Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Прижизненные исследования механизмов реактивной перестройки миелинового нервного волокна

Диссертация: Прижизненные исследования механизмов реактивной перестройки миелинового нервного волокна
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Проведённые исследования впервые на живых миелиновых волокнах выявили комплекс ранних обратимых, реактивных изменений структурных компонентов волокна, продемонстрировав их взаимную зависимость. Впервые представлена полная кинетика функционального значимого процесса обратимых изменений волокна. Исследователями уделяется несправедливо малое внимание насечкам Шмидта-Лантермана, в виду, казалось бы… Читать ещё >

Содержание

  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Строение и реактивная перестройка периферического миелинового нервного волокна
      • 1. 1. 1. История становления представлений о реактивной перестройке нервного волокна
      • 1. 1. 2. Миелиновые насечки Шмидта-Лантермана
      • 1. 1. 3. Реактивные неспецифические изменения миелиновых насечек Шмидта-Лантермана
      • 1. 1. 4. Перехват Ранвье
      • 1. 1. 5. Реактивные изменения перехвата Ранвье
      • 1. 1. 6. Перикарион шванновской клетки
      • 1. 1. 7. Реактивные изменения перикариона шванновской клетки
      • 1. 1. 8. Осевой цилиндр
        • 1. 1. 8. 1. Цитоскелет осевого цилиндра
      • 1. 1. 9. Реактивная перестройка осевого цилиндра
    • 1. 2. Нейроно-глиальные взаимоотношения
    • 1. 3. Осмотические процессы в нервной ткани
  • 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Объект исследования
    • 2. 2. Методика выделения одиночных живых нервных волокон
    • 2. 3. Методика исследования живых нервных волокон в гиптонической среде
    • 2. 4. Методика исследования нервных волокон под воздействием агентов, деполимеризующих цитоскелет
    • 2. 5. Методика электронно-микроскопических исследований
    • 2. 6. ї- Методика исследования нервных волокон в безводных средах
    • 2. 7. Количественный анализ материала
      • 2. 7. 1. Прижизненный количественный анализ
      • 2. 7. 2. Ультраструктурный анализ плотности распределения 61 цитоскелетных структур
    • 2. 8. Установка для компьютерной фазовоконтрастной микроскопии с цейтраферной видеосъёмкой
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 3. 1. Реактивная перестройка интактного живого миелинового волокна при его переживании
    • 3. 2. Неспецифическая реактивная перестройка нервного волокна в гипотонической среде
    • 3. 3. Изменения миелинового волокна при воздействии механической травмы
      • 3. 3. 1. Прижизненные исследования реактивных изменений при механической травме
      • 3. 3. 2. Электронная микроскопия плотности распределения цитоскелетных структур при механической травме
    • 3. 4. Влияние ингибиторов деполимеризации цитоскелета на развитие реактивной перестройки миелинового нервного волокна
    • 3. 5. Исследование реактивной перестройки в безводных средах
      • 3. 5. 1. Реактивная перестройка волокна в среде вазелинового масла
      • 3. 5. 2. Реакция волокна в среде перфтордекалина
  • 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
  • 5. ВЫВОДЫ

Прижизненные исследования механизмов реактивной перестройки миелинового нервного волокна (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность работы. Миелиновое нервное волокно — это уникальный симбиоз отростка нейрона и глиальнй клетки, характеризующийся сложными структурными и функциональными взаимодействиями. Современная литература пополняется всё новыми фактами о видах нейроно-глиальных взаимоотношений в различных отделах нервной системы, но до сих пор многие формы этих коммуникаций остаются не до конца изученными.

Одним из видов взаимодействия аксона и шванновской клетки является реактивная перестройка миелинового нервного волокна, которая представляет собой третью промежуточную форму состояния нервного волокна между его нормальным проявлением и дегенерацией. Реактивные изменения миелинового волокна однотипны при нарушении гомеостаза под действием различных факторов внешней среды и при заболеваниях периферической нервной системы (Hildebrand, Johansson, 1991; Doppler, Werner, Henneges et al., 2012).

Поскольку предыдущими исследователями основное внимание уделялось строению миелинового волокна в статике (Robertson, 1958, бTrapp, Kidd, 2004; Scherer, Arroyo, Peles, 2004), до сих пор остается под вопросом, каким образом в динамике при реактивной перестройке связаны между собой структурные изменения аксона и шванновской клетки. Какую роль они играют в обеспечении неэлектрической функции проводника? Дополнительные исследования требуются для понимания, за счёт каких процессов происходят эти структурные изменения миелинового нервного волокна. Этим мало изученным проблемам посвящена данная диссертационная работа.

Цель и задачи исследования

.

Целью настоящей работы явилось функциональное исследование механизмов реактивной перестройки миелинового нервного волокна и выяснение взаимоотношения осевого цилиндра с миелиновыми структурами глиальной клетки при нарушении гомеостаза под действием факторов внешней среды.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Изучить процесс реактивной структурной кинетикти живого миелинового нервного волокна в растворе Рингера.

2. Исследовать взаимозависимость перестройки аксона и миелиновых структур шванновской клетки при изменении тоничности внешней среды.

3. Изучить нейроно-глиальные взаимоотношения структур волокна при его механическом повреждении.

4. Электронно-мироскопически определить плотность распределения цитоскелетных белковых структур реактивно изменённой аксоплазмы.

5. Исследовать процесс передачи жидкой фракции аксоплазмы между аксоном и глией при реактивной перестройке в водных и безводных средах.

6. Определитьь возможность регуляции интенсивности реактивной перестройки путём изменения осмотического давления аксоплазмы.

Научная новизна исследования.

Проведённые исследования впервые на живых миелиновых волокнах выявили комплекс ранних обратимых, реактивных изменений структурных компонентов волокна, продемонстрировав их взаимную зависимость. Впервые представлена полная кинетика функционального значимого процесса обратимых изменений волокна. Исследователями уделяется несправедливо малое внимание насечкам Шмидта-Лантермана, в виду, казалось бы, их полной изученности. В работе подробно исследованы не известные ранее процессы, приводящие к изменению структуры миелиновых насечек. Кроме того, выявлены и подробно рассмотрены причины, так называемой, «ретракции миелина». Хотя многие работы посвящены изменениям в перехвате Ранвье в виде демиелинизации (Fu, Sun, Shi et al., 2009), в литературе не обсуждаются механизмы «смещения» миелина. Доказано, что функционально значимая варикозная деформация аксона зависит не от набухания, а от его множественного локального сужения при неизменности диаметра волокна. Путём морфометрических исследований впервые показано, что увеличение объёма насечек Шмидта-Лантермана, набухание перехватов Ранвье и перикарионов шванновской клетки связано с транслокацией водной фракции аксоплазмы в структуры миелиновой оболочки. Таким образом, продемонстрирован новый тип функциональных глио-нейрональных взаимоотношений. Впервые выявлена реактивная перестройка волокна в безводных средах. Впервые также предпринята попытка уменьшения степени реактивных изменений травмированного нервного волокна.

Теоретическое и практическое значение работы.

Теоретическое значение диссертации состоит прежде всего в том, что в работе впервые на живых нервных волокнах рассматриваются функциональные механизмы нового типа глио-нейронального взаимодействия. Продемонстрирован взаимосвязанный комплекс всех элементов миелинового волокна, зависимость структурной перестройки сателлитной шванновской клетки от геометрических, пространственных изменений аксона. Значимость работы состоит также в том, что впервые выявлен механизм реактивной перестройки, который заключается в транслокации водной фракции аксоплазмы в глиоплазму шванновской клетки, причём показано, что этот процесс протекает и при полном отсутствии внешней воды, в безводных средах. Изменение геометрических параметров миелинового волокна при обратимой реактивной перестройке также имеет большое значение для понимания его электрофизиологических процессов (Bradley, Jaros, Jenkison, 1977; Shrager, Chiu, Ritchie et al., 1987).

Обнаружение новых механизмов глио-нейрональных взаимоотношений в нервной системе имеют и большое практическое значение, так как определяют направление фармакологического поиска средств терапевтического вмешательства. Проведенные эксперименты показывают, что реактивная перестройка осевого цилиндра волокна не связана с процессами его атрофии или дистрофии организма (Rana, Chopra, Mehtaet et al., 1991), что изменяет представлениея о терапии соответствующих больных. Практически важным представляются также результаты опытов, которые демонстрируют, что развитие реактивных изменений миелиновых волокон, а следовательно, начальный этап их патологии можно затормозить при увеличении осмотического давления коллоида аксоплазмы за счёт деполимеризации его цитоскелета. Структурная диагностика реактивных изменений биопсийного материала может помочь уточнить прогноз и диагноз ряда заболеваний. Имеется даже реальное предложение о существовании судебно-медицинского определения «времени после смерти» по степени реактивных изменений некоторых структур миелинового волокна (Хонны, 1988).

Положенияt выносимые на защиту.

1. В периферическом миелиновом нервном волокне существует такой тип взаимодействия между аксоном и шванновской клеткой, как ранняя, обратимая, неспецифическая реактивная перестройка.

2. Структурные изменения затрагивают все компоненты миелинового нервного волокна и обеспечиваются транслокацией водной фракции из аксона в цитоплазму шванновской клетки.

3. Частично ингибировать реактивную перестройку миелинового волокна возможно с помощью увеличения осмотического давления коллоида аксоплазмы при диссоциации основных цитоскелетных белков.

