Morphological appearance of epidermal cells cultured on fibroblast-reorganized collagen gels. Cell and Tissue Res. 246, 13−21.
Gumbiner B.M. (2005). Regulation of cadherin-mediated adhesion in morphogenesis. Nat. Rev. Mol. Cell Biol 6, 622−634.
Habets J.M., Tank В., Vuzevski V.D., Breve J., Stolz E., van Joost T. (1988). Absence of cytokeratin 8 and inconsistent expression of cytokeratins 7 and 19 in human basal cell carcinoma. Anticancer Res. 8, 611−6.
Hahnel A.C., Rappolee D.A., Millan J.L., Manes Т., Ziomek C.A., Theodosiou N.G., Werb Z., Pedersen R.A., Schultz G.A. (1990). Two alkaline phosphatase genes are expressed during early development in the mouse embryo. Development 110, 555−564.
Hall P.A., Watt F.M. (1989). Stem cells: the generation and maintenance of cellular diversity. Development 106, 619−633.
Hamati H.F., Britton E.L., Carey D.J. (1989). Inhibition of proteoglycan synthesis alters extracellular matrix deposition, proliferation, and cytoskeletal organization of rat aortic smooth muscle cells in culture. J. Cell Biol. 108, 2495−2505.
Handjiski B.K., Eichmuller S., Hofmann U., Czarnetzki B.M., Paus R. (1994). Alkaline phosphatase activity and localization during the murine hair cycle. Br. J. Dermatol. 131, 303−10.
Hardy M.H. (1992). The secret life of the hair follicle. Trends Genet. 8, 55−61.
Harrison P.M., Farzaneh F. (2000). Regulation of HGF/SF gene expression in MRC-5 cellsby N-acetylcysteine. Biochem. Biophys. Res. Commun. 279, 108−15.150
Hashimoto К, Shibazaki S. (1976). Ultrastructural study of differentiation and function of hair. In: Kobori, Montagna W. (eds.) Biology and disease of the hair. University of Tokyo press, Tokyo, Japan, 23−58.
Haskins J., Gu L., Wittchen E.S., Hibbard J., Stevenson B.R. (1998). ZO-3, a novel member of the MAGUK protein family found at the tight junction, interacts with ZO-1 and occludin. J. Cell Biol. 141, 199−208.
Hennings H., Michael D., Cheng C. (1980). Calcium regulation of growth and differentiation of mouse epidermal cells in culture. Cell, 19, 245−254.
Higa K., Shimmura S., Miyashita H., Shimazaki J., Tsubota K. (2005). Melanocytes in the corneal limbus interact with K19-positive basal epithelial cells. Exp. Eye Res. 81, 218−223.
Hirai Y. (1993). Molecular cloning of human epimorphin: identification of isoforms andItheirunique properties. Biochem. Biophys. Res. Commun. 31, 1332−1337.
Hirai Y., Lochter A., Galosy S., Koshida S., Niwa S., Bissell M. J. (1998). Epimorphin functions as a key morphoregulator for mammary epithelial cells. J. Cell Biol. 140, 159−169.
Hoogduijn M.J., Gojup E., Genever P.G. (2006). Comparative characterization of hair follicle dermal stem cells and bone marrow mesenchymal stem cells. Stem Cell Dev. 15, 4960.
Home K.A., Jahoda C.A., Oliver R.F. (1986). Whisker growth induced by implantation of cultured vibrissa dermal papilla cells in the adult rat. J. Embryol. Exp. Morphol. 97, 111−124.
Hotchin N.A. & Watt F.M. (1992). Transcriptional and post-translational regulation of beta 1 integrin expression during keratinocyte terminal differentiation. J Biol Chem. 267, 1 485 214 858.
Hudlicka O. (1998). Is physiological angiogenesis in skeletal muscle regulated by changes in microcirculation? Microcirculation 5, 5−23.
Iida M., Ihara S., Matsuzaki T. (2007). Hair cycle-dependent changes of alkaline phosphatase activity in the mesenchyme and epithelium in mouse vibrissal follicles. Develop. Growth Differ. 49, 185−195.
Inamatsu M., Matsuzaki Т., Iwanari H., Yoshizato K. (1998). Establishment of rat dermal papilla cell lines that sustain the potency to induce hair follicles from afollicular skin. J. Invest. Dermatol. Ill, 767−775.
