Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Модели расчета стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов с ДНК

Диссертация: Модели расчета стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов с ДНК
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Созданы модели, описывающие зависимость стабильности комплементарных комплексов МО от их нуклеотидного состава, природы, числа вводимых ненуклеотидных вставок и типа модифицированного динуклеотидного фрагмента, а так же способности олигонуклеотидов формировать внутримолекулярные комплексы. Определены унифицированные термодинамические параметры, характеризующие эффективность формирования элементов… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • 1. Модельные представления для предварительного расчета стабильности ДНК/ДНК комплексов олигонуклеотидов (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)
    • 1. 1. Термодинамическое описание формирования ДНК/ДНК комплексов олигонуклеотидов. Модельные представления
      • 1. 1. 1. Термическая стабильность комплексов олигонуклеотидов
      • 1. 1. 2. Зависимость термодинамических параметров формирования комплексов олигонуклеотидов (АН" и AS") от температуры
      • 1. 1. 3. Компенсационный эффект энтальпии и энтропии
    • 1. 2. Модели расчета стабильности комплексов олигонуклеотидов
      • 1. 2. 1. «Физическая» модель
      • 1. 2. 2. Модель ближайших соседей
      • 1. 2. 3. Составление баз данных и параметризация комплексов олигонуклеотидов в приближении модели ближайших соседей
    • 1. 3. Термодинамические параметры формирования комплексов с нарушениями
      • 1. 3. 1. Внутридуплекспые нуклеотидные несоответствия (внутренние мисматчи)
      • 1. 3. 2. Нуклеотидные несоответствия на конце дуплексной структуры (концевые мисматчи)
      • 1. 3. 3. Последовательно идущие нуклеотидные несоответствия (тандемные мисматчи)
      • 1. 3. 4. Однонуклеотидные нависания
      • 1. 3. 5. Нуклеотидные выпетливания
      • 1. 3. 6. Одноцепочечные разрывы в структуре двойной спирали ДНК
      • 1. 3. 7. Синтетические модификации
    • 1. 4. Влияние факторов внешней среды на комплексообразующие свойства олигонуклеотидов
      • 1. 4. 1. Влияние ионной силы раствора на комплексообразующие свойства нуклеиновых кислот
      • 1. 4. 2. Модель малых лигапдов
      • 1. 4. 3. Модель малых лигандов в применении к олигонуклеотидам
      • 1. 4. 4. Модели полиэлектролитов
      • 1. 4. 5. Модель конденсации противоионов
      • 1. 4. 6. Модель Пуассона-Больцмана
      • 1. 4. 7. Модель сильно связанных ионов
      • 1. 4. 8. Методы молекулярной динамики и Монте-Карло для определения эффектов связанных с влиянием катионов па стабильность комплексов НК
      • 1. 4. 9. Полу эмпирические модели расчета влияния катионов на стабильность комплексов НК
      • 1. 4. 10. Сравнение моделей, описывающих влияние ионной силы раствора на стабильность комплексов олигонуклеотидов

Модели расчета стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов с ДНК (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Олигонуклеотиды — короткие, синтетические фрагменты нуклеиновых кислот (НК) — в настоящее время широко используют в качестве молекулярных инструментов для изучения различных биохимических процессов, протекающих с участием НКспецифических зондов в системах ДНК-диагностикипри создании ген-направленных биологически активных препаратов [1]. Относительно недавно продемонстрирована возможность использования олигонуклеотидов как строительных блоков при формировании разнообразных наноструктур, обладающих заранее заданными геометрическими характеристиками [2, 3]. Столь обширная область применения обусловлена способностью олигонуклеотидов образовывать прочные двухцепочечные комплексы при реализации комплементарного взаимодействия между двумя олигомерами.

Для эффективного использования олигонуклеотидов необходимо проводить направленный выбор их структуры, обеспечивающий заранее заданные гибридизацион-ные свойства, т. е. необходимо располагать моделями по предварительному расчету стабильности комплексов олигонуклеотидов с НК. В литературе представлены модели, позволяющие производить такой расчет для нативных НК в различных буферных условиях [4 — 10].

Однако не всегда удается подобрать нативные олигонуклеотиды, удовлетворяющие требованиям экспериментов. Так, например, для более эффективного проведения гибридизацонного анализа необходимо увеличить стабильность дуплексных структур, не изменяя их нуклеотидную последовательность, задаваемую целевой НК. Существует возможность проводить такое изменение за счет увеличения длины олигонуклеотидных зондов, однако это приводит, как правило, к нежелательному появлению дополнительных вторичных структур и снижению специфичности их взаимодействия с выявляемой последовательностью. Поэтому для улучшения их свойств, в том числе гибридизаци-онных, в структуру олигомеров вводят различные модификации (см. например, [11 -14]). Так появились «скованные», пептидил-НК и ряд других производных. Кроме того, модифицированные производные могут проявлять устойчивость к ДНК-процессирующим ферментам, что повышает их устойчивость, как в живых системах, так и в условиях лабораторных системах анализа [14]. Однако данный аспект имеет и отрицательный характер — невозможность использования таких модификаций в системах, работающих с участием ферментативных реакций.

Дополнительным положительным эффектом введения модификаций в структуру олигомера может являться специфический выбор комбинации нативных и модифицированных нуклеотидов в олигонуклеотидных зондах, что позволяет сделать эффективность гибридизации близкой друг к другу у достаточно большого набора проб с исходно различной стабильностью. Данная возможность позволяет использовать набор различных зондов одновременно в устройствах параллельного анализа НК, например, при работе с биочипами [15].

Олигонуклеотиды, содержащие ненуклеотидные вставки, которые дестабилизируют дуплексные структуры, в некотором смысле являются наиболее оптимальными с точки зрения регуляции стабильности и взаимодействия с ферментами.

Введение

не-нуклеотидной вставки в центральную часть последовательности позволяет регулировать стабильность таких дуплексных структур, в то время как концевые участки остаются незатронутыми, что обеспечивает сохранение эффективности взаимодействия модифицированных олигомеров с ферментативными системами [16 — 17].

Ранее было предложено вводить ненуклеотидные вставки на основе этиленглико-лей и декандиолов в углеводофосфатный остов для регуляции гибридизационных свойств олигонуклеотидов [12, 16, 17]. Было показано, что при их использовании в диагностических тест-системах повышается специфичность сигнала при гибридизацион-ном анализе ДНК с использованием ферментативных систем [12]. Для оптимального выбора таких олигонуклеотидных зондов необходимо проводить предварительный расчет стабильности их комплексов.