Апробация материалов диссертации.

Результаты работы были представлены на:

1. Межинститутской конференции молодых ученых, посвященной 100-летию академика В. Н. Черниговского, «Механизмы регуляции и взаимодействия физиологических систем организма человека и животных в процессах приспособления к условиям среды» (Санкт-Петербург — Колтуши, 2007);

2. VI Всероссийской конференции с международным участием, посвященной 50-летию открытия A.M. Уголевым мембранного пищеварения, «Механизмы функционирования висцеральных систем» (Санкт-Петербург, 2008);

3. Научно-практической конференции «Актуальные вопросы клинической и экспериментальной медицины» (Санкт-Петербург, 2008);

4. Конференции молодых учёных, посвященной 85-летию со дня основания Института физиологии им. И. П. Павлова РАН, «Механизмы адаптации физиологических систем организма к факторам среды» (Санкт-Петербург — Колтуши, 2010);

5. II Международной научно-практической конференции «Высокие технологии, фундаментальные и прикладные исследования в физиологии, фармакологии и медицине» (Санкт-Петербург, 2011);

6. VIII Международном междисциплинарном конгрессе «Нейронаука для медицины и психологии» (Судак, 2012);

7. VIII Всероссийской конференции с международным участием, посвящённой 220-летию со дня рождения академика К. М. Бэра, «Механизмы функционирования висцеральных систем» (Санкт-Петербург, 2012).

Публикации, По теме диссертации опубликованы 4 научные статьи в журналах из списка ВАК, 1 статья в академическом сборнике и 7 тезисов:

1. Т. Н. Кокурина. Транслокация воды из осевого цилиндра в структуры миелиновой оболочки нервного волокна (прижизненные морфологические исследования) И Тез. Межинститутской конференции молодых учёных, посвященной 100-летию академика В. Н. Черниговского, «Механизмы регуляции и взаимодействия физиологических систем организма человека и животных в процессах приспособления к условиям среды». — СПб. — 2007. — С. 41.

2. Т. Н. Кокурина, И. Н. Кузнецова, О. С. Сотников, К. Н. Дудкин. Структура миелиновых волокон, переживающих в безводной среде перфтордекалина // Тез. VI Всероссийской конференции с международным участием, посвященной 50-летию открытия A.M. Уголевым мембранного пищеварения, «Механизмы функционирования висцеральных систем». — СПб. — 2008. — С. 89−90.

3. Т. Н. Кокурина. Изменение миелиновых структур живого нервного волокна за счёт воды аксоплазмы // Тез. научно-практической конференции «Актуальные вопросы клинической и экспериментальной медицины». — СПб. — 2008. — С. 50−51.

4. Кокурина Т. Н. Рашевская Ю.В. Прижизненные исследования перехватов Ранвье // Тез. конференции молодых учёных, посвященной 85-летию со дня основания Института физиологии им. И. П. Павлова РАН, «Механизмы адаптации физиологических систем организма к факторам среды». — СПб. — 2010. — С. 54−55.

5. Сотников О. С., Кокурина Т. Н. Соловьёва И.А., Сергеева С. С. Ранние реактивные изменения области узловых перехватов миелиновой оболочки нервных волокон (прижизненное исследование) // Морфология. — 2011. — Т. 139, № 3. — С. 46−50. (Sotnikov O.S., Kokurina T.N. Solov’eva I.A., Sergeeva S.S. Early Reactive Changes at Myelin.

Sheaths Gaps (nodes of Ranvier) of Nerve Fibers (a supravital study) // Neurosc. Behav. Physiol. — 2012. — V. 42, № 7. — P. 775−779).

6. Сотников O.C., Кокурина Т. Н. Кузнецова И.Н., Васягина Н. Ю. Транслокация воды из осевого цилиндра в структуры миелиновой оболочки нервного волокна // Бюлл. экспер. биол. и мед. — 2011. — Т. -151, № 6. — С. 705−708. (Sotnikov O.S., Kokurina T.N., Kuznetsova I.N., Vasyagina N.Y. Water translocation from the axial cylinder to myelin sheath structures of the nerve fiber // Bull. Exp. Biol. Med. — 2011. — V. 151, № 6. -P. 757−760).

7. Сотников O.C., Васягина Н. Ю., Кокурина Т. Н. Аксиальный цитоскелетный тяж — динамическая структура осевого цилиндра // Альманах. — М.: ЗАО Ретиноиды. — 2011. — Вып. 32. — С. 88−97.

8. Кокурина Т. Н., Краснова Т. В. Зависимость реакции набухания насечек Шмидта-Лантермана миелинового нервного волокна от F-актиновых филаментов // Сб. науч. статей II Международной научно-практической конференции «Высокие технологии, фундаментальные и прикладные исследования в физиологии, фармакологии и медицине». — СПб. — 2011. — Т. 2. — С. 205−207.

9. Васягина Н. Ю., Сотников О. С., Кокурина Т. Н., Краснова Т. В. Сократительная активность живых изолированных нейронов и попытка её ингибирования с помощью цитохалазина В II Бюлл. экспер. биол. и мед. — 2013. -Т. 155, № 2. — С. 251−254.

Ю.Кокурина Т. Н., Сотников О. С. Феномен транслокации воды из аксона в шванновскую клетку // Материалы VIII Международного междисциплинарного конгресса «Нейронаука для медицины и психологии». — Судак. — 2012. — С. 208−209.

11 .Кокурина Т. Н., Солнушкин С. Д., Чихман В. Н. Состояние цитоскелета при реактивной перестройке нервных волокон // VIII Всероссийская конференция с международным участием, посвященная 220-летию со дня рождения академика K.M. Бэра, «Механизмы функционирования висцеральных систем». — СПб. — 2012. — С. 109−110.

12.Кокурина Т. Н., Сотников О. С., С. А. Новаковская, A.C. Егоров, Р. В. Кожевец, С. Д. Солнушкин, В. Н. Чихман. Взаимозависимость изменений нейрона и шванновской клетки в процессе реактивной перестройки миелинового волокна // Морфология. — 2013. — Т. 143. — №. 2.-С. 35−42.

Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, пяти глав с изложением экспериментальных результатов, обсуждения результатов, выводов и списка литературы. Работа содержит 205 страниц. Из них — 79 рисунков, 8 схем и 2 таблицы.

Список литературы

включает 371 источник: 36 отечественных и 335 зарубежных.

5. ВЫВОДЫ.

1. Реактивные структурные изменения периферических миелиновых нервных волокон на внешние воздействия являются ранней, обратимой и неспецифической перестройкой, включающей в себя единый комплекс, который состоит из набухания и расслоения миелиновых насечек Шмидта-Лантермана и перехвата Ранвье, обводнения перикариона шванновской клетки и варикозной деформации осевого цилиндра.

2. Отсутствие общего набухания волокна в гипотоническом растворе при набухании миелиновых насечек за счёт локального уменьшения объёма осевого цилиндра свидетельствует о возможной транслокации обводнённой фракции аксоплазмы в глиоплазму шванновской клетки.

3. Механизм перемещения обводнённой фракции аксоплазмы в глиоплазму включает адгезию белковых цитоскелетных структур с увеличением их агрегации вплоть до формирования аксиального пучка, соответствующее отмешивание жидкой фракции и падение осмотического давления аксоплазмы и транслокацию воды в глиоплазму по градиенту осмотического давления.