Ito M, Kizawa K., Toyoda M., Morohashi M. (2002). Label-retaining cells in the bulge region are directed to cell death after plucking, followed by healing from the surviving hair germ. J Invest Dermatol. 119, 1310−1316.
Ito M., Liu Y., Yang Z., Nguyen J., Liang F., Morris R.J., Cotsarelis G. (2005). Stem cells in the hair follicle bulge contribute to wound repair but not to homeostasis of the epidermis. Nat. Medicine 11, 1351−1354.
Jahoda C., Oliver R.F. (1981). The growth of vibrissa dermal papilla cells in vitro. Br. J. Dermatol. 105, 623−7.
Jahoda C.A., Home K.A., Oliver R.F. (1984). Induction of hair growth by implantation of cultured dermal papilla cells. Nature 311, 560−562.
Jahoda C.A., Oliver R.F. (1984). Vibrissa dermal papilla cell aggregative behaviour in vivo and in vitro. JEmbryol Exp Morphol 79, 211−224.
Jahoda C.A., Reynolds A.J. (2001). Hair follicle dermal sheath cells: unsung participants in wound healing. Lancet 358, 1445−1448.
Jahoda C.A., Whitehouse J., Reynolds A.J., Hole N. (2003). Hair follicle dermal cells differentiate into adipogenic and osteogenic lineages. Exp. Dermatol. 12, 849−859.
Jahoda C.A.B. (1992). Induction of follicle formation and hair growth by vibrissa dermal papillae implanted into rat ear wounds: vibrissa-type fibres are specified. Development 115, 1103−1109.
Janes S.M., Lowell S., Hutter C. (2002). Epidermal stem cells. J. Pathol., 197, 479 491.
Jensen P. K. A., Bolund L. (1988). Low Ca2+ stripping of differentiating cell layers in human epidermal cultures: an in vivo model of epidermal regeneration. Exp. Cell Res. 175, 63−73.
Jensen P. K. A., Pedersen S., Bolund L. (1985). Basal-cell subpopulations and cell-cycle kinetics in human epidermal explant cultures. Cell and Tissue Kinet. 18, 201−215.
Jones J., Sugiyama M., Watt F.M. (1993). Integrin expression in normal, hyperplastic, dysplastic and malignant oral ephitelium. J. Pathol. 169, 235−243.
Jones P.H., Harper S., Watt F. (1995). Stem-cell patterning and fate in human epidermis. Cell 80, 83−93.
Jones P.H., Watt F.M. (1993). Separation of human epidermal stem cells from transit-amplifying cells on the basis of differences in integrin function and expression. Cell 73,713−724.
Karasek M. A., Charlton E. (1971). Growth of postembryonic skin epithelial cells on collagen gels. Ibid. 56, 205−210.
Karihaloo A., Nickel C., Cantley L.G. (2005). Signals which build a tubule. Nephron. Exp. Nephrol. 100, 40−45.
Kishimoto J., Burgeson R.E., Morgan B.A. (2000). Wnt signaling maintains the hair-inducing activity of the dermal papilla. Genes Dev. 14, 1181−1185.
Kishimoto J., Ehama R., Wu L., Jiang S., Jiang N., Burgeson R.E. (1999). Selective activation of the versican promoter by epithelial- mesenchymal interactions during hair follicle development. Proc Natl Acad Sci USA. 96, 7336−41.
Kitahara M., Ishiguro F., Takayma K., Isowa K., Nagai T. (1993). Evaluation of skin damage of cyclic monoterpenes, percutaneous absorption enhancers, by using culture human skin cells. Biol Pharm. Bull. 16, 912−916.
Kligman A.M. (1959). The human hair cycle. J Invest Dermatol. 33, 307−16.
Kobayashi K., Rochat A., Barrandon Y. (1993). Segregation of keratinocyte colony-forming cells in the bulge of the rat vibrissa. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 7391−7395.
Kolodka T.M., Garlick J.A., Taichman L.B. (1998). Evidence for keratinocyte stem cells in vitro: long term engraftment and persistence of transgene expression from retrovirus-transduced keratinocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95, 4356−4361.
Kopan R., Traska G., Fuchs E. (1987). Retinoids as important regulators of terminal differentiation: examining keratin expression in individual epidermal cells at various stages of keratinization. J Cell Biol. 105, 427−440.