Целью данной работы является построение модели расчета стабильности ДНК/ДНК комплексов олигонуклеотидов (величин энтальпии (АН°), энтропии (AS°), свободной энергии Гиббса (AG°37) комплексообразования и температуры плавления (Тпл) дуплексов), содержащих различные ненуклеотидные вставки в стандартных условиях (1М NaCI, рН ~ 7) и расширение прогностической способности данной модели на случай использования буферных растворов с различной концентрацией противоионов, в том числе при конкурентном связывании нескольких типов катионов с ДНК.

Для этого необходимо решить следующие задачи:

1) провести систематическое исследование физико-химических свойств (структуры, кинетических и термодинамических параметров комплексообразования) олигонуклеотидных производных, содержащих ненуклеотидные вставки на основе на основе 3-гидрокси-2(гидроксиметил)-тетрагидрофуран-3-фосфата (TF), олигоэтиленгликолей: бис-, тетракис-, гексакис-(этиленгликоль) фосфатов (DEG, TEG, HEG) — или олигомеги-лендиолов: 5-гидрокси-пентил-1- и 10-гидроксидецил-1-фосфатов (PD и DD) и их повторов;

2) разработать модели, которые позволят проводить предварительный расчет стабильности модифицированных комплексов в стандартных условиях;

3) исследовать влияние ионной силы раствора на комплексообразующие свойства модифицированных олигомеров и построить модель, которая даст возможность проводить предварительный расчет стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов, в том числе, в случае присутствия нескольких типов противоионов в растворе (например, катионов натрия и магния).

выводы.

Разработаны подходы для расчета стабильности ДНК/ДНК комплексов, образованных с участием производных олигонуклеотидов, несущих в структуре углеводофосфатного остова ненуклеотидные вставки на основе 3-гидрокси-2(гидроксиметил)-тетрагидрофуран-3-фосфата (TF), олигоэтиленгликолей: бис-, тетракис-, гексакис-(этиленгликоль) фосфатов (DEG, TEG, HEG) — или олигометилендиолов: 5-гидрокси-пентил-1- и 10-гидроксидецил-1-фосфатов (PD и DD) и их повторов (мостиковых олигонуклеотидов, МО).

1. Проведены физико-химические исследования комплексообразования МО с ДНК в стандартных буферных условиях (1 М NaCl, нейтральные значения рН). Методом кругового дихроизма продемонстрировано, что дуплексы, образованные как нативными, так и мостиковыми олигонуклеотидами с ДНК имеют В-форму двойной спирали. Методом термической денатурации определены величины термодинамических эффектов, вызванных введением ненуклеотидной вставки, в зависимости от природы вставки, её длины, числа вставок, типа модифицированного динуклеотидного шага спирали ДНК. Методом остановленной струи выявлено, что дестабилизирующий эффект вставки, симбатно связанный с контурной длиной ненуклеотидного фрагмента, обусловлен возрастанием константы скорости диссоциации дуплекса.

2. Созданы две базы данных, содержащие величины температур плавления и термодинамические параметры образования комплексов (ДН°, AS° и AG°37) мостиковых и не-модифицированных, контрольных олигонуклеотидов с ДНК как экспериментально определенных, так и представленных в литературе. В базу I включены наборы данных, характеризующих стабильность нативных (311 наборов) и содержащих вставку на основе фос-фодиэфира диэтиленгликоля (DEGi) (64 набора) комплексов олигонуклеотидов в стандартных буферных условиях. В базу II включены 2215 наборов данных, характеризующих стабильность комплексов нативных и мостиковых олигонуклеотидов с ДНК при различных концентрациях NaCl (0.01 — 1.022 М), а так же при конкурентном связывании с ДНК катионов натрия и магния (0.001 М < [ MgCb] < 0.3 М).

3. Созданы модели, описывающие зависимость стабильности комплементарных комплексов МО от их нуклеотидного состава, природы, числа вводимых ненуклеотидных вставок и типа модифицированного динуклеотидного фрагмента, а так же способности олигонуклеотидов формировать внутримолекулярные комплексы. Определены унифицированные термодинамические параметры, характеризующие эффективность формирования элементов структуры комплексов МО. Показано, что с их использованием средняя величина ошибки расчета температуры плавления комплексов нативных и мостиковых олигонуклеотидов в стандартных условиях составляет 1.0 и 1.3 °С, соответственно.

4. Предложено новое модельное представление, описывающее зависимость стабильности ДНК/ДНК комплексов от ионной силы раствора, не только в случае связывания одного типа противоионов с ДНК (например, Na+), но и при конкурентном связывании ка.

4″ л-К тионов (например, Na и Mg). Установлены характеристические параметры модели, определены их величины. Показано, что в исследованном диапазоне буферных условий с использованием полученных параметров средняя величина ошибки расчета температуры плавления комплексов нативных и мостиковых олигонуклеотидов, вне зависимости от ионной силы раствора, составляет менее 2.3 °С.

5. На основе разработанных модельных представлений и установленных количественных характеристик создан прототип программного обеспечения (Visual Basic for MS Excel), позволяющий, исходя из первичной структуры нативных и мостиковых олигонуклеотидов, рассчитывать стабильность формируемых ДНК/ДНК комплексов при различных концентрациях нуклеотидных компонентов в широком диапазоне буферных условий ([NaCl]: 0.01−1.022 М- [MgCl2]: 0.001−0.3 М) при нейтральных значениях рН.

3.4 Заключение.

В данной работе проведено детальное исследование свойств мостиковых олигонуклеотидов. Получены данные, которые позволяют проводить предварительный расчет стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов, несущих вставки на основе олиго-этиленгликолей в различных буферных условиях, что в дальнейшем позволит направлено конструировать олигомерные производные с заранее заданными свойствами.

Разработаны методы учета внутримолекулярных структур олигонуклеотидов при определении термодинамических и кинетических характеристик формирования межмолекулярные комплексов.

На основании проделанной работы создан прототип программного обеспечения, с помощью которого можно проводить расчет стабильности комплексов нативных и мостиковых олигонуклеотидов (с использованием приближения БС и унифицированных термодинамических инкрементов, характеризующих дестабилизирующий эффект введения ненуклеотидной вставки (DEGj)) в различных буферных условиях (с использованием расширенной модели конденсации противоионов).

Приведем пример расчета стабильности комплекса олигонуклеотидов, один из которых содержит ненуклеотидные вставки. Рассчитаем термодинамические параметры формирования данного комплекса 5'-АССААА^ ^AGCTG*DEGl^CAG-37 5'-CTGCAGCTTTTGGT3' при концентрации катионов Na+ 100 шМ и Mg2+ 10тМ. В этом случае, энергию комплексообразования можно представить как сумму унифицированных инкрементов и ряда поправок, характеризующих структурные факторы и наличие ненуклеотидных вставок, одна их которых на основе гексаэтиленгликоля:

ACCAAA (HEGl)AGCTG (DEG')CAG^C СС СА АА АА АА AG GC СТ.