4. Регуляция степени реактивной перестройки волокон возможна с помощью изменения осмотического давления аксоплазмы путём фрагментации белковых цитоскелетных структур деполимеризующими их агентами.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Богданова JI. A, Маевский Е. И., Сенина Р. Я, Пушкин С. Ю., Аксёнова О. Г., Иваницкий Г. Р. Краткий обзор клинического применения перфторана // Рос. Биомед. Жур. 2007, — Т. 2. — Ст. 5. — С. 30−36.
  2. И.В., Штрыголь С. Ю. Ренальные и нейропротектроные эффекты перфторана на модели токсического поражения почек у крыс // Рос. Биомед. Жур. 2004. — Т. 5. — Ст. 36. — С. 136−139.
  3. Ю.М. Клетка как архитектурное чудо: I. Живые нити // Соросовский обр. Жур.- 1996. № 2. — С. 36−43.
  4. Л., Марков С. Математически модел на передаването в холинергичен синапс // Строение и функции на мозъка. София: Изд-во на БАН, 1979. Кн. 2. — С. 30−40.
  5. Ю.Я. Структурные и метаболические проявления функций нейрона. М.: Наука, 1974. — 207 с.
  6. И.И. О миелинизации периферических мякотных нервных волокон // Бюлл. ВИЭМ. 1935. — Вып. 8. — С. 27−32.
  7. Э., Сотников С. С., Сергеева С. С., Делева Д., Филчев А., Султанов Б. Реакция аксонов предшествует демиелинизации в экспериментальных моделях рассеянного склероза // Морфология. -2002.-№ 5.-С. 54−59.
  8. И.Н. Биодоступность и биоэквивалентность эмульсий перфторуглеродов разного состава в комплексной терапии критических состояний // Общая реаниматология. 2007. — Т. 3, № 3/1. -С. 17−34.
  9. А.И. Динамическое поведение белков в водной среде и их функции. Л.: Наука, 1980. — 271 с.
  10. .И. Морфология антагонистической иннервации в автономной нервной системе и методы ее исследования // Теория строения вегетативной нервной системы. М.-Л., 1939. — С. 13−83.
  11. Жд. Г., Мартин А. Р., Валлас Б. Дж., Фукс П. А. От нейрона к мозгу. М.: ЛКИ, 2008. — 672 с.
  12. H. Н., Медникова Ю. С., Воронков Д. Н., Худоерков Р. М., Копытова Ф. В. Глиальные сателлиты как источник дополнительного энергоснабжения нейронов при повышении частоты импульсной активности // Морфология. 2012. — Т. 141, № 1. — С.33−38.
  13. И.С. Протеолитические ферменты актиномицетов. М.: Наука, 1976. — 60 с.
  14. А., Палей С., Уэбстер Г. Ультраструктура нервной системы. -М.: Мир, 1972.- 176 с.
  15. С.А., Айвазова Д. Х., Сметанина Н. С., Аксенова О. Г., Байдун JI.B. Мембранопротективное действие перфторана на эритроциты здоровых и больных наследственными мембранопатиями // Рос. Биомед. 2004. — Т. 5. — Ст. 54. — С. 178−180.
  16. Рамон-и-Кахаль С. Автобиография (воспоминания о моей жизни). -М.: Медицина, 1985. 269 с.
  17. C.B., Сотников О. С., Ходоров Б. И. Сравнительный анализ морфологических и физиологических характеристик перехвата Ранвье // Нейрофизиол. 1978. — Т. 10, № 4. — С. 400−406.
  18. А.И. Глия и её роль в нервной деятельности. СПб.: Наука. -1993.-351 с.
  19. О.С. Динамика структуры живого нейрона. JL: Наука, 1985. — 225 с.
  20. О.С. Статика и структурная кинетика живых асинаптических дендритов. СПб: Наука, 2008. — 397 с.
  21. О.С. Функциональная морфология живого мякотного нервного волокна. Л.: Наука, 1976. — 99 с.
  22. О.С., Скибо Г. Г., Кулешова Т. Ф. Ультраструктурные данные о синаптической, рецепторной и проводящей функциях перехватов Ранвье // Нейрогистология. 1984. — Т. 16, № 4. — С. 546 549.
  23. Дж.М., Шилдс Д. Молекулярная биология клетки. Руководство для врачей: Пер. с англ. / Под ред. И. Б. Збарского. М.: Бином-Пресс, 2012. — 256 с.
  24. JI.B., Панченко Г. В., Царёв A.B., Анищенко A.A. Современные возможности внутрилёгочного применения перфторорганических соединений в лечение синдрома острого лёгочного повреждения // Рос. Биомед. Жур. 2004. — Т. 5. — Ст. 67. -С. 210−211.
  25. O.A. Строение и реактивные изменения нервов мышц голени в онтогенезе: Дис. канд. мед. наук: 03.00.11. Д., 1988. — 186 с.
  26. П., Сомеро Дж. Стратегия биохимической адаптации. М.: Мир, 1977. — 398 с.
  27. Шмидт-Ниельсен К. Физиология животных: Пер. с англ. М.: Мир, 1982. — Т. 1−2.
  28. Р., Тевс Г. Физиология человека. М.: Мир, 2007. — Т. 1. — 323 с.
  29. В. А., Сотников О. С., Карнаухов В. Н. Использование интерференционного микроскопа «Перавал интерфако» для исследования структуры живых нервных клеток // Йенское обозрение. 1980, № 3. -С. 113−115.
  30. Abrahams Р.Н., Day A., Allt G. The node of Ranvier in early Wallerian degeneration: a freeze-fracture study // Acta Neuropathol. 1981. — Vol. 54,№ 2.-P. 95−100.
  31. Alanne M.H., Pummi K., Heape A.M., Grenman R., Peltonen J., Peltonen S. Tight junction proteins in human Schwann cell autotypic junctions // Histochem. Cytochem. 2009. — Vol. 57, № 6. — P. 523−529.
  32. Amiry-Moghaddam M., Ottersen O.P. The molecular basis of water transport in the brain // Nature Reviews Neuroscience. 2003. — Vol. 4, № 12.-P. 991−1001.
  33. Amos L.A. Brain dynein crossbridges microtubules into bundles // Cell Sci. 1989. — Vol. 93, № 1. — P. 19−28.
  34. Andersen E.F., Asuri N.S., Halloran M.C. In vivo imaging of cell behaviors and F-actin reveals LIM-HD transcription factor regulation of peripheral versus central sensory axon development // Neural. Dev. 2011.- Vol. 6. P. 27.
  35. Aylsworth A., Jiang S.X., Desbois A., Hou S.T. Characterization of the role of full-length CRMP3 and its calpain-cleaved product in inhibiting microtubule polymerization and neurite outgrowth // Exp. Cell Res. 2009.- Vol. 315, № 16. P. 2856−2868.
  36. Baas P.W., Sharma V. Cell migration: katanin gives microtubules a trim // Curr. Biol. 2011. — Vol. 21, № 9. — P. 302−304.
  37. Bahceci S., Aluclu M.U., Canoruc N., Bahceci M., Akkus M., Baran S., Gokalp D., Akbalik M.E. Ultrastructural evaluation of the effects of cinnamon on the nervus ischiadicus in diabetic rats // Neuroscis. 2009. -Vol. 14, № 4.-P. 338−342.
  38. Bampton E.T., Taylor J.S. Effects of Schwann cell secreted factors on PC12 cell neuritogenesis and survival // Neurobiol. 2005. — Vol. 63, № 1. — P. 29−48.
  39. Bay V., Butt A.M. Relationship between glial potassium regulation and axon excitability: a role for glial Kir4.1 channels // Glia. 2012. — Vol. 60, № 4.-P. 651−660.
  40. Bearer E.L., Reese T.S. Association of actin filaments with axonal microtubule tracts //Neurocytol. 1999. — V. 28, № 2. — P. 85−98.
  41. Benfenati V., Ferroni S. Water transport between CNS compartments: functional and molecular interactions between aquaporins and ion channels // Neurosci. 2010. — Vol. 168, № 4. — P. 926−940.
  42. Berger B. L, Gupta R. Demyelination secondary to chronic nerve compression injury alters Schmidt-Lanterman incisures // Anat. 2006. -Vol. 209, № l.-P. 111−118.
  43. Bergersen L.H. Is lactate food for neurons? Comparison of monocarboxylate transporter subtypes in brain and muscle // Neurosci. -2007. Vol. 145, № 1. — P. 11−19.
  44. Bin J.M., Leong S.Y., Bull S.-J., Antel J.P., Kennedy T.E. Oligodendrocyte Precursor Cell Transplantation into Organotypic Cerebellar Shiverer Slices: A Model to Study Myelination and Myelin Maintenance // PLoS One. 2012. — Vol. 7, № 7. — P. e41237.
  45. Bird M.M. Microtubule—synaptic vesicle associations in cultured rat spinal cord neurons // Cell Tissue Res. 1976. — Vol. 168, № 1. — P.101−115.
  46. Bird M.M., Lieberman A.R. Microtubule fascicles in the stem processes of cultured sensory ganglion cells // Cell Tissue Res. 1976. — Vol. 169, № 1. -P. 41−47.
  47. Birse S.C., Bittner G.D. Regeneration of giant axon in earth-worms // Brain Res. 1976. — Vol. 113. P. 575−581.
  48. Boiko T., Rasband M.N., Levinson S.R., Caldwell J.H., Mandel G., Trimmer J.S., Matthews G. Compact myelin dictates the differential targeting of two sodium channel isoforms in the same axon // Neuron. -2001. Vol. 30, № 1. — P. 91−104.
  49. Bortner C.D., Scoltock A.B., Sifre M.I., Cidlowski J.A. Osmotic stress resistance imparts acquired anti-apoptotic mechanisms in lymphocytes // Biol. Chem. 2012. — Vol. 287, № 9. — P. 6284−6295.