Kopf A.W. (1957). The distribution of alkaline phosphatase in normal and pathologic human skin. AMA Arch. Derm. 75, 1−37.
Koster M.I., Roop D.R. (2004). Genetic pathways required for epidermal morphogenesis. J Cell Biol. 83, 625−629.
Ku N.O., Liao J., Omary M.B. (1997). Apoptosis generates stable fragments of human type I keratins. J Biol Chem. 272, 33 197−33 203.
Kubo M., Kan M., Isemura M., Yamane I., Tagami H. (1987). Effects of extracellular matrices on human keratinocyte adhesion and growth and on its secretion and deposition of fibronectin in culture. J. Invest. Dermatol. 88, 594−601.
Lako M., Armstrong L., Cairns P.M., Harris S" Hole N., Jahoda C.A. (2002). Hair follicle dermal cells repopulate the mouse haematopoietic system. J Cell Sci. 115, 3967−74.
Lavker R.M. & Sun T.T. (1983). Epidermal stem cells. J. Invest. Dermatol. 81, 121 s-127s.
Lavker R.M., Cotsarelis G., Wei Z.-G., Sun T.-T. (1991). Stem cells of pelage, vibrissae, and eyelash follicles: the hair cycle and tumor formation. Ann. N.Y. Acad. Sci. 642, 214−225.
Lavker R.M., Sun T.T. (1982). Heterogeneity in epidermal basal keratinocytes: morphological and functional correlations. Science 215, 1239−1241.
Lavker R.M., Sun T.T. (2000). Epidermal stem cells: properties, markers, and location. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 97, 13 473−13 475.
Lechler Т., Fuchs E. (2005). Asymmetric cell divisions promote stratification and differentiation of mammalian skin. Nature 437, 275−280.
Lee J., Ishihara A., Jacobson K. (1993). How do cells move along surfaces? Trends Cell Biol. 3, 366−70.
Lenoir M.C., Bernard B.A., Pautrat G., Darmon M., Shroot B. (1988). Outer root sheath cells of human hair follicle are able to regenerate a fully differentiated epidermis in vitro. Dev Biol. 130, 610−20.
Levy L., Broad S., Diekmann D., Evans R.D., Watt F.M. (2000). pi integrins regulate keratinocyte adhesion and differentiation by distinct mechanisms. Mol. Biol. Cell 11, 453−466.
Li A., Pouliot N., Redvers R., Kaur P. (2004). Extensive tissue regenerative capacity of neonatal human keratinocyte stem cells and their progeny. J. Clin. Invest., 113, 390−400.
Li A., Simmons P.J., Kaur P. (1998). Identification and isolation of candidate human keratinocyte stem cells based on cell surface phenotype. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95, 3902−3907.
Liang L., Bickenbach J.R. (2002). Somatic epidermal stem cells can produce multiple cell lineages during development. Stem cells 20, 21−31.
Lichti U., Weinberg W.C., Goodman L., Ledbetter S., Dooley Т., Morgan D., Yuspa S.H. (1993). In vivo regulation of murine hair growth: insights from grafting defined cell population onto nude mice. J. Invest. Dermatol. 101, 124S-129S.
Lindner G., Menrad A., Gherardi E., Merlino G., Welker P., Handjiski В., Roloff В., Paus R. (2000). Involvement of hepatocyte growth factor/scatter factorand met receptor signaling in hair folliclemorphogenesis and cycling. FASEBJ. 14, 319−332.
Link R.E., Paus R., Stenn K.S., Kuklinska E., Moellmann G. (1990). Epithelial growth by rat vibrissae follicles in vitro requires mesenchymal contact via native extracellular matrix. J. Invest. Dermatol. 95, 202−207.
Lyle S., Christofidou-Solomidou M., Liu Y., Elder D.E., Albelda S., Costarelis G. (1998). The C8/144B monoclonal antibody recognizes cytokeratin 15 and defines the location of human hair follicle stem cells. J. Cell Sci. Ill, 3179−3188.
Ma D.R., Yang E.N., Lee S.T. (2004). The location, molecular characterisation, and multipotency of hair follicle epidermal stem cells. Ann. Acad. Med. 33, 784−788.