TGGTTT—TCGAC—GTC ~ TG GG GT ТТ ТТ ТТ ТС CG GA.

TG GC СА AG A G А (ВЩ) A G (degi)c + + + + + + + (HEG) + + po/y (c/A)+(DEG).

AC CG GT ТС T С T—T С—G.

Используя величины унифицированных инкрементов в стандартных условиях (таблица 31), рассчитаем энтальпию и энтропию комплексообразования:

— АН" = 8.80 + 7.76 + 7.38 + 7.46 + 7.46 + 7.46 + 5.78 +10.02 + 5.78 + 7.38 +10.02 + 7.38 + +5.78 + 0.84 + 2.73 +10.59 + 0 + 2.54−2.22 +1.80= 114.74.

— AS" =23.63 + 19.63 + 19.57 + 21.03 + 21.03 + 21.03 + 14.68 + 25.65 + 14.68 + 19.57 + 25.65 + 19.57 +.

14.68 + 5.5 + 11.17 + 39.26 -(1184*ln (21)-2280)/310.15 +11.35−4.47 + 2.97=321.91.

При вычислении величины энтропии комплексообразования использовали формулу (138), для рсчета дестабилизирующего эффекта вставки на основе (HEGi) (выражение, записанное в скобках).

Таким образом, величина свободной энергии в соответствии с (4) при 37 °C составляет -14.88 ккал/моль, а температура плавления, в соответствии с (7), в стандартных условиях (1М Na+) составляет 56.9 °С при концентрации олигонуклеотидов 10 мкМ.

Теперь пересчитаем стабильность комплекса в новых буферных условиях: 100 шМ Na+ и ЮшМ Mg2+. Рассчитаем электростатическую энергию в стандартных и в новых условиях комплексообразования, и вычтя из второго первое, найдем поправку необходимую для расчета стабильности комплекса в новых условиях.

Количество участков связывания задается формулами (155) — (156).

ЬА =13.(1 + <С -0.5) +С + 2-L0™ =14.7 LB = 13(1 + -0.5) + =13.7.

Lab = 26 • (1 + • 0.5) + Z,*7 + 2 • Llf1 = 27.4 (163).

Здесь принято, что две вставки ((DEGi) и (HEGi)) вносят в эффективное число сайтов связывания одинаковый вклад, так как имеют по одному фосфатному остатку в своем составе.

Количество катионов, связывающихся с одноцепочечным и двухцепочечным состояниями, будет равняться: it" +.

AkAW (Na+). LA (B){Na+).Ak°-W-^i —- = 4 72 (164).

Na*)-[Na+] +КЩ)-[M82*} ^.

A kA (B) (Mg2+). LAW{Mg"yisk°-^W] -. 5.62 (165).

AnAB (Na+) = Lab (А^).Д^-*-= 4J7 (166).

A nAB WgH = Lab (Mg2+>An^-^-^ = 6.08 (167).

Таким образом, число дополнительно связывающихся катионов натрия и магния при ком-плексообразовании будет: Ап^ = АпАВ СNa+) — (AkA{Na+) + AkB{Na+)) = 0.04.

AnMglt = АпАВ (Mg2+) — (AkA{Mg1+) + AkB{Mg2+)) = 0.46 (168).

AS", =R-ln{ [Na*]"™' [Mg2+f^) = -4.44 кал (170).

J моль • К.

В стандартных условиях (1М Na+) AS" , — 0 .

В соответствии с уравнением (154), пересчитывая температуру плавления, получаем величину 52.7 °С.

Таким образом, общий алгоритм расчета стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов может быть представлен в виде схемы приведенной на рисунке 44.

Рисунок 44. Блок-схема для расчета стабильности комплексов олигонуклеотидов в различных буферных условиях.

Данный алгоритм был использован при создании прототипа программного обеспечения для расчета стабильности комплексов, содержащих ненуклеотидные вставки на основе фосфодиэфира диэтиленгликоля, в различных буферных условиях. На рисунке 45 представлено изображение интерфейса прототипа программы для рсчета стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов в различных буферных условиях, а ее программный код приведен в приложении 7.

Решая обратную задачу: поиска олигонуклеотидной последовательности с предварительно заданной стабильностью, например, методом перебора последовательностей, мож.

Файл Правка £ид Всгевка Фориат Сервис Данные Окно £правка Adobe PDF w — *> - ?-}ii 7°°- - ^ c — «- * ч с — = % .ч л л • о» — д •.

R2C14 — fx иеткомплемен врнси псс1едсвэ кгьноии г 1 1 J «5 „1? и. ii и j.“ и 11 17 gLg 5 53 Cujtqjl BCtJ 5 — -„3 |li"4″) И tT"r-}"] M 'За) М (Ч^ L 4S, а .1 Us 3"oS*lt. ТмШ „U г“ Be“ Li».

CTC*jC 5t it" I? ? $DC ts 0 (шее it" «ilj It» la i t. {^^^^^^пхтарзкм поса<�до>атсп"хост.

Рисунок 45. Изображение интерфейса прототипа программы для рсчета стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов в различных буферных условиях. но выбирать олигонуклеотиды с заранее заданными комплексообразующими свойствами.

Примером такой задачи может служить подбор олигонуклеотидного зонда для системы детекции специфической НК. Исходными данными являются известная последовательность анализируемого участка ДНК и условия, при которых будет проводиться гиб-ридизационный анализ. Необходимо найти последовательность олигонуклеотида, который максимально эффективно связывается с ДНК-матрицей, т. е. обеспечить заданную Тпл комплекса.

Для реализации подхода к решению данной задачи в полном объеме необходимо проводить дополнительные исследования по эффективности образования комплексов с нуклеотидными несоответствиями мостиковых олигонуклеотидов. Кроме того, нужно определить параметры эффективности/неэффективности взаимодействия олигомеров. Исследования на данную тему сейчас проводятся в нашей лаборатории.

Таким образом, данная задача является многопараметрической. Для ее решения необходимо создать теоретические основы направленного выбора нуклеогидной последовательности, так как метод прямого перебора олигонуклеотидных зондов с большим объемом варьируемых параметров, таких как, длина, последовательность олигонуклеотидов, использование тандемных комплексов, введение ненуклеотидных вставок в различные положения, характеристики ненуклеотидных вставок и т. д., требует большого количества машинного времени даже на современных компьютерах. Тем не менее, данный подход может быть осуществлен за счет распараллеливания процессов и использования кластерных компьютерных систем для вычислений.