  50. Bowley M.P., Cabral H., Rosene D.L., Peters A. Age changes in myelinated nerve fibers of the cingulate bundle and corpus callosum in the rhesus monkey // Comp. Neurol. 2010. — Vol. 518, № 15. — P. 3046−3064.
  51. Boyle M.E., Berglund E.O., Murai K.K., Weber L., Peles E., Ranscht B. Contactin orchestrates assembly of the septate-like junctions at the paranode in myelinated peripheral nerve // Neuron. 2001. — Vol. 30, № 2. — P. 385−397.
  52. Bradley W.G., Jaros E., Jenkison M. The nodes of Ranvier in the nerves of mice with muscular dystrophy // Neuropathol. Exp. Neurol. 1977. — Vol. 36, № 5. — P. 797−806.
  53. Brimijoin S., Olsen J., Rosenson R. Comparison of the temperature-dependence of rapid axonal transport and microtubules in nerves of the rabbit and bullfrog // Physiol. 1979. — Vol. 287. — P. 303−314.
  54. Buchthal F., Carlsen F., Behse F. Schmidt-Lanterman clefts: a morphometric study in human sural nerve // Am. Anat. 1987. — Vol. 180, № 2.-P. 156−160.
  55. Campana W.M. Schwann cells: activated peripheral glia and their role in neuropathic pain // Brain Behav Immun. 2007. — Vol. 21, № 5. — P. 522 527.
  56. Campbell G.R., Ohno N., Turnbull D.M., Mahad D.J. Mitochondrial changes within axons in multiple sclerosis: an update // Curr. Opin. Neurol. 2012. — Vol. 25, № 3. — P. 221−230.
  57. Cerecedo D., Cisneros B., Mondragon R., Gonzalez S., Galvan I.J. Actin filaments and microtubule dual-granule transport in human adhered platelets: the role of alpha-dystrobrevins // Br. J. Haematol. 2010. — Vol. 149, № i.-p. 124−136.
  58. Chalfie M., Thomson J.N. Organization of neuronal microtubules in the nematode Caenorhabditis elegans // Cell Biol. 1979. — Vol. 82, № 1. — P. 278−289.
  59. Chaudhry V., Cornblath D.R. Wallerian degeneration in human nerves: serial electrophysiological studies // Muscle Nerve. 1992. — Vol. 15, № 6. — P. 687−693.
  60. Chiu S.Y., Ritchie J.M. Evidence for the presence of potassium chanels in the paranodal region of acutely demyelinated mammalian single nerve fibres //Physiol. 1981. — Vol. 313. — P. 415−437.
  61. Chiu S.Y., Schwarz W. Sodium and potassium currents in acutely demyelinated internodes of rabbit sciatic nerves // Physiol. 1987. — Vol. 391. P. 631−649.
  62. Coleman M.P., Perry V.H. Axon pathology in neurological disease: a neglected therapeutic target // Trends Neurosci. 2002. — Vol. 25, № 10. -P. 532−537.
  63. Cornet M., Lambert I.H., Hoffmann E K. Relation between cytoskeleton, hypo-osmotic treatment and volume regulation in Ehrlich ascites tumor cells // Membr. Biol. 1993. — Vol. 131, № 1. — P. 55−66.
  64. Court F.A., Midha R., Cisterna B.A., Grochmal J., Shakhbazau A., Hendriks W.T., Van Minnen J. Morphological evidence for a transport of ribosomes from Schwann cells to regenerating axons // Glia. 2011. — Vol. 59,№ 10.-P. 1529−1539.
  65. Craig A.M., Jareb M., Banker G. Neuronal polarity // Curr. Opin. Neurobiol. 1992. — Vol. 2, № 5. — P. 602−606.
  66. Craner M.J., Lo A.C., Black J.A., Waxman S.G. Abnormal sodium channel distribution in optic nerve axons in a model of inflammatory demyelination // Brain. 2003. — Vol. 126, № Pt 7. — P. 1552−1561.
  67. Crehan H., Hardy J., Pocock J. Microglia, Alzheimer’s disease, and complement // Int. J. Alzheimers Dis. 2012. — Vol. 2012. — P. 983 640.
  68. Dent E.W., Merriam E.B., Hu X. The dynamic cytoskeleton: backbone of dendritic spine plasticity // Curr. Opin. Neurobiol. 2011. — Vol. 21, № 1. -P. 175−181.
  69. Dogiel A.S. Zwei Arten sympathischer Nervenzellen // Anat. Anz. 1896. -Vol. 11.-P. 679−87.
  70. Droz B., Di Giamberardino L., Koenig H.L. Contribution of axonal transport to the renewal of myelin phospholipids in peripheral nerves. I. Quantitative radioautographic study // Brain Res. 1981. — Vol. 219, № 1. -P. 57−71.
  71. Doppler K., Werner C., Henneges C., Sommer C. Analysis of myelinated fibers in human skin biopsies of patients with neuropathies // Neurol. -2012. Vol. 259, № 9. — P. 1879−1887.
  72. Dubovy P. Wallerian degeneration and peripheral nerve conditions for both axonal regeneration and neuropathic pain induction // Ann. Anat. -2011. Vol. 193, № 4. — P. 267−275.
  73. Dupree J.L., Mason J.L., Marcus J.R., Stull M., Levinson R., Matsushima G.K., Popko B. Oligodendrocytes assist in the maintenance of sodium channel clusters independent of the myelin sheath // Neuron Glia Biol. -2004. Vol. 1, № 3. — P. 179−192.
  74. Dyck P.J., Lais A.C., Giannini C., Engelstad J.K. Structural alterations of nerve during cuff compression // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1990. -Vol. 87, № 24. — P. 9828−9832.
  75. Elkomoss S.G., Pape A. Calculation of transmission coefficients for some permeant molecules in human red cell and resting axolemma squid axon membranes // Biochem. Biophys. Methods. 2007. — Vol. 70, № 3. -P. 525−530.
  76. Erskine C.A. Relative sensitivity of acoustic nerve glia and Schwann cells in vitro to UV microirradiation // Acta Otolaryngol. 1959. — Vol. 50, № 3−4. — P. 278−286.
  77. Erttirk A., Hellal F., Enes J., Bradke F. Disorganized microtubules underlie the formation of retraction bulbs and the failure of axonal regeneration // Neurosci. 2007. — Vol. 27, № 34. — P. 9169−9180.
  78. Eschbach J., Dupuis L. Cytoplasmic dynein in neurodegeneration // Pharmacol. Ther. 2011. — Vol. 130, № 3. — P. 348−363.
  79. Eshed Y., Feinberg K., Poliak S., Sabanay H., Sarig-Nadir O., Spiegel I., Bermingham J.RJr., Peles E. Gliomedin mediates Schwann cell-axon interaction and the molecular assembly of the nodes of Ranvier // Neuron. -2005. Vol. 47, № 2. — P. 215−229.
  80. Esmond W.G., Smith A. The structure of adult peripheral myelinated nerve fibers as revealed by phase microscope // Exp. Cell Res. 1958. -Vol. 14, № 2. — P.430−433.
  81. Fairless R., Williams S.K., Hoffmann D.B., Stojic A., Hochmeister S., Schmitz F., Storch M.K., Diem R. Preclinical retinal neurodegeneration in a model of multiple sclerosis // Neurosci. 2012. — Vol. 32, № 16. — P. 5585−5597.
  82. Faller E.M., Brown D.L. Modulation of microtubule dynamics by the microtubule-associated protein la // Neurosci. Res. 2009. — Vol. 87, № 5. -P. 1080−1089.
  83. Faller E.M., Villeneuve T.S., Brown D.L. MAPla associated light chain 3 increases microtubule stability by suppressing microtubule dynamics // Mol. Cell Neurosci. 2009. — Vol. 41, № 1. — P. 85−93.
  84. Falnikar A., Tole S., Baas P.W. Kinesin-5, a mitotic microtubule-associated motor protein, modulates neuronal migration // Mol. Biol. Cell. -2011.-Vol. 22, № 9.-P. 1561−1574.
  85. Feigin I., Budzilovich G.N. An axoplasmic component of the Schmidt-Lanterman deformation // Neuropathol. Exp. Neurol. 1980. -Vol. 39, № 4. — P. 403−408.
  86. Ferhat L. Potential role of drebrin a, an f-actin binding protein, in reactive synaptic plasticity after pilocarpine-induced seizures: functional implications in epilepsy // Int. J. Cell Biol. 2012. — Vol. 2012. — P. 474 351.
  87. Fernandez P., Pullarkat P. A. The Role of the Cytoskeleton in Volume Regulation and Beading Transitions in PC 12 Neurites // Biophys. 2010. -Vol. 99, № 11. — P. 3571−3579.
  88. Fernandez-Valle C., Gorman D., Gomez A.M., Bunge M.B. Actin plays a role in both changes in cell shape and gene-expression associated with Schwann cell myelination // Neurosci. 1997. — Vol. 17, № 1. — P. 241−250.
  89. Fischer L.R., Glass J.D. Axonal degeneration in motor neuron disease // Neurodegener. Dis. 2007. — V. 4, № 6. — P. 431−442.
  90. Folkeson E., Bergstag E. Fixierung mit formalin von versciedener konzentration // Ztschr. anat.-mirk. Forsch. 1925. — Bd.2. Pk>¾. — P. 582 597.
  91. Foote A.K., Blakemore W.F. Inflammation stimulates remyelination in areas of chronic demyelination // Brain. 2005. — Vol. 128, № Pt 3. — P. 528−539.