Maas-Szabowski N., Stark H.J., Fusenig N.E. (2000). Keratinocyte growth regulation in defined organotypic cultures through IL-l-induced keratinocyte growth factor expressionin resting fibroblasts. J. Invest. Dermatol. 114, 1075−1084.
Mackenzie I.C., Zimmerman К. (1981). The development of ordered structure in neonate rat epidermis. J. Invest. Dermatol. 77, 278−282.
Madri J.A., Pratt B.M., Tucker A.M. (1988). Phenotypic modulation of endothelial cells by transforming growth factor-p depends upon the composition and organization of the extracellular matrix. J. Cell Biol. 106, 1375−1381.
Magerl M., Kauser S., Paus R., Tobin D. (2002). Simple and rapid method to isolate and culture follicular papillae from human scalp hair follicles. Exp. Dermatol. 11, 381−5.
Marchese C., Chedid M., Dirsh O.R., Csaky K.G., Santanelli F., Latini C., LaRochelle W.J., Torrisi M.R., Aaronson S.A. (1995). Modulation of keratinocyte growth factor and its receptor in epithelializing human skin. J. Exp. Med. 182, 1369−1376.
McClean W.H., Lane E.B. (1995). Intermediate filaments in disease. Curr Opin Cell Biol. 7, 118−25.
McElwee K.J., Kissling S., Wenzel E., Huth A., Hoffman R. (2003). Cultured peribulbar dermal sheath cells can induce hair follicle development and contribute to the dermal sheath and dermal papilla. J. Invest. Dermatol. 121, 1267−1275.
Messenger A.G. (1985). Hair follicle tissue culture. Br J Dermatol 113, 639−640.
Messenger A.G., Jennifer H.Sr., Bleehen S.S. (1986). The in vitro properties of dermal papilla cell lines established from human hair follicles. Br J Dermatol 114, 425−430.
Michel M., L’Heureux N., Auger F.A., Germain L. (1997). From newborn to adult: phenotypic and functional properties of skin equivalent and human skin as a function of donor age. J. Cell. Physiol. 171, 179−189.
Mildner M., Echart L., Lengauer В., Tschachler E. (1999). Hepatocyte growth factor/scatter factor inhibits UVB induced apoptosis of human keratinocytes via the PI-3-kinase pathway. J. Invest. Dermatol. 113, 1136−1137.
Miller S.J., Lavker R.M., Sun T.-T. (1993). Keratinocyte stem cells of cornea, skin and hair follicle: common and distinguishing features. Semin. Dev. Biol. 4, 317−240.
Moll I. (1995). Proliferative potential of different keratinocytes of plucked human hair follicles. J Invest Dermatol. 105, 14−21.
Moll R., Franke W.W., Schiller D.L. (1982). The catalog of human cytokeratins: patterns of expression in normal epithelia, tumor and cultured cells. Cell 31, 11−24.
Montesano R., Matsumoto K., Nakamura Т., Orci L. (1991b). Identification of a fibroblast-derived epithelial morphogen as hepatocyte growth factor. Cell 67, 901−908.
Montesano R., Schaller G., Orci L. (1991a). Induction of epithelial tubular morphogenesis in vitro by fibroblast-derived soluble factors. Cell 66, 697−711.
Morris R.J., Liu Y., Maries L., Yang Z., Trempus C., Li S., Lin J.S., Sawicki J.A., Cotsarelis G. (2004). Capturing and profiling adult hair follicle stem cells. Nat. Biotech. 22, 411−417.
Morris R.J., Potten C.S. (1988). Slowly cycling (label-retaining) epidermal cellsbehave like clonogenic stem cells in vitro. Cell Proliferation 27, 279−289.
Morris R.J., Potten C.S. (1999). Highly persistent label-retaining cells in the hair follicle of mice and their fate following induction of anagen. J. Invest. Dermatol. 112, 470 475.
Mourra N., Borderie V., Laroche L. (1998). Ultrastructural and immunohistochemical study of 3-dimensional cultures of human keratinocytes on a collagen gel. J. Fr. Ophtalmol. 21, 287−294.
Murphy G., Gavrilovic J. (1999). Proteolysis and cell migration: creating a path? Curr Opin Cell Biol. 11, 614−21.
Narisawa Y., Hashimoto K., Kohda H. (1994). Immunohistochemical demonstrationof keratin 19 expression in isolated human hair follicles. J Invest Dermatol. 103, 191−195.