Исследования по оптимизации и созданию алгоритмов выбора олигонуклеотидных зондов также проводятся в нашей лаборатории Бионанотехнологии ИХБФМ СО РАН. Объединение этой работы с представленными здесь результатами, позволит эффективно создавать олигонуклеотидные зонды с заранее заданными свойствами.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Heidenreich О., Sczakiel G. Oligonucleotides. In: Encyclopedia of molecular cell biology and molecular medicine, 2nd edition. /Ed. By Meyers R. A. //Wiley-VCH Verlag GmbH&Co. KGaA, Weinheim. 2005. V. 9. P. 413−433.
  2. Brucale M., Zuccheri G., Samori B. Mastering the complexity of DNA nanostructures. // Trends Biotechnol. 2006. V. 24. № 5. p. 235−243.
  3. Rothemund P.W. Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns. //Nature. 2006. V. 440. № 7082. P. 297−302.
  4. Gray D.M., Tinoco I. Jr. A new approach to the study of sequence-dependent properties of polynucleotides. //Biopolymers. 1970. V. 9. P. 223−244.
  5. Breslauer K.J., Frank R., Dlocker H., Marky L.A. Predicting DNA duplex stability from the base sequence. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. № 11. P. 3746−3750
  6. Ponnuswamy P.K., Gromiha M.M. On the conformational stability of oligonucleotide duplexes and tRNA molecules. // J. Theor. Biol. 1994. V. 169. P. 419−432.
  7. Sundaralingam M., Ponnuswamy P.K. Stability of DNA duplexes with Watson-Crick base pairs: a predicted model. // Biochemistry. 2004. V. 43. № 51. P. 16 467−16 476.
  8. Owczarzy R., You Y., Moreira B.G., Manthey J.A., Huang L., Behlke M.A., Walder J.A. Effects of sodium ions on DNA duplex oligomers: improved predictions of melting temperatures. // Biochemistry. 2004. V. 43. № 12. P. 3537−3554.
  9. Owczarzy R, Moreira B. G., You Y., Behlke M. A., Walder J. A. Predicting stability of DNA duplexes in solutions containing magnesium and monovalent cations. // Biochemistry. 2008. V. 47. № 19. P. 5336−5353.
  10. Tan Z.J., Chen S.J. Nucleic acid helix stability: effects of salt concentration, cation valence and size, and chain length. // Biophys. J. 2006. V. 90. № 4. P. 1175−1190.
  11. McTigue P.M., Peterson R.J., Kahn J.D. Sequence-dependent thermodynamic parameters for locked nucleic acid (LNA)-DNA duplex formation. // Biochemistry. 2004. V. 43. № 18. P. 5388−405.
  12. Д.В., Иванова E.M., Пышная И. А., Зарытова В. Ф. Способ выявления ана-ли-зируемой последовательности ДНК. // Заявка на патент № 2 003 125 398, приоритет от 27 августа 2003.
  13. Shabih S., Sajjad К., Arif A. Peptide nucleic acid (PNA) — a review. // J. Chem. Tech. & Biotech. V. 81. № 6. P. 892−899.
  14. Ahlborn C., Siegmund K., Richert C. Isostable DNA. // J. Am. Chem. Soc. 2007. V. 129. № 49. P. 15 218−15 232.
  15. Marcotte E.R., Srivastava L.K., Quirion R. DNA microarrays in neuropsychopharmacol-ogy. // Trends Pharmacol. Sci. 2001. V. 22. № 8. P. 426−436.
  16. Rumney S. IV, Kool E.T. Structural Optimization of Non-Nucleotide Loop Replacements for Duplex and Triplex DNAs. // J. Am. Chem. Soc. 1995. V. 117. № 21. P. 5635−5646.
  17. Gao H., Chidambaram N., Chen B.C., Pelham D.E., Patel R., Yang M., Zhou L., Cook A., Cohen J.S. Double-stranded cyclic oligonucleotides with non-nucleotide bridges. // Bio-con-jug. Chem. 1994. V. 5. № 5. P. 445−453.
  18. В. Принципы структурной организации нуклеиновых кислот. // М.: Мир, 1987.
  19. Ч., Шиммел П. Биофизическая химия. // М.: Мир, 1984. Т. 1,2,3.
  20. Luo R., Gilson H.S., Potter M.J., Gilson M.K. The physical basis of nucleic acid base stack-ing in water. // Biophys. J. 2001. V. 80. № 1.P. 140−148.
  21. Crothers D.M., Zimm B.H. Theory of the melting transition of synthetic polynucleotides: evaluation of the stacking free energy. // J. Mol. Biol. 1964. V. 9. P. 1−9.
  22. Calladine C.R. Mechanics of sequence-dependent stacking of bases in B-DNA. // J. Mol. Biol. 1982. V. 161. № 2. P. 343−352.
  23. SantaLucia J. Jr., Hicks D. The thermodynamics of DNA structural motifs. // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2004. V. 33. P. 415−440.
  24. Allawi H.T., SantaLucia J. Jr. Thermodynamics and NMR of internal GT mismatches in DNA. // Biochemistry. 1997. V. 36. № 34. p. 10 581−10 594.
  25. Breslauer K.J. Metods for obtaining thermodynamic data on oligonucleotide transition. In: Thermodynamic data for bio-chemistry and biotechnology, Chapter 15. /Ed. Hinz H.-J. // Berlin, Heidelberg, New York, Tokyo: Springer-Verlag. 1986. P. 402−427.
  26. Privalov P.L., Ptitsyn O.B., Birshtein T.M. Determination of stability of the DNA double he-lix in an aqueous medium. // Biopolymers. 1969. V. 8. P. 559 -571.
  27. Rouzina I., Bloomfleld V.A. Heat capacity effects on the melting of DNA. 1. General aspects. //Biophys. J. 1999. V. 77. № 6. P. 3242−3251.
  28. Jelesarov I., Bosshard H.R. Isothermal titration calorimetry and differential scanning calo-rimetry as complementary tools to investigate the energetics of biomolecular recognition. //J. Mol. Recognit. 1999.V. 12. № 1. P. 3−18.
  29. Marky L.A., Blumenfeld K.S., Kozlowski S., Breslauer K.J. Salt-dependent conformational transitions in the self-complementary deoxydodecanucleotide d (CGCAATTCGCG): evi-dence for hairpin formation. // Biopolymers. 1983. V. 22. № 4. P. 1247−1257.
  30. Owczarzy R. Melting temperatures of nucleic acids: Discrepancies in analysis. // Biophys Chem. 2005. V. 117. № 3. P. 207−215.
  31. Tikhomirova A., Taulier N., Chalikian T.V. Energetics of nucleic acid stability: the effect of DeltaCP. // J Am Chem Soc. 2004. V. 126. № 50. P. 16 387−16 394.
  32. Rouzina I., Bloomfield V.A. Heat capacity effects on the melting of DNA. 2. Analysis of nearest-neighbor base pair effects. // Biophys. J. 1999. V. 77. № 6. P. 3252−3255.