  92. Fressinaud C., Dubas F. Axon cytoskeleton ultrastructure in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy // Muscle Nerve. 2011. -Vol. 44, № 3.-P. 332−339.
  93. Friede R.L., Bischhausen R. The precise geometry of large internodes //Neurol. Sci. 1980. — Vol. 48, № 3. — P. 367−381.
  94. Friede R.L., Ho K.C. The relation of axonal transport of mitochondria with microtubules and other axoplasmic organelles // Physiol. 1977. -Vol. 265,№ 2.-P. 507−519.
  95. Fu Y., Sun W., Shi Y., Shi R., Cheng J.X. Glutamate excitotoxicity inflicts paranodal myelin splitting and retraction // PLoS One. 2009. -Vol. 4, № 8. — P. e6705.
  96. Fukushima N., Furuta D., Tsujiuchi T. Coordinated interactions between actin and microtubules through crosslinkers in neurite retraction induced by lysophosphatidic acid // Neurochem. Int. 2011. — Vol. 59, № 2.-P. 109−113.
  97. Furutani R., Kibayashi K. Morphological alteration and reduction of MAP2-immunoreactivity in pyramidal neurons of cerebral cortex in a rat model of focal cortical compression // Neurotrauma. 2012. — Vol. 29, № 6.-P. 1266−1276.
  98. Gabella G. The structural relations between nerve fibres and muscle cells in the urinary bladder of the rat // Neurocytol. 1995. — Vol. 24, № 3. -P. 159−187.
  99. Gao H., He C., Fang X., Hou X., Feng X., Yang H., Zhao X., Ma T. Localization of aquaporin-1 water channel in glial cells of the human peripheral nervous system // Glia. 2006. — Vol. 53, № 7. — P. 783−787.
  100. Gaudet A.D., Popovich P.G., Ramer M.S. Wallerian degeneration: gaining perspective on inflammatory events after peripheral nerve injury // Neuroinflammation. 2011. — Vol. 8. — P. 110−129.
  101. Gensel J.C., Kigerl K.A., Mandrekar-Colucci S.S., Gaudet A.D., Popovich P.G. Achieving CNS axon regeneration by manipulating convergent neuro-immune signaling // Cell Tissue Res. 2012. — Vol. 349, № l.-P. 201−213.
  102. Georges P.C., Hadzimichalis N.M., Sweet E.S., Firestein B.L. The yin-yang of dendrite morphology: unity of actin and microtubules // Mol. Neurobiol. 2008. — Vol. 38, № 3. — P. 270−284.
  103. Ghabriel M.N., Allt G. The role of Schmidt-Lanterman incisures in Wallerian d egeneration. I. A quantitative teased fibre study // Acta Neuropathol. 1979. — Vol. 48, № 2. — P. 93−93.
  104. Gheshlaghi Z.N., Riazi G.H., Ahmadian S., Ghafari M., Mahinpour R. Toxicity and interaction of titanium dioxide nanoparticles with microtubule protein // Acta Biochim. Biophys. Sin. (Shanghai.) 2008. -Vol. 40, № 9. — P. 777−782.
  105. Gilardini A., Avila R.L., Oggioni N., Rodriguez-Menendez V., Bossi M., Canta A., Cavaletti G., Kiirschner D.A. Myelin structure is unaltered in chemotherapy-induced peripheral neuropathy // Neurotoxicol. 2012. -Vol. 33, № l.-P. 1−7.
  106. Golgi K. Sulle alterazioni degli organe centrali nervosi in un caso di corea gesticolatoria associata ad alienazione mentale // Rivista clin., Bologna. 1874. — Vol. 2a, № 4. — P. 361−377.rr
  107. Golgi K. Uber die pathologische Histologir der Rabies experimentalis 11 Berl. klin. Wochenschr. 1894. — Vol. 31, № 14. — P. 325−331.
  108. Gordon-Weeks P., Gabella G. Degeneration of varicose axons and their phagocytosis by smooth muscle cells // Neurocytol. 1977. — Vol. 6, № 6. -P. 711−721.
  109. Gould R.M., Byrd A.L., Barbarese E. The number of Schmidt-Lanterman incisures is more than doubled in shiverer PNS myelin sheaths //Neurocytol. 1995. — Vol. 24, № 2. — P. 85−98.
  110. Gould R.M., Holshek J., Silverman W., Spivack W.D. Localization of phospholipid synthesis to Schwann cells and axons // Neurochem. 1987. -Vol. 48, № 4.-P. 1121−1131.
  111. Gov N.S. Physical model for the width distribution of axons // Eur. Phys. J. E. Soft. Matter. 2009. — Vol. 29, № 3. — P. 337−344.
  112. Gow A. The claudin 11 gene // Myelin Biology and Disorders // Ed. by R.A. Lazzarini. Amsterdam ets., Elsevier, Academic Press, 2004. -Vol. 1. — P.565−578.
  113. Gozes I., Divinski I. NAP, a neuroprotective drug candidate in clinical trials, stimulates microtubule assembly in the living cell // Curr. Alzheimer. Res. 2007. — Vol. 4, № 5. — P. 507−509.
  114. Griffiths I.R., Kyriakides E., Abrahams S. The distribution of MAG in association with the axonal lesions of canine progressive axonopathy // Neurocytol. 1989. — Vol. 18, № 3. p. 353−358
  115. Gruenenfelder F.I., Thomson G., Penderis J., Edgar J.M. Axon-glial interaction in the CNS: what we have learned from mouse models of Pelizaeus-Merzbacher disease // Anat. 2011. — Vol. 219, № 1. — P. 33−43.
  116. Hahn A.F., Ainsworth P.J., Bolton C.F., Bilbao J.M., Vallat J.M. Pathological findings in the x-linked form of Charcot-Marie-Tooth disease: a morphometric and ultrastructural analysis // Acta Neuropathol. 2001. -Vol. 101,№ 2.-P. 129−139.
  117. Hamon L., Savarin P., Curmi P.A., Pastre D. Rapid assembly and collective behavior of microtubule bundles in the presence of polyamines // Biophys. 2011. Vol. 101, № 1. — P. 205−216.
  118. Hasaka T.P., Myers K.A., Baas P.W. Role of actin filaments in the axonal transport of microtubules // Neurosci. 2004. — Vol. 24, № 50. — P. 11 291−11 301.
  119. Hayashi K., Suzuki A., Hirai S., Kurihara Y., Hoogenraad C.C., Ohno S. Maintenance of dendritic spine morphology by partitioning-defective lb through regulation of microtubule growth // Neurosci. 2011. — Vol. 31, № 34.-P. 12 094−12 103.
  120. Hayashi K., Suzuki A., Ohno S. PAR-1/MARK: a kinase essential for maintaining the dynamic state of microtubules // Cell Struct. Funct. 2012. -Vol. 37, № 1.-P. 21−25.
  121. Haygon P.G., Carmignoto G. Astrocyte control of synaptic transmission and neurovascular coupling // Physiol. Rev. 2006. — Vol. 86, № 3.-P. 1009−1031.
  122. Heinen A., Lehmann H.C., Kiiry P. Negative Regulators of Schwann Cell Differentiation-Novel Targets for Peripheral Nerve Therapies? // Clin. Immunol. 2012. — Vol. 33, № 1. — P. 18−26.
  123. Hildebrand C., Johansson C.S. Nodal spacing in the developing, young adult and aging rat inferior alveolar nerve // Brain Res. Dev. Brain Res. -1991. Vol. 64, № 1−2. — P. 175−181.
  124. Hodeib A., El-Samad Z.A., Hanafy H., El-Latief A.A., El-Bendary A., Abu-Raya A. Nerve growth factor, neuropeptides and cutaneous nerves in atopic dermatitis. // Indian J. Dermatol. 2010. — Vol. 55, № 2. — P. 135 139.
  125. Hodgkin A.L., Huxley A.F. Currents carried by sodium and potassium ions through the membrane of the giant axon of Loligo // Physiol. (Gr. Brit.). 1952. — Vol. 116. — P. 427−506.
  126. Hofer H.O. The Phenomenon of neurosecretion // The structure and function of nervous tissue. New York, London: Academic Press, 1968. -P. 461−513.
  127. Hoffmann E.K., Lambert I.H., Pedersen S.F. Physiology of cell volume regulation in vertebrates // Physiol. Rev. 2009. — Vol. 89, № 1. -P. 193−277.
  128. Holder J., Stampfli R., Tasaki I. Role of the potential wave spreading along myelinated fibre in excitation and conduction // Physiol. 1952. -Vol. 170.-375−385.
  129. Horresh I., Bar V., Kissil J.L., Peles E. Organization of myelinated axons by Caspr and Caspr2 requires the cytoskeletal adapter protein 4. IB // Neurosci. 2010. — Vol. 30, № 7. — P. 2480−2489.
  130. Hou S., Nicholson L., van Niekerk E., Motsch M., Blesch A. Dependence of regenerated sensory axons on continuous neurotrophin-3 delivery //Neurosci. 2012. -Vol. 32, № 38. — P. 13 206−13 220.
  131. Hoy R.R., Bitther G.D., Kennedy D. Regeneration in crustacean motoneurons evidence for axonal fusion // Sci. 1977. — Vol. 156. — P. 251 252.
  132. Hu X., Viesselmann C., Nam S., Merriam E., Dent E.W. Activity-dependent dynamic microtubule invasion of dendritic spines // Neurosci.2008. Vol. 28, № 49. — P. 13 094−13 105.
  133. Hu J., Zhou J., Li X., Wang F., Lii H. Schwann cells promote neurite outgrowth of dorsal root ganglion neurons through secretion of nerve growth factor // Indian J. Exp. Biol. 2011.- Vol. 49, № 3. — P. 177−182.