Niessen C.M. (2007). Tight junctions/adherens junctions: basic structure and function. J. Invest. Dermatol. 127, 2525−2532.
Nigro J. M., Aldape K. D., Hess S. M., Tlsty T. D. (1997). Cellular adhesion regulates p53 protein levels in primary human keratinocytes. Cancer Res. 57, 3635−3639.
Nishikawa A., Taira Т., Yoshizato K. (1987). In vitro maturation of collagen fibrils modulates spreading, DNA synthesis, and collagenolysis of epidermal cells and fibroblasts. Exp. Cell Res. 171, 164−177.
O’Brien L.E., Zegers M.M., Mostov K.E. (2002). Opinion: Building epithelial architecture: insights from three-dimensional culture models. Nat Rev Mol Cell Biol. 3, 531 537.
O’Keefe E.J., Woodley D. Т., Castillo G. (1984). Production of soluble and cell-associated fibronectin by cultured keratinocytes. J. Invest. Dermatol. 82, 150−155.
Oliver A.M. (1990). The cytokeratin expression of cultured human foetal keratinocytes. Br. J. Dermatol. 123, 707−716.
Oliver R.F. (1970). The induction of hair follicle formation in the adult hooded rat by vibrissa dermal papillae. J. Embryol. Exp. Morphol. 23, 219−236.
Oliver, R.F. (1966). Whisker growth after removal of the dermal papilla and lengths of follicle in the hooded rat. J. Embriol. Exp. Morphol. 15, 331−347.
Oshima H., Rochat A., Kedzia C., Kobayashi K., Barrandon Y., (2001). Morphogenesis and renewal of hair follicles from adult multipotent stem cells. Cell 104, 233−245.
Patel V.N., Rebustini T.T., Matthew P. (2006). Salivary gland branching morphogenesis. Differentiation 74, 349−364.
Pavlova A., Stuart R.O., Pohl M., Nigam S.K. (1999). Evolution of gene expression patterns in a model of branching morphogenesis. Am. J. Physiol. Ill, 650−663.
Pearton D.J., Yang Y., Dhouailly D. (2005). Trarisdifferentiation of corneal epithelium into epidermis occurs by means of a multistep process triggered by dermal developmental signals. Proc Natl Acad Sci USA. 102, 3714−3719.
Pellegrini G., Dellambra E., Golisano O., Martinelli E, Fantozzi I., Bondanza S., Ponzin D., McKeon F., De Luca M. (2001). p63 identifies keratinocyte stem cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98, 3156−3161.
Pinkus H. (1978). Epithelial-mesodermal interaction in normal hair growth, alopecia, and neoplasia. J Invest Dermatol. 5, 93−101.
Pittelkow M.R., Cook P.W., Shipley G.D., Derynck R., Coffey R.J. Jr. (1993). Autonomous growth of human keratinocytes requires epidermal growth factor receptor occupancy. Cell Growth Differ. 4, 513−521.
Pohl M., Sakurai H., Stuart R.O., Nigam S.K. (2000). Role of hyaluronan and CD44 in in vitro branching morphogenesis of ureteric bud cells. Dev. Biol. 224, 312−325.
Potten C.S. (1974). The epidermal proliferative unit: the possible role of the central basal cell. Cell tissue kinetics 7, 77−88.
Potten C.S., Hendry J.H. (1973). Clonogenic cells and stem cells in the epidermis. Int. J. Radiant. Biol. 24, 537−540.
Potten C.S., Loeffler M. (1987). A comprehensive model of the crypts of the small intestine of the mouse provides insight into the mechanisms of cell migration and the proliferation hierarchy. J. Theor. Biol. 127, 381−391.
Potten C.S., Wichmann H.E., Loeffler M., Dobek K., Major D. (1982). Evidence for discrete cell kinetic subpopulations in mouse epidermis based on mathematical analysis. Cell Tissue Kinet. 15, 305−329.
Reiss M., Sartorelli A.C. (1987). Regulation of growth and differentiation of human keratinocytes by type beta transforming growth factor and epidermal growth factor. Canser Res. 47, 6705−6709.
Rendl M., Polak L., Fuchs E. (2008). BMP signaling in dermal papilla cells is required for their hair follicle-inductive properties. Genes Dev. 22, 543−557.