  33. Wu P., Nakano S., Sugimoto N. Temperature dependence of thermodynamic properties for DNA/DNA and RNA/DNA duplex fonnation. // Eur. J. Biochem. 2002. V. 269. № 12. P. 2821−2830.
  34. Petersheim M., Turner D.H. Base-Stacking and Base-Pairing Contributions to Helix Sta-bil-ity: Thermodynamics of Double-Helix Formation with CCGG, CCGGp, CCGGAp, ACCGGp, CCGGUp, and ACCGGUp. // Biochemistry. 1983. V. 22. № 2. P. 256−263.
  35. Patel D.J., Hilbers C.W. Proton nuclear magnetic resonance investigations of fraying in dou-ble-stranded d-ApTpGpCpApT in H20 solution. // Biochemistry. 1975. V. 14. № 12. P. 2651−2656.
  36. Petruska J., Goodman M.F., Boosalis M.S., Sowers L.C., Cheong C., Tinoco I. Jr. Com-pari-son between DNA melting thermodynamics and DNA polymerase fidelity. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. V. 85. № 17. P. 6252−6256.
  37. Liu L., Guo Q.X. Isokinetic Relationship, Isoequilibrium Relationship, and Enthalpy-Entropy Compensation. // Chem. Rev. 2001. V. 101. № 3. P. 673−695.
  38. Lumry R. Uses of enthalpy-entropy compensation in protein research. // Biophys. Chem. 2003. V. 105. № 2−3. P. 545−557.
  39. Breslauer K.J., Remeta D.P., Chou W.Y., Ferrante R., Curry J., Zaunczkowski D., Snyder J.G., Marky L.A. Enthalpy-entropy compensations in drug-DNA binding studies. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84. № 24. P. 8922−8926.
  40. Comish-Bowden A. Enthalpy-entropy compensation: a phantom phenomenon. // J. Bio-sci. 2002. V. 27. № 2. P. 121−126.
  41. Petruska J., Goodman M.F. Enthalpy-entropy compensation in DNA melting thermodynamics. // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. № 2. P. 746−750.
  42. Sharp K. Entropy-enthalpy compensation: fact or artifact? // Protein Sci. 2001. V. 10. 3. P. 661−667.
  43. Starikov E.B., Norden B. Enthalpy-entropy compensation: a phantom or something useful?//Phys. Chem. B. 2007. V. 111. № 51. P. 14 431−14 435.
  44. Freier S.M., Kierzek R., Jaeger J.A., Sugimoto N., Caruthers M.H., Neilson Т., Turner D.H. Improved free-energy parameters for predictions of RNA duplex stability. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. № 24. P. 9373−9377.
  45. Gromiha M.M. Structure based sequence dependent stiffness scale for trinucleotides: a direct method. // J. Biol. Phys. 2000. V. 26. № 1. P. 43−50.
  46. Halgren T.A. Representation of van der Waals (vdW) interactions in molecular mechanics force fields: potential form, combination rules, and vdW parameters. // J. Am. Chem. Soc. 1992. V.114. P. 7827−7843.
  47. Cieplak, P., Cornell, W. D., Bayly, C., and Kollman, P. A. Application of the multi-molecule and multiconformational RESP methodology to biopolymers: charge derivation for DNA, RNA and proteins.//J. Comput. Chem. 1995. V. 16. № 11. P. 1357−1377.
  48. Sugimoto N., Nakano S., Yoneyama M., Honda K. Improved thermodynamic parameters and helix initiation factor to predict stability of DNA duplexes. //Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. № 22. P. 4501−4505.
  49. Gray D.M. Derivation of nearest-neighbor properties from data on nucleic acid oligomers. I. Simple sets of independent sequences and the influence of absent nearest neighbors. // Bio-polymers. 1997. V. 42. № 7. P. 783−793.
  50. Gray D.M. Derivation of nearest-neighbor properties from data on nucleic acid oligomers. II. Thermodynamic parameters of DNA: RNA hybrids and DNA duplexes. // Biopolymers. 1997. V. 42. № 7. P. 795−810.
  51. Gray D.M., Hamilton F.D., Vaughan M.R. The analysis of circular dichroism spectra of natu-ral DNAs using spectral components from synthetic DNAs. // Biopolymers. 1978. V. 17. № 1. P. 85−106.
  52. Goldstein R.F., Benight A.S. How many numbers are required to specify sequence-dependent properties of polynucleotides. // Biopolymers 1992. V. 32. № 12. P. 1679−1693.
  53. Owczarzy R., Vallone P.M., Gallo F.J., Paner T.M., Lane M.J., Benight A.S. Predicting se-quence-dependent melting stability of short duplex DNA oligomers. // Biopolymers. 1997. V. 44. № 3. P. 217−239.
  54. Nakano S., Kanzaki Т., Sugimoto N. Influences of Ribonucleotide on a Duplex Con-forma-tion and Its Thermal Stability: Study with the Chimeric RNA-DNA Strands. // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. № 4. P. 1088−1095.
  55. Doktycz M.J., Morris M.D., Dormady S.J., Beattie K.L., Jacobson K.B. Optical melting of 128 octamer DNA duplexes. Effects of base pair location and nearest neighbors on thermal stability. // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. № 15. P. 8439−8445.
  56. SantaLucia J. Jr. A unified view of polymer, dumbbell and oligonucleotide DNA nearest-neighbor thermodynamics. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. № 4. P. 1460−1465.
  57. Hud N.V., Plavec J. A unified model for the origin of DNA sequence-directed curvature. // Biopolymers. 2003. V. 69. № 1. P. 144−158.
  58. Mathews D. IL, Sabina J., Zuker M., Turner D.H. Expanded sequence dependence of thermo-dynamic parameters improves pre-diction of RNA secondary structure. // J. Mol. Biol. 1999. V. 288. № 5. P. 911−940.
  59. Allawi H.T., SantaLucia J. Jr. Nearest-neighbor thermodynamics of internal AC mismatches in DNA sequence dependence and pH effects. // Biochemistry 1998. V. 37. № 26, P. 9435−9444.
  60. Allawi H.T., SantaLucia J. Jr. Nearest neighbor thermodynamic parameters for internal GA mismatches in DNA. // Biochemistry. 1998. V. 37. № 8. P. 2170−2179.
  61. Allawi H.T., SantaLucia J. Jr. Thermodynamics of internal CT mismatches in DNA. // Nu-cleic Acids Res. 1998. V. 26. № 11. P. 2694−2701.