  134. Huang X., Kong W., Zhou Y., Gregori G. Distortion of axonal cytoskeleton: an early sign of glaucomatous damage // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2011. — Vol. 52, № 6. — P. 2879−2888.
  135. Huber G., Matus A. Differences in the cellular distributions of two microtubule-associated proteins, MAPI and MAP2, in rat brain // Neurosci. 1984. — Vol. 4, № 1. — P. 151−160.
  136. Hur E.M., Saijilafu, Lee B.D., Kim S.J., Xu W.L., Zhou F.Q. GSK3 controls axon growth via CLASP-mediated regulation of growth cone microtubules // Genes Dev. 2011. — Vol. 25, № 18. — P. 1968−1981.
  137. Iandiev I., Pannicke T., Hollborn M., Wiedemann P., Reichenbach A., Grimm C., Reme C.E., Bringmann A. Localization ofglial aquaporin-4 and Kir4.1. in the light-injured murine retina // Neurosci. Lett. 2008. — Vol. 434, № 3.-P. 317−321.
  138. Isaev A.V., Chuchkov V.M., Yarygin V.N. Morphology of Schmidt-Lanterman incisures of human shoulder plexus nerves // Z. Mikrosk. Anat. Forsch. 1990. — Vol. 104, № 3. — P. 431−439.
  139. Isaev A.V., Chuchkov V.M., Yarygin V.N. Morphology of Schmidt-Lanterman incisures of human shoulder plexus nerves in ontogenesis // Z. Mikrosk. Anat. Forsch. 1990. — Vol. 104, № 3. — P. 417−430.
  140. Jin L.Q., Zhang G., Pennicooke B., Laramore C., Selzer M.E. Multiple neurofilament subunits are present in lamprey CNS // Brain Res. -2011.-Vol. 1370.-P. 16−33.
  141. Kasischke K.A., Vishwasrao H.D., Fisher P.J., Zipfel W.R., Webb W.W. Neural activity triggers neuronal oxidative metabolism followed by astrocytic glycolysis // Sci. 2004. -Vol. 305, № 5680. — P. 99−103.
  142. Kettenmann H., Verkhratsky A. Neuroglia—living nerve glue // Fortschr. Neurol. Psychiatr. 2011. — Vol. 79, № 10. — P. 588−597.
  143. Kilinc D., Gallo G., Barbee K.A. Mechanical membrane injury induces axonal beading through localized activation of calpain // Exp. Neurol. 2009. — Vol. 219. — P. 553−561.
  144. Kim K.Y., Ju W.K., Hegedus B., Gutmann D.H., Ellisman M.H. Ultrastructural characterization of the optic pathway in a mouse model of neurofibromatosis-1 optic glioma // Neurosci. 2010. — Vol. 170, № 1. — P. 178−188.
  145. King I., Heberlein U. Tao kinases as coordinators of actin and microtubule dynamics in developing neurons // Commun. Integr. Biol. -2011. Vol. 4, № 5. — P. 554−556.
  146. Kitayama M., Ueno M., Itakura T., Yamashita T. Activated microglia inhibit axonal growth through RGMa // PLoS One. 2011. — VI. 6, № 9. -P. e25234.
  147. Koenig E., Kinsman S., Repasky E., Sultz L. Rapid mobility of motile varicosities and inclusions containing alpha-spectrin, actin, and calmodulin in regenerating axons in vitro // Neurosci. 1985. — Vol. 5, № 3. — P. 715 729.
  148. Kohman R.A., Rhodes J.S. Neurogenesis, inflammation and behavior. // Brain Behav. Immun. 2013. — Vol. 27, № 1. — P. 22−32.
  149. Koike H., Iijima M., Sugiura M., Mori K., Hattori N., Ito H., Hirayama M., Sobue G. Alcoholic neuropathy is clinicopathologically distinct from thiamine-deficiency neuropathy // Ann. Neurol. 2003. — Vol. 54,№ l.-P. 19−29.
  150. Kulikov A.N., Bragina T.A., Lepneva S.V., Boiko E.V. Ultrastructure of optic nerve fibers in rabbits after intravitreal infusion of perfluoroorganic compounds // Morfologiia. 2006. — Vol. 129, № 3. — P. 37−40.
  151. Kuznetsov A.V. Modelling active transport in Drosophila unipolar motor neurons // Comput. Methods Biomech. Biomed Engin. 2011. — Vol. 14,№ 12.-P. 1117−1131.
  152. Lang M.A., Gainer H Isoosmotic intracellular regulation as a mechanism of volume control in crab muscle fibers // Comp. Biochem., Physiol. 1969. — Vol. 80. — P.455−456.
  153. Langford G.M., Allen R.D., Weiss D.G. Substructure of sidearms on squid axoplasmic vesicles and microtubules visualized by negative contrast electron microscopy // Cell Motil. Cytoskeleton. 1987. — Vol. 7, № 1. — P. 20−30.
  154. Lascola C.D., Nelson D.J., Kraig R.P. Cytoskeletal actin gates a Cl-channel in neocortical astrocytes // Neurosci. 1998. — Vol. 18, № 5k>. — P. 1679−1392.
  155. Ledeen R.W., Golly F., Haley J.E. Axon-myelin transfer of phospholipids and phospholipid precursors. Labeling of myelin phosphoinositides through axonal transport // Mol. Neurobiol. 1992. -Vol. 6,№ 2−3.-P. 179−190.
  156. Lee A.C., Suter D.M. Quantitative analysis of microtubule dynamics during adhesion-mediated growth cone guidance // Dev. Neurobiol. 2008. — Vol. 68, № 12. — P. 1363−1377.
  157. Letourneau P.C. Differences in the organization of actin in the growth cones compared with the neurites of cultured neurons from chick embryos // Cell Biol. 1983. — Vol. 97, № 4. — P. 963−973.
  158. Levy W.J., Rumpf R., Spagnolia T., York D.H. Model for the study of individual mammalian axons in vivo, with anatomical continuity and function maintained //Neurosurgery. 1985. — Vol. 17, № 3. — P. 459−466.
  159. Levy W.J., Spagnolia T., Rumpf R., York D.H. A method for in vitro enzymatic dissociation of nerve roots and peripheral nerves from adult mammals //Neurosci. 1985. — Vol. 14, № 4. — P. 281−291.
  160. Leugers C.J., Lee G. Tau potentiates nerve growth factor-induced mitogen-activated protein kinase signaling and neurite initiation without a requirement for microtubule binding // Biol. Chem. 2010. — Vol. 285, № 25.-P. 19 125−19 134.
  161. Li J. Hypothesis of double polarization // Neurol. Sci. 2008. — Vol. 275,№ 1−2.-P. 33−36.
  162. Linker R.A., Sendtner M., Gold R. Mechanisms of axonal degeneration in EAE~lessons from CNTF and MHC I knockout mice // Neurol. Sci. 2005. — Vol. 233, № 1−2.- P. 167−172.
  163. Liu M., Nadar V.C., Kozielski F., Kozlowska M., Yu W., Baas P.W. Kinesin-12, a mitotic microtubule-associated motor protein, impacts axonal growth, navigation, and branching // Neurosci. 2010. — Vol. 30, № 44.-P. 14 896−14 906.
  164. Livingston A. Microtubules in the neurosecretory neurones of the posterior pituitary of the rat // Cell Tissue Res. 1977. — Vol. 180, № 2. — P. 253−261.
  165. Lu Y., Li T., Qureshi H.Y., Han D., Paudel H.K. Early growth response 1 (Egr-1) regulates phosphorylation of microtubule-associated protein tau in mammalian brain // Biol. Chem. 2011. — Vol. 286, № 23. -P. 20 569−20 581.
  166. Malchiodi-Albedi F., Perilli R., Formisano G., Scorcia G., Caiazza S. Perfluorodecalin modifies the pattern of cell arrangement and induces loss of neurites in rat retinal cultures // Biomed. Mater Res. 1998. — Vol. 41, № 4. — P. 608−613.
  167. Malkinson G., Spira M.E. Clustering of excess growth resources within leading growth cones underlies the recurrent «deposition» of varicosities along developing neurites // Exp. Neurol. 2010. — Vol. 225. -P. 140−153.
  168. Marrero H., Orkand R.K. Nerve impulses increase glial intercellular permeability // Glia. 1996. — Vol. 16, № 3. — P. 285−289.
  169. Masurovsky E.B., Peterson E.R., Crain S.M., Horwitz S.B. Microtubule arrays in taxol-treated mouse dorsal root ganglion-spinal cord cultures // Brain Res. 1981. — Vol. 217, № 2. — P. 392−398.
  170. Mata M., Alessi D., Fink D.J. S100 is preferentially distributed in myelin-forming Schwann cells // Neurocytol. 1990. — Vol. 19, № 3. — P. 432−442.
  171. Maurin J.C., Couble M.L., Staquet M.J., Carrouel F., About I., Avila J., Magloire H., Bleicher F. Microtubule-associated protein lb, a neuronal marker involved in odontoblast differentiation // Endod. 2009. — Vol. 35, № 7. — P. 992−996.
  172. Medina P.M., Worthen R.J., Forsberg L.J., Brenman J.E. The actin-binding protein capulet genetically interacts with the microtubule motorkinesin to maintain neuronal dendrite homeostasis // PLoS One. 2008. -Vol. 3, № 8. — P. e3054.
  173. Mege R.M., Padilla F., Lambert M., Nicolet M. Cadherins, the development and regeneration of the neuromuscular axis // Pathol. Biol. -1998. Vol. 46, № 10. — P. 796−801.