Reynolds A.J., Jahoda C.A.B. (1991). Hair follicle stem cells? A distinct germinative epidermal cell population is activated in vitro by the presence of hair dermal papilla cells. J. Cell Sci. 99, 373−385.
Rheinwald J.G., Beckett M. A. (1980). Defective terminal differentiation in culture as a consistent and selectable character of malignant human keratinocytes. Cell 22, 629−632.
Rheinwald J.G., Green H. (1975). Serial cultivation of strains of human epidermal keratinocytes: The formation of keratinizating colonies from single cells. Ibid. 6, 331 -344.
Rheinwald J.G., Green H. (1977). Epidermal growth factor and the multiplication of cultured human epidermal keratinocytes. Nature 265, 421−424.
Riser B. L., Varani, Nickoloff BJ. (1990). Trombospondin binding by keratinocytes: Modulation under conditions which alter thrombospondin biosynthesis. Dermatologica (Basel), 180, 60−65.
Roberts G. P., Jenner L. (1983). Glycoproteins and glycosaminoglycans synthesized by human keratinocytes in culture. Their role in cell-substratum adhesion. Biochem J. 212, 355−363.
Rochat A., Kobayashi K., BarrandonY. (1994). Location of stem cells of human hair follicle by clonal analysis. Cell 76, 1063−73.
Rockwell G. A., Johnson G., Sibatani A. (1987). In vitro senescence of human kertatinocyte cultures. Cell Struct, and Fund. 12, 539−548.
Rodeck U., Jost M., DuHadaway J., Kari C., Jensen P.J., Risse В., Ewert D.L. (1997). Regulation of Bcl-xL expression in human keratinocytes by cell-substratum adhesion and the epidermal growth factor receptor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 5067−5072.
Ronfard V., Rives J.M., Neveux Y., Carsin H., Barrandon Y. (2000). Long-term regeneration of human epidermis on third degree burns transplanted with autologous cultured epithelium grown on a fibrin matrix. Transplantation 70, 1588−1598.
Rosario M., Birchmeier W. (2003). How to make tubes: signaling by the Metreceptor tyrosine kinase. Trends Cell Biol. 13, 328−335.
Rufaut N.W., Goldthorpe N.T., Wildermoth J.E., Wallace O.A. (2006). Myogenic differentiation of dermal papilla cells from bovine skin. J Cell Physiol. 209, 959−66.
Saitoh A., Osada A., Kitajima Y., Furue M., Tamaki K. (1994). Interferon-gamma-induced HLA-DR, but not ICAM-1, expression of human keratinocytes is down-regulated by calmodulin antagonist. J. Dermatol. 21, 716−719.
Sakurai H., Barros E. J., Ysukamoto Т., Barasch J., Nigam S.K. (1997). An in vitro tubulogenesis system using cell lines derived from the embryonic kidney shows dependence on multiple soluble growth factors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 6279−6284.
Santos O.F., Nigam S.K. (1993). HGF-induced tubulogenesis and branching of epithelial cells is modulated by extracellular matrix and TGF-beta. Dev. Biol. 160, 293−302.
Sariola H., Sainio K. (1997). The tip-top branching ureter. Curr. Opin. Cell Biol. 9, 877−884.
Savtchenko E.S., Schiff T.A., Jiang C.K., Freedberg I.M., Blumenberg M. (1988). Embryonic expression of the human 40-kD keratin: evidence from a processed pseudogene sequence. Am J Hum Genet. 43, 630−637.
Schmidt G.H., Blount M.A., Ponder B.A. (1987). Immunochemical demonstration of the clonal organization of chimeric mouse epidermis. Development 100, 535−541. .
Schmidt-Ullrich R., Paus R. (2005). Molecular principles of hair follicle induction and morphogenesis. Bioessays. 27, 247−261.
Schofield R. (1978). The relationship between the spleen colony-forming cell and the haemopoietic stem cell. Blood cells 4, 7−25.
Schweizer J., Kinjo M., Farstenberger G., Winter FI. (1984). Sequental expression of mRNA-enconded keratin sets in neonatal mouse epidermis: Basal cells with properties of terminally differetiating cells. Cell 37, 159−170.
Slack J.M.W. (2000). Stem cells in epithelial tissues. Science 287, 1431−1433.