  62. Peyret N., Seneviratne P.A., Allawi H.T., SantaLucia J. Jr. Nearest-neighbor thermody-nam-ics and NMR of DNA sequences with internal АА, CC, GG, and TT mismatches. // Biochemistry. 1999. V. 38. № 12. P. 3468−3477.
  63. Bommarito S., Peyret N., SantaLucia J. Jr. Thermodynamic parameters for DNA sequences with dangling ends. // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. № 9. P. 1929−1934.
  64. Ke S.H., Wartell R.M. Influence of neighboring base pairs on the stability of single base bulges and base pairs in a DNA fragment. // Biochemistry. 1995. V. 34. № 14. P. 4593−4600.
  65. Santa-Lucia J. Jr., Peyret N. Method and system for predicting nucleic acid hybridization thermodynamics ans computer-readeble storage medium for use therein. // US Patent application publication. № US 2003/224 357 AI. Pub. Date: Dec. 4. 2003.
  66. Pyshnyi D.V., Ivanova E.M. The influence of nearest neighbours on the efficiency of coaxial stacking at contiguous stacking hybridization of oligodeoxyribonucleotides. // Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2004. V. 23. № 6−7. P. 1057−1064.
  67. Peyret N. Prediction of Nucleic Acid Hybridization: Parameters and Algorithms. // Ph.D. Thesis. Wayne State University, Detroit, MI. 2000.
  68. Bourde’lat-Parks B.N., Wartell R.M. Thermodynamic Stability of DNA Tandem Mismatches. // Biochemistry. 2004. V. 43. № 30. P. 9918−9925.
  69. Ke S.-H., Wartell R.M. The thermal stability of DNA fragments with tandem mismatches at a d (CXYG)• d (CY4X4G) site. // Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. № 4. P. 707−712.
  70. Ebel S., Lane A.N., Brown T. Very stable mismatch duplexes: structural and thermodynamic studies on tandem G. A mismatches in DNA. // Biochemistry. 1992. V. 31. № 48. P. 12 083−12 086.
  71. Chou S.-H., Chin K.-H., Wang A. H.-J. Unusual DNA duplex and hairpin motifs. // Nucleic Acids Res. 2003. V. 31. № 10. P. 2461−2474.
  72. Tanaka F., Kameda A., Yamamoto M., Ohuchi A. Thermodynamic parameters based on a nearest-neighbor model for DNA sequences with a single-bulge loop. // Biochemistry. 2004. V. 43. № 22. P. 7143−7150.
  73. Wang Y.H., Griffith J. Effects of bulge composition and flanking sequence on the kinking of DNA by bulged bases. // Biochemistry. 1991. V. 30. № 5. P. 1358−1363.
  74. Feig M., Zacharias M., Pettitt B.M. Conformations of an adenine bulge in a DNA oc-tamer and its influence on DNA structure from molecular dynamics simulations. // Biophys. J.2001. V. 81. № 1. P. 352−370.
  75. Д.В., Иванова E.M. Термодинамические параметры коаксиального стэ-кинга при гибридизации олигодезоксирибонуклеотидов встык. // Изв. АН. Сер. хим.2002. № 7. С. 1057−1066.
  76. Protozanova Е., Yakovchuk P., Frank-Kamenetskii M.D. Stacked-unstacked equilibrium at the nick site of DNA. // J. Mol. Biol. 2004. V. 342. № 3. p. 775−785.
  77. Yakovchuk P., Protozanova E., Frank-Kamenetskii M.D. Base-stacking and base-pairing contributions into thermal stability of the DNA double helix. // Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. № 2. P. 564−574.
  78. Pyshnyi D.V., Goldberg E.L., Ivanova E.M. Efficiency of coaxial stacking depends on the DNA duplex structure. // J. Biomol. Struct. Dyn. 2003. V. 21. № 3. P. 459−468.
  79. Vasiliskov V.A., Prokopenko D.V., Mirzabekov A.D. Parallel multiplex thermodynamic analysis of coaxial base stacking in DNA duplexes by oligodeoxyribonucleotide microchips. //Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. № Ц. p. 2303−2313.
  80. Fotin A.V., Drobyshev A.L., Proudnikov D.Y., Perov A.N., Mirzabekov A.D. Parallel ther-modynamic analysis of duplexes on oligodeoxyribonucleotide microchips. // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. № 6. P. 1515−1521.
  81. Watkins N.E. Jr, SantaLucia J. Jr. Nearest-neighbor thermodynamics of deoxyinosine pairs in DNA duplexes. //Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. № 19. P. 6258−6267.
  82. Geci I., Filichev V.V., Pedersen E.B. Synthesis of twisted intercalating nucleic acids possessing acridine derivatives. Thermal stability studies. // Bioconjug. Chem. 2006. V. 17. № 4. P. 950−957.
  83. Boczkowska M., Guga P., Stec W.J. Stereodefined phosphorothioate analogues of DNA: relative thermodynamic stability of the model PS-DNA/DNA and PS-DNA/RNA complexes. //Biochemistry. 2002. V. 41. № 41. P. 12 483−12 487.
  84. Xu Y., Kino K., Sugiyama H. The conformational study of two carbocyclic nucleosides: why carbocyclic nucleic acids (CarNAs) form more stable duplexes with RNA than DNA does. // J. Biomol. Struct. Dyn. 2002. V. 20. № 3. P. 437−446.
  85. Schlegel M.K., Peritz A.E., Kittigowittana K., Zhang L., Meggers E. Duplex formation of the simplified nucleic acid GNA. // Chembiochem. 2007. V. 8. № 8. P. 927−932.
  86. Martin F.H., Castro M.M., Aboul-ela F., and Tinoco I. Jr. Base pairing involving deoxyi-nosinc: implications for probe design. // Nucleic Acids Res. 1985.V. 13. № 24. P. 8927−8938.
  87. Petersen M., Nielsen C.B., Nielsen K.E., Jensen G.A., Bondensgaard K., Singh S.K., Ra-jwanshi V.K., Koshkin A.A., Dahl B.M., Wengel J., Jacobsen J.P. The conformations of locked nucleic acids (LNA). // J. Mol. Recognit. 2000. V. 13. № 1. P. 44−53.
  88. Jensen G.A., Singh S.K., Kumar R., Wengel J., Jacobsen J.P. A comparison of the solution structures of an LNA: DNA duplex and the unmodified DNA: DNA duplex. // J. Chem. Soc., Perkin Trans. 2. 2001. P. 1224−1232.
  89. Takiya Т., Seto Y., Yasuda H., Suzuki Т., Kawai K. An empirical approach for thermal sta-bility™ prediction of PNA/DNA duplexes. //Nucleic Acids Symp. Ser. (Oxl). 2004. № 48. P. 131−132.