  174. Meng F., Sachs F. Visualizing dynamic cytoplasmic forces with a compliance-matched FRET sensor // Cell Sci. 2011. — Vol. 124, № pt 2. -P. 261−269.
  175. McVicker D.P., Chrin L.R., Berger C.L. The nucleotide-binding state of microtubules modulates kinesin processivity and the ability of Tau to inhibit kinesin-mediated transport // Biol. Chem. 2011. — Vol. 286, № 50. — P. 42 873−42 880.
  176. Michelot A., Costanzo M., Sarkeshik A., Boone C., Yates J.R., Drubin D.G. Reconstitution and protein composition analysis of endocytic actin patches // Curr. Biol. 2010. — Vol. 20, № 21. — P. 1890−1899.
  177. Mierzwa A., Shroff S., Rosenbluth J. Permeability of the paranodal junction of myelinated nerve fibers // Neurosci. 2010. — Vol. 30, № 47. -P. 15 962−15 968.
  178. Minieri L., Pivonkova H., Caprini M., Harantova L., Anderova M., Ferroni S. The inhibitor of volume regulated anion channels DCPIBactivates TREK potassium channels in cultured astrocytes // Br. J. Pharmacol. 2013. — Vol. 168, № 5. — P. 1240−1254.
  179. Miron V.E., Kuhlmann T., Antel J.P. Cells of the oligodendroglial lineage, myelination, and remyelination // Biochim. Biophys. Acta. 2011. -Vol. 1812, № 2.-P. 184−193.
  180. Michailov G.V., Sereda M.W., Brinkmann B.G., Fischer T.M., Haug B., Birchmeier C., et al. Axonal neuregulin-1 regulates myelin sheath thickness // Sci. 2004. — Vol. 304. — P. 700−703.
  181. Michelot A., Costanzo M., Sarkeshik A., Boone C., Yates J.R., Drubin D.G. Reconstitution and protein composition analysis of endocytic actin patches // Curr. Biol. 2010. — V. 20, № 21. — P. 1890−1899.
  182. Miyasaka T., Sato S., Tatebayashi Y., Takashima A. Microtubule destruction induces tau liberation and its subsequent phosphorylation // FEBS Lett. 2010. — Vol. 584, № 14. — P. 3227−3232.
  183. Mongin A.A., Aksentsev S.L., Rakovich A.A., Okun' N.M., Konev S.V., Orlov S.N. Osmotic regulation of the sodium pump in rat brain synaptosomes // Biofizika. 1992 — Vol. 37, № 5. — P. 950−956.
  184. Mongin A.A., Orlov S.N. Mechanisms of cell volume regulation and possible nature of the cell volume sensor // Pathophysiology. 2001. — Vol. 8, № 2. — P. 77−88.
  185. Mudrakola H.V., Zhang K., Cui B. Optically resolving individual microtubules in live axons // Structure. 2009. — Vol. 17, № 11. — P. 14 331 441.
  186. Mugnaini E., Schnapp B. Possible role of zonula occludens of the myelin sheath in demyelinating conditions // Nature. 1974. — Vol. 251, № 5477. — P. 725−727.
  187. Murinson B.B., Griffin J.W.C-fiber structure varies with location in peripheral nerve // Neuropathol. Exp. Neurol. 2004. — Vol. 63, № 3. — P. 246−254.
  188. Myers K.A., He Y., Hasaka T.P., Baas P.W. Microtubule transport in the axon: Re-thinking a potential role for the actin cytoskeleton // Neuroscientist. 2006. — Vol. 12, № 2. — P. 107−118.
  189. Nagle B.W., Okamoto C., Taggart B., Burnside B. The teleost cone cytoskeleton. Localization of actin, microtubules, and intermediate filaments // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1986. — Vol. 27, № 5. — P. 689 701.
  190. Nandasena B.G., Suzuki A., Aita M., Kawano Y., Nozawa-Inoue K., Maeda T. Immunolocalization of aquaporin-1 in the mechanoreceptive Ruffini endings in the periodontal ligament // Brain Res. 2007. — Vol. 1157.-P. 32−40.
  191. Nans A., Einheber S., Salzer J. L., Stokes D.L. Electron tomography of paranodal septate-like junctions and the associated axonal and glial cytoskeletons in the central nervous system // Neurosci. Res. 2011. — Vol. 89.-P. 310−319.
  192. Nave K.A., Griffiths J.R. Models of Pelizeaus-Merzbacher disease // Myelin Biol, and Disord. 2004. — Vol. 2. — P. 1125−1142.
  193. Ogawa Y., Schafer D.P., Horresh I., Bar V., Hales K., Yang Y., et al. Spectrins and ankyrinB constitute a specialized paranodal cytoskeleton // Neurosci. 2006. — Vol. 26. — P. 5230−5239.
  194. Oguievetskaia K., Goutebroze L. Cellular contacts in myelinated fibers of the peripheral nervous system // Soc. Biol. 2006. — Vol. 200, № 4.-P. 281−292.
  195. Olah M., Amor S., Brouwer N, Vinet J., Eggen B., Biber K., Boddeke H.W. Identification of a microglia phenotype supportive of remyelination // Glia. 2012. — Vol. 60, № 2. — P. 306−321.
  196. Olmarker K., Nordborg C., Larsson K., Rydevik B. Ultrastructural changes in spinal nerve roots induced by autologous nucleus pulposus // Spine (Phila Pa 1976). 1996. — Vol. 21, № 4. — P. 411−414.
  197. Ouyang H., Sun W., Fu Y., Li J., Cheng J.X., Nauman E., Shi R. Compression induces acute demyelination and potassium channel exposure in spinal cord // Neurotrauma. 2010. — Vol. 27, № 6. — P. 1109−1120.
  198. Papadopoulos D., Pham-Dinh D., Reynolds R. Axon loss is responsible for chronic neurological deficit following inflammatory demyelination in the rat // Exp. Neurol. 2006. — Vol. 197, № 2. — P. 37 385.
  199. Papasozomenos S.C., Payne M.R. Actin immunoreactivity localizes with segregated microtubules and membraneous organelles and in thesubaxolemmal region in the beta, beta'-iminodipropionitrile axon // Neurosci. 1986, — Vol. 6, 3, № 12. — P. 3483−3491.
  200. Pamas I., Hochstein S., Pamas H. Teoretical analysis of parameters leding to frequency modulation along an inhomogenous axon // Neurophysiol. 1976. — Vol. 39. — P. 909−923.
  201. Pasantes-Morales H., Lezama R.A., Ramos-Mandujano G., Tuz K.L. Mechanisms of cell volume regulation in hypo-osmolality // Am. J. Med. -2006. Vol. 119, № 7 Suppl 1. — P. S4-S11.
  202. Pasantes-Morales H., Tuz K. Volume changes in neurons: hyperexcitability and neuronal death // Contrib. Nephrol. 2006. — Vol. 152.-P. 221−240.
  203. Patodia S., Raivich G. Downstream effector molecules in successful peripheral nerve regeneration // Cell Tissue Res. 2012. — Vol. 349, № 1. -P. 15−26.
  204. Penzes P., Srivastava D.P., Woolfrey K.M. Not just actin? A role for dynamic microtubules in dendritic spines // Neuron. 2009. — Vol. 61, № 1. -P. 3−5.
  205. Peracchia C. Direct communication between axons and sheath glial cells in crayfish //Nature. 1981. — Vol. 290, № 5807. — P. 597−598.
  206. Perkins G.A., Ellisman M.H. Mitochondrial configurations in peripheral nerve suggest differential ATP production // Struct. Biol. 2011. -Vol. 173,№ l.-p. 117−127.
  207. Perrin-Tricaud C., Rutishauser U., Tricaud N. PI20 catenin is required for thickening of Schwann cell myelin // Mol. Cell. Neurosci.2007. Vol. 35, № 1. — P. 120−129.
  208. Perry V.H. Innate inflammation in Parkinson’s disease // Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2012. — Vol. 2, № 9. — P. a009373.
  209. Perry V.H., Tsao J.W., Fearn S., Brown M.C. Radiation-induced reductions in macrophage recruitment have only slight effects on myelin degeneration in sectioned peripheral nerves of mice // Eur. Neurosci. -1995. Vol. 7, № 2. — P. 271−280.
  210. Peru R.L., Mandrycky N., Nait-Oumesmar B., Lu Q.R. Paving the axonal highway: from stem cells to myelin repair // Stem. Cell. Rev.2008. Vol. 4, № 4. — P. 304−318.
  211. Peters A. The formation and structure of myelin sheaths in the central nervous system // Biophys. Biochem. Cytol. 1960. — Vol. 8, № 2. — P. 431−446.
  212. Piao Z.X., Wang W.S., Xu X.J., Wang Q.W., Huo X., Han M.H., Piao Y J. Autophagy of neuron axon during regeneration of rat sciatic nerves // Di Yi Jun Yi Da Xue Xue Bao. 2004. — Vol. 24, № 4. — P. 361−364.
  213. Plataeu J. A. Statique experimentale et theorique des liquides soumis aux seules forces moleculaires. Gand- Leipzig: Clemm, 1873. Vol. 1. — P. 450 p.
  214. Poliak S., Matlis S., Ullmer C., Scherer S.S., Peles E. Distinct claudins and associated PDZ proteins form different autotypic tight junctions in myelinating Schwann cells // Cell Biol. 2002. — Vol. 159, № 2. — P. 361−372.
  215. Pollard T.D., Cooper J.A. Actin, a central player in cell shape and movement // Sci. 2009. — Vol. 326, № 5957. — P. 1208−1212.