Smola H., Thiekotter G., Fusenig N. E. (1993). Mutual induction of growth factor gene expression by epidermal-dermal cell interaction. J. Cell Biol. 122, 417−429.
Sohl G., Eiberger J., Jung Y.T., Kozak C.A., Willecke K. (2001). The mouse gap junction gene connexin 29 is highly expressed in sciatic nerve and regulated during brain development. Biol Chem. 382, 973−978.
Springer T.A. (1990). Adhesion receptors of the immune system. Nature 346, 425 434.
Stanley J. R., Foidart I. -M., Murray J. C. (1980). Epidermal cell which selectively adheres to a collagen substrate is the basal cell. J. Invest. Dermatol. 74, 54−58.
Stasiak P.C., Purkis P.E., Leigh I.M., Lane E.B. (1989). Keratin 19: predicted amino acid sequence and broad tissue distribution suggest it evolved from keratinocyte keratins. J. Invest. Dermatol. 92, 707−716.
Stein G.S., Lian J.B., Owen T.A. (1990). Relationship of cell growth to the regulation of tissue-specific gene expression during osteoblast differentiation. FASEB J4, 3111—3123.
Step M. A., Spurr-Michaud S., Tisdale A., Elwell J., Gipson I. K. (1990). аб |34 integrin heterodimer is a component of hemidesmosomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 87, 8970−8974.
Stossel T.P. (1993). On the crawling of animal cells. Science 260, 1086−94.
Taylor G., Lehrer M.S., Jensen P.J., Sun T.T., Lavker R.M. (2000). Involvement of follicular stem cells in forming not only the follicle but also the epidermis. Cell 102, 451 461.
Thiery J.P., Boyer B. (1992). The junction between cytokines and cell adhesion. Curr. Opin. Cell Biol. 4, 782−792.
Tinkle C.L., Lechler Т., Pasolli HA., Fuchs E. (2004). Conditional targeting of E-cadherin in skin: insights into hyperproliferative and degerative responses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 101: 552−557.
Trempus C.S., Morris R.J., Bortner C.D., Cotsarelis G., Faircloth R.S., Reece J.M.2003). Enrichment for living murine keratinocytes from the hair follicle bulge with the cell surface marker CD34. J. Invest. Dermatol. 120, 501−511.
Troxell M.L., Loftus D.J., Nelson W.J., Marrs J.A. (2001). Mutant cadherin affects epithelial morphogenesis and invasion, but not transformation. J. Cell Sci. 114, 1237−1246.
Tsai R. J-F., Ho Y-S., Chen J-K. (1994). The effects of fibroblasts on the growth and differentiation of human bulbar conjunctival epithelial cells in an in vitro conjunctival equivalent. Invest. Ophthalmol. & Visual sci. 35, 2865−2875.
Tuan T.L., Keller L.C., Sun D., Nimni M.E., Cheung D. (1994). Dermal fibroblasts activate keratinocyte outgrowth on collagen gels. J. Cell Sci. 107, 2285−2289.
Tumbar Т., Guasch G., Greco V., Blanpain C., Lowry W.E., Rendl M., Fuchs E.2004). Defining the epithelial stem cell niche in skin. Science 303, 359−363.
Turksen K., Choi Y., Fuchs E. (1991). Transforming growth factor alpha induces collagen degradation and cell migration in differentiating human epidermal raft cultures. Cell Regul. 2, 613−625.
Vainio S., Lehtonen E., Jalkanen M., Bernfield M., Saxen L. (1989). Epithelial-mesenchymal interactions regulate the stage-specific expression of a cell surface proteoglycan, syndecan, in the developing kidney. Dev. Biol. 134, 382−391.
Van Scott E.J., Ekel T.M., Auerbach R. (1963). Determinants of rate and kinetics of cell division in scalp hair. J Invest Dermatol. 41, 269−273.
Vasioukhin V., Bauer C., Degenstein L., Wise В., Fuchs E. (2001a). Hyperproliferation and defects in epithelial polarity upon conditional ablation of alpha-catenin in skin. Cell 104, 605−617.
Vasioukhin V., Bowers E., Bauer C., Degenstein L., Fuchs E. (2001b). Nat. Cell Biol. 3, 1076−1085.
Vaughan R.B., Trinkaus J.P. (1966). Movements of epithelial cell sheets in vitro. J Cell Sci. 1,407−13.