  90. Giesen U., Kleider W., Berding C., Geiger A., Orum H., Nielsen P.E. A formula for thermal stability™ prediction of PNA/DNA duplexes. // Nucleic Acids Res. 1998.V. 26. № 21. P. 5004−5006.
  91. Almarsson O., Bruice T.C. Peptide nucleic acid (PNA) conformation and polymorphism in PNA-DNA and PNA-RNA hybrids. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. № 20. P. 9542−9546.
  92. Amrane S., Mergny J.L. Length and pH-dependent energetics of (CCG)n and (CGG)n trinu-cleotide repeats. // Biochimie. 2006.V. 88. № 9. P. 1125−1134.
  93. Williams M.C., Wenner J.R., Rouzina I., Bloomfield V.A. Effect of pH on the overstretching transition of double-stranded DNA: evidence of force-induced DNA melting. // Biophys. J. 2001. V. 80. № 2. P. 874−881.
  94. Piskur J., Rupprecht A. Aggregated DNA in ethanol solution. // FEBS Lett. 1995. V. 375. № 3. P. 174−178.
  95. Tarahovsky Y.S., Rakhmanova V.A., Epand R.M., MacDonald R.C. High temperature sta-bilization of DNA in complexes with cationic lipids. // Biophys. J. 2002. V. 82. P. 264 273.
  96. Evstigneev M.P., Mykhina Y.V., Davies D.B. Complexation of daunomycin with a DNA oligomer in the presence of an aromatic vitamin (B2) determined by NMR spectroscopy. // Biophys. Chem. 2005. V. 118. № 2−3. P. 118−127.
  97. Nakano S., Karimata H., Ohmichi Т., Kawakami J., Sugimoto N. The effect of molecular crowding with nucleotide length and cosolute structure on DNA duplex stability. // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. № 44. P. 14 330−14 331.
  98. Gu X.B., Nakano S., Sugimoto N. The effect of the structure of cosolutes on the DNA du-plex formation. //Nucleic Acids Symp. Ser. (Oxf). 2006. V. 50. P. 205−206.
  99. De Xammar Oro J.R., Grigera J.R. On the thermal stability of DNA in solution of mixed solvents. //Journal of Biological Phys. 1995. V. 21. P. 151−154.
  100. Франк-Каменецкий М. Д. Рассмотрение перехода спираль-клубок в гомополимерах методом наиболее вероятного распределения. // Мол. Биол. 1968. Т. 2. Вып. 3. С. 408 419.
  101. Д.Ю., Иванова М. А., Ахрем А. А. Влияние изменения стехиометрии комплекса ДНК-лиганд при тепловой денатурации ДНК на параметры перехода спираль-клубок. // Мол. Биол. 1980. Т. 14. Вып. 6. С. 1281−1288.
  102. В.А., Гладченко Т. О., Галкин В. Л., Волчок И. В., Благой Ю. П. Теории «кон-денсации» и «скрепок» при описании перехода спираль-клубок ДНК: сравнительный анализ. // Биофизика. 1996. Т. 41. Вып. 6. С. 1214−1220.
  103. А.А., Ландо Д. Ю., Крот В. И. Исследование плавления нуклеопротеидов 1. Теория перехода спираль-клубок ДНК в присутствии белков с кооперативным характером взаимодействия при обратимом связывании. // Мол. Биол. 1976. Т. 10. Вып. 6. С. 1332−1340.
  104. А.А., Ландо Д. Ю. Влияние лигапдов с избирательным характером взаимо-дей-ствия на переход спираль-клубок ДНК. // Мол. Биол. 1979. Т. 13. Вып 5. С. 10 981 108.
  105. Anastassopoulou J. Metal-DNA interactions. // J. Mol. Structure. 2003. V. 651−653. P. 19−26.
  106. S., Fujimoto M., Нага H., Sugimoto N. Nucleic acid duplex stability: influence of base composition on cation effects. //Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. № 14. P. 2957−2965.
  107. Korolev N., Lyubartsev A.P., Nordenskiold L. Application of polyelectrolyte theories for analysis of DNA melting in the presence of Na+ and Mg2+ ions. // Biophys. J. 1998. V. 75. № 6. P. 3041−3056.
  108. Owczarzy R., Dunietz I., Behlkc M.A., Klotz I.M., Waldcr J.A. Thermodynamic treatment of oligonucleotide duplex-simplex equilibria. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. V. 100. № 25. P. 14 840−14 845.
  109. Manning G.S. The molecular theory of polyelectrolyte solutions with applications to the electrostatic properties of polynucleotides. // Q. Rev. Biophys. 1978. V. 11. № 2. P. 179−246.
  110. Франк-Каменецкий М.Д., Аншелевич В. В., Лукашин А. В. Полиэлектролитная модель ДНК. // УФН. 1987. Т. 151. Вып. 4. С. 595−618.
  111. Frank-Kamenetskii M.D., Lukashin A.V., Anshelevich V.V. Application of polyelectrolyte theory to the study of the B-Z transition in DNA. // J. Biomol. Struct. Dyn. 1985. V. 3. № 1. P. 35−42.
  112. Korolev N., Lyubartsev A. P., Nordenskiold L. Application of polyelectrolyte theories for analysis of DNA melting in the presence of Na+ and Mg2+ ions. // Biophys. J. 1998. V. 75. №. 6. P. 3041−3056.
  113. Wilson R.W., Rau D.C., Bloomfield V.A. Comparison of polyelectrolyte theories of the binding of cations to DNA. //Biophys. J. 1980. V. 30. №. 2. P. 317−325.
  114. Stigter D. Evaluation of the counterion condensation theory of polyelectrolytes. // Biophys. J. 1995. V. 69. № 2. P. 380−388.
  115. Lyubartsev A.P. Molecular Simulations of DNA Counterion Distributions. // in Dekker En-cyclopedia ofNanoscience and Nanotechnology. 2004. by Marcel Dekker, Inc. P. 21 312 143.
  116. Korolev N., Lyubartsev A.P., Rupprecht A., Nordenskiold L. Competitive binding of Mg (2+), Ca (2+), Na (+), and K (+) ions to DNA in oriented DNA fibers: experimental and Monte Carlo -simulation results. // Biophys. J. 1999. V. 77. № 5. P. 2736−2749.
  117. Feig M., Pettitt B.M. Sodium and chlorine ions as part of the DNA solvation shell. // Biophys. J. 1999. V. 77. № 4. P. 1769−1781.
  118. Д.В. Методы компьютерного эксперимента в теоретической физике. // М.: Наука, 1990.
  119. Quesada-Perez М., Martin-Molina A., Hidalgo-Alvarez R. Simulation of electric double layers undergoing charge inversion: mixtures of mono- and multivalent ions. // Langmuir. 2005. V. 21. № 20. P. 9231−9237.
  120. Schildkraut C., Lifson S.'Dependence of the melting temperature of DNA on salt concen-tra-tion. // Biopolymers. 1965. V. 3. № 2. P. 195−208.