  216. Porat-Shliom N., Milberg O., Masedunskas A., Weigert R. Multiple roles for the actin cytoskeleton during regulated exocytosis // Cell Mol. Life Sci. 2012. Sep 18.
  217. Pullarkat P.A., Dommersnes P., Fernandez P., Joanny J.F., Ott A. Osmotically driven shape transformations in axons // Phys. Rev. Lett. -2006. Vol. 96, № 4. — P. 48 104.
  218. Qiang L., Yu W., Liu M., Solowska J.M., Baas P.W. Basic fibroblast growth factor elicits formation of interstitial axonal branches via enhanced severing of microtubules // Mol. Biol. Cell. 2010. — Vol. 21, № 2. — P. 334−344.
  219. Quintes S., Goebbels S., Saher G, Schwab M.H., Nave K.A. Neuron-glia signaling and the protection of axon function by Schwann cells // Peripher. Nerv. Syst. 2010. — Vol.15, № 1. — P. 10−16.
  220. Ramon F., Rivera A. Gap Junction channel modulation a physiological viewpoint // Prog. Biophys. Molec. Biol. — 1986. — Vol. 48. -P. 127−153.
  221. Rasband M.N. Neuron-glia interactions at the node of Ranvier // Results Probl. Cell. Differ. 2006. — Vol. 43. — P. 129−149.
  222. Reynolds R.J., Heath J.W. Patterns of morphological variation within myelin intemodes of normal peripheral nerve: quantitative analysis by confocal microscopy // Anat. 1995. — Vol. 187, № 2. — P. 369−378.
  223. Rinholm J.E., Bergersen L.H. Neuroscience: The wrap that feeds neurons //Nature. 2012. — Vol. 487, № 7408. — P. 435−436.
  224. Rishal I., Michaelevski I., Rozenbaum M., Shinder V., Medzihradszky K.F., Burlingame A.L., Fainzilber M. Axoplasm isolation from peripheral nerve // Dev. Neurobiol. 2010. — Vol. 70, № 2. — P. 126−133.
  225. Robertson J.D. Structural Alterations in Nerve Fibers Produced by Hypotonic and Hypertonic Solutions // Biophys. Biochem. Cytol. 1958. -Vol. 4, № 4. — P. 349−364.
  226. Robertson J.D. The ultrastructure of Schmidt-Lanterman clefts and related shearing defects of the myelin sheath // Biophys. Biochem. Cytol. -1958.-Vol. 4, № 1. P. 39−46.
  227. Rodriges A.P., Carvalho A.S., Santos A.S., Alves C.N., do Nascimento J.L., Silva E.O. Kojic acid, a secondary metabolite from Aspergillus sp., acts as an inducer of macrophage activation // Cell Biol. Int. 2011. — Vol. 35, № 4. — P. 335−343.
  228. Rosenbluth J. Multiple functions of the paranodal junction of myelinated nerve fibers // Neurosci. Res. 2009. — Vol. 87, № 15. — P. 3250−3258.
  229. Rosenbluth J., Stoffel W., Schiff R. Myelin structure in proteolipid protein (PLP)-null mouse spinal cord // Comp. Neurol. -1996. Vol. 371, № 2. — P. 336−344.
  230. Sahenk Z., Chen L. Abnormalities in the axonal cytoskeleton induced by a connexin32 mutation in nerve xenografts // Neurosci. Res. 1998. — Vol. 51, № 2.-P. 174−184.
  231. Saida T., Saida K., Brown M.J., Silberberg D.H. Peripheral nerve demyelination induced by intraneural injection of experimental allergicencephalomyelitis serum // Neuropathol. Exp. Neurol. 1979. — Vol. 38, № 5.-P. 498−518.
  232. Salzer J.L. Polarized domains of myelinated axons // Neuron. 2003. Vol. 40, № 2.-P. 297−318.
  233. Sandri C., Van Buren J.M., Akert K. Membrane morphology of the vertebrate nervous system // Prog. Brain Res. 1977. — Vol. 46, № 9. — P. 1−384.
  234. Schevzov G., Curthoys N.M., Gunning P.W., Fath T. Functional diversity of actin cytoskeleton in neurons and its regulation by tropomyosin // Int. Rev. Cell Mol. Biol. 2012. — Vol. 298. — P. 33−94.
  235. Schnapp B.J., Vale R.D., Sheetz M.P., Reese T.S. Single microtubules from squid axoplasm support bidirectional movement of organelles // Cell. 1985. — Vol. 40, № 2. — P. 455−462.
  236. Schroder J.M., Himmelmann F. Fine structural evaluation of altered Schmidt-Lanterman incisures in human sural nerve biopsies // Acta Neuropathol. 1992. — Vol. 83, № 2. — P. 120−133.
  237. Scott A.L., Ramer M.S. Schwann cell p75NTR prevents spontaneous sensory reinnervation of the adult spinal cord // Brain. 2010. — Vol. 133, №Pt2.-P. 421−32.
  238. Scherer S.S., Arroyo J., Peles E. Functional organization of the nodes of Ranvier // Myelin Biol, and Disord. 2004. — Vol. 1. — P. 89−107.
  239. Sherman D.L., Brophy P.J. The periaxin gene // Myelin Biology and Disorders // Ed. by R.A. Lazzarini, Amsterdam ets., Elsevier, Academic Press. 2004. — Vol. 1. — P. 633−642.
  240. Sherman D.L., Brophy P.J. Mechanisms of axon ensheathment and myelin growth. //Nat. Rev. Neurosci. 2005. -Vol. 6. — P. 683−690.
  241. Shim S.Y., Wang J., Asada N., Neumayer G., Tran H.C., Ishiguro K., Sanada K., Nakatani Y., Nguyen M.D. Protein 600 is a microtubule/endoplasmic reticulum-associated protein in CNS neurons // Neurosci. 2008. — Vol. 28, № 14. — P. 3604−3614.
  242. Shrager P., Chiu S. Y., Ritchie J.M., Zecevic D., Cohen L.B. Optical recording of action potential propagation in demyelinated frog nerve // Biophys.- 1987. Vol. 51, № 2. — P. 351−355.
  243. Smith C.L. Cytoskeletal movements and substrate interactions during initiation of neurite outgrowth by sympathetic neurons in vitro // Neurosci. 1994. — Vol. 14, № 1. — P. 384−398.
  244. Smith R.S., Kendal W.S. The recovery of organelle transport and microtubule integrity in myelinated axons that are frozen and thawed // Can. Physiol. Pharmacol. 1985. — Vol. 63, № 4. P. 292−297.
  245. Smith D.S., Jarlfors U., Cayer M.L. Structural cross-bridges between microtubules and mitochondria in central axons of an insect (Periplaneta americana) // Cell Sci. 1977. Vol. 27. P. 255−272.
  246. Smith-Slatas C., Barbarese E. Myelin basic protein gene dosage effects in the PNS // Mol. Cell Neurosci. 2000. — Vol. 15, № 4. — P. 343 354.
  247. Sotnikov O.S., Mayorov V.N., Honny O.A. Reactiv recombination of myelin nervous fibers in the process of normal myelination // Acta Cytobiol. Morphol. 1989. — Vol. 1. — P. 31−40.
  248. Soukhanoff S.A. Sur l’etat variqueux des dendrites corticales // Arch. Neurol. 1900. — Vol. 9. — P. 273−289.
  249. Speidel C.C. Changes in nerve fibres during alcoholic intoxication and recovery // Sci. Month. 1937. — Vol. 44. — P. 178−185.
  250. Spiegel I., Adamsky K., Eisenbach M., Eshed Y., Spiegel A., Mirsky R., Scherer S.S., Peles E. Identification of novel cell-adhesion molecules in peripheral nerves using a signal-sequence trap // Neuron Glia Biol. 2006. -Vol. 2, № l.-P. 27−38.
  251. Spyropoulos C.S. Osmotic relations of nerve fiber // Membr. Biol. -1977. Vol. 32, № 1−2. — P. 19−32.
  252. Stone M.C., Nguyen M.M., Tao J., Allender D.L., Rolls M.M. Global up-regulation of microtubule dynamics and polarity reversal during regeneration of an axon from a dendrite // Mol. Biol. Cell. 2010. — Vol. 21,№ 5.-P. 767−777.
  253. Strange K., Emma F., Jackson P. S. Cellular and molecular physiology of volume-sensitive anion channels // Am. J. Physiol. 1996. — Vol. 270, № 3 Pt 1. — P. C711-C730.
  254. Stringham E.G., Marcus-Gueret N., Ramsay L., Schmidt K.L. Live cell imaging of the cytoskeleton // Methods Enzymol. 2012. — Vol. 505. -P. 203−217.
  255. Srivastava A.K., Renusch S.R., Naiman N.E., Gu S., Sneh A., Arnold W.D., Sahenk Z., Kolb S.J. Mutant HSPB1 overexpression in neurons is sufficient to cause age-related motor neuronopathy in mice // Neurobiol. Dis. 2012. — Vol. 47, № 2. — P. 163−173.
  256. Sudo H., Baas P.W. Strategies for diminishing katanin-based loss of microtubules in tauopathic neurodegenerative diseases // Hum. Mol. Genet.- 2011. Vol. 20, № 4. — P. 763−778.
  257. Sung H.H., Telley I.A., Papadaki P., Ephrussi A., Surrey T., Rorth P. Drosophila ensconsin promotes productive recruitment of Kinesin-1 to microtubules // Dev. Cell. 2008. — Vol. 15, № 6. — P.866−876.
  258. Susuki K., Raphael A.R., Ogawa Y., Stankewich M.C., Peles E., Talbot W.S., Rasband M.N. Schwann cell spectrins modulate peripheral nerve myelination // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011. — Vol. 108, № 19.- P. 8009−8014.
  259. Szteyn S., Bogus-Nowakowska