Vorotelyak E.A., Vasiliev A.V., Tsitrin E.B., Terskikh V.V. (2004). Human epidermal stem cells in culture. Cell Proliferation 37, 146.
Warren R., Chestnut M.H., Wong T. K, Otte Т.Е., banners K.M., Meili M.L. (1992). Improved method for the isolation and cultivation of human scalp dermal papilla cells. J Invest. Dermatol. 98, 693−9.
Waseem A., Dogan В., Tidman N., Alam Y., Purkis P., Jackson S., Lalli A., Machesney M., Leigh I.M. (1999). Keratin 15 expression in stratified epithelia: downregulation in activated keratinocytes. J. Invest. Dermatol. 112, 362−9.
Watt F.M. (2001). Stem cell fate and patterning in mammalian epidermis. Curr. Opin. Genet. Dev. 11, 410−7.
Watt F.M., and Hertle M.D. (1994). Keratinocyte integrins. In The keratinocyte Handbook. Leigh I.M., Lane E.B., Watt F. M, editors. Cambridge University Press, Cambridge, pp. 153−164.
Watt F.M., Jones P.H. (1993). Expression and function of the keratinocyte integrins. Dev. Suppl., 185−192.
Weinberg С. В., Bell E. (1986). A blood vessel model constructed from collagen and cultured vascular cells. Science, 231, 397−400.
Weinberg W.C., Brown P.D., Stetler-Stevenson W.G., Yuspa S.H. (1990). Growth factors specifically alter hair follicle cell proliferation and collagenolytic activity alone or in combination. Differentiation 45, 168−178.
Wessells N.K., Roessner K.D. (1965). Nonproliferation in dermal condensations of mouse vibrissae and pelage hairs. Develop. Biol. 12, 419−433.
Wilke M. S., Furcht L. T. (1990). Human keratinocytes adhere to a unique heparin binding peptide sequence within the triple helical region of type IV collagen. J. Invest. Dermatol. 95, 264−270.
Wilke M. S., Skubitz A. P. (1991). Human keratinocytes adhere to multiple distinct peptide sequence of laminin. J. Invest. Dermatol. 97, 141−146.
Willecke K., Eiberger J., Degen J., Escardt D., Romualdi A., Guldenagel M., Deutsch U., Sohl G. (2002). Structural and functional diversity of connexin genes in the mouse and human genome. Biol Chem. 383, 725−37.
Wu J.J., Liu R.Q., Lu Y.G., Zhu T.Y., Cheng В., Men X. (2005). Arch. Dermatol. Res. 297, 60−67.
Yang A., Schweitzer R., Sun D., Kaghad M., Walker N., Bronson R" Tabin C., Sharpe A., Caput D., Crum C., McKeon F. (1999). P63 is essential for regenerative proliferation in limb, craniofacial and epithelial developmet. Nature 398, 714−718.
Yang J.S., Lavker R.M., Sun T.-T. (1993). Upper human hair follicle contains a subpopulation of keratinocytes with superior in vitro proliferative potential, J. Invest, Dermatol. 101, 652−659.
Zegers M.M., O’Brien L.E., Yu W., Datta A., Mostov K.E. (2003). Epithelial polarity and tubulogenesis in vitro. Trends Cell Biol. 13, 169−76.
Zeigler M.E., Dutcheshen N.T., Gibbs D.F., Varani J. (1996). Growth factor-induced epidermal invasion of the dermis in human skin organ culture: expression and role of matrix metalloproteinases. Invasion Metastasis 16, 11−18.
Zimmermann S., Voss M., Kaiser S., Kapp U., Waller C.F., Martens U.M. (2003). Lack of telomerase activity in human mesenchymal stem cells. Leukemia 17, 1146−1149.
Zuk P.A., Zhu M., Ashjian P., De Ugarte D.A., Huang J.I., Mizuno H., Alfonso Z.C., Fraser J.K., Benhaim P., Hedrick M.H. (2002). Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Mol. Biol. Cell. 13, 4279−4295.
Zuk P.A., Zhu M., Mizuno H., Huang J., Futrell J.W., Katz A.J., Benhaim P., Lorenz H.P., Hedrick M.H. (2001). Multilineage cells from adipose tissue: implication for cell-based therapies. Tissue Eng. 7, 211−228.

Заполнить форму текущей работой