  121. Wetmur J.G. DNA probes: applications of the principles of nucleic acid hybridization. // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 1991. V. 26. № 3−4. P. 227−259.
  122. Frank-Kamenetskii M.D. Simplification of the empirical relationship between melting tem-perature of DNA, its GC content and concentration of sodium ions in solution. // Bio-poly-mers. 1971. V. 10. № 12. P. 2623−2624.
  123. Marmur J., Doty P. Determination of the base composition of deoxyribonucleic acid from its thermal denaturation temperature. // J. Mol. Biol. 1962. V. 5. P. 109−118.
  124. SantaLucia J. Jr., Allawi H.T., Seneviratne P.A. Improved nearest-neighbor parameters for predicting DNA duplex stability. // Biochemistry. 1996. V. 35. № 11. P. 3555−3562.
  125. Mitsuhashi M. Technical Report: Part 1. Basic requirements for designing optimal oligonucleotide probe sequences. // J. Clin. Lab. Anal. 1996. V. 10. № 5. P. 277−284.
  126. Tan Z.J., Chen S.J. RNA helix stability in mixed Na+/Mg2+ solution. // Biophys. J. 2007. V. 92. № 10. P. 3615−3632.
  127. Stein V.M., Bond J.P., Capp M.W., Anderson C.F., Record M.T. Jr. Importance of cou-lom-bic end effects on cation accumulation near oligoelectrolyte B-DNA: a demonstration using 23NaNMR. //Biophys J. 1995. V. 68. № 3. P. 1063−1072.
  128. Handbook of biochemistry and molecular biology: Nucleic Acids. / Ed. Fasman, G.D. // CRC Press. 1975. V. l.P. 589.
  129. Wagner W., Pruss A. The IAPWS Formulation 1995 for the Thermodynamic Properties of Ordinary Water Substance for General and Scientific Use. // J. Phys. Chem. Ref. Data. 2002. V. 31. P. 387−535.
  130. К. Дисперсия оптического вращения // М: Издательство иностранной ли-те-ратуры, 1962.
  131. В.И. Круговой дихроизм и структура комплементарных нуклеиновых кислот. //Молек. биол. 1973. Т. 7. С. 104−140.
  132. Johnson W.C. Jr. Circular dichroism and its empirical application to biopolymers. // Meth-ods Biochem. Anal. 1985. V. 31. P. 61−163.
  133. Cantor C.R., Warshaw M.M., Shapiro H. Oligonucleotide interactions. III. Circular di-chro-ism studies of the conforma-tion of deoxyoligonucleotides. // Biopolymers. 1970. V. 9. № 9. P. 1059−1077.
  134. Warshaw M.M., Cantor C.R. Oligonucleotide interactions. IV. Conformational differences between deoxy- and ribonucleoside phosphates. // Biopolymers. 1970. V. 9. № 9. P. 1079−1103.
  135. Mergny J.L., Lacroix L. Analysis of thermal melting curves. // Oligonucleotides. 2003. V. 13. № 6. P. 515−537.
  136. Tsourkas A., Behlke M.A., Rose S.D., Bao G. Hybridization kinetics and thermodynamics of molecular beacons. // Nucleic Acids Res. 2003. V. 31. № 4. P. 1319−1330.
  137. Duguid J.G., Bloomfield V.A., Benevides J.M., Thomas G.J. Jr. DNA melting investigated by differential scanning calorimetry and Raman spectroscopy. // Biophys J. 1996. V. 71. № 6. P. 3350−3360.
  138. Wemmer D.E., Chou S.H., Hare D.R., Reid B.R. Duplex-hairpin transitions in DNA: NMR studies on CGCGTATACGCG. // Nucleic Acids Res. 1985. V. 13. № 10. P. 37 553 772.
  139. Lokhov S.G., Pyshnyi D.V. Thermodynamic and spectral proper-ties of DNA minidu-plexes with the terminal G-A mispair and 3' or 5' dangling bases. // FEBS Lett. 1997. V. 420. № 2−3. P. 134−138.
  140. Marky L.A., Breslauer K.J. Calculating thermodynamic data for transition of any molecu-larity from equilibrium melting curves. // Biopolymers. 1987. V. 26. № 9. P. 1601−1620.
  141. Vesnaver G., Breslauer К .J. The contribution of DNA single-stranded order to the thermo-dynamics of duplex formation. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V. 88. № 9. P. 3569−3573.
  142. Wu P., Sugimoto N. Transition characteristics and thermodynamic analysis of DNA duplex formation: a quantitative consideration for the extent of duplex association. // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. № 23. P. 4762−4768.
  143. Tataurov A.V., You Y., Owczarzy R. Predicting ultraviolet spectrum of single stranded and double stranded deoxyribonucleic acids. // Biophys Chem. 2008. V. 133. № 1−3. P. 66−70.
  144. И.А. «Мостиковые» олигонуклеотиды как перспектиыные инструменты в онтисенс технологии и ДНК-диагностике // Дис. канд. хим. наук: 02.00.10. Защищена 03.02.06. Утв. 12.05.06. Новосибирск. 2006. 150 е.
  145. Goobes R., Minsky A. Contextual equilibrium effects in DNA molecules. // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. № 19. P. 16 155−16 160.
  146. Gryaznov S.M., Lloyd D.H. Modulation of oligonucleotide duplex and triplex stability via hydrophobic interactions. //Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. № 25. P. 5909−5915.
  147. Letsinger R.L., Chaturvedi S.K., Farooqui F., Salunkhe M. Use of hydrophobic substitu-ents in controlling self-assembly of oligonucleotides. // J. Am. Chem. Soc. 1993. V. 115. № 16. P. 7535−7536.
  148. Ohmichi Т., Nakamuta H., Yasuda K., Sugimoto N. Kinetic Property of Bulged Helix For-mation: Analysis of Kinetic Behavior Using Nearest-Neighbor Parameters. // J. Am. Chem. Soc. 2000. V. 122. № 46. P. 11 286−11 294.
  149. Ying L., Wallace M.I., Klenerman D. Two-state model of conformational fuctuational a DNA hairpin-loop. // Chemical Physics Letters. 2001. V. 334. № 10. P. 145−150.
  150. Williams A.P., Longfellow C.E., Freier S.M., Kierzek R., Turner D.H. Laser Temperature-Jump, Spectroscopic, and Thermodynamic Study of Salt Effects on Duplex Formation by dGCATGCt. // Biochemistry. 1989. V. 28. № Ю. P. 4283−4291.
  151. Reuben J., Shporer M., Gabbay E.J. The Alkali Ion-DNA Interaction as Reflected in the Nuclear Relaxation Rates of Na+ and Rb+. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1975. V. 72. № 1. P. 245−247.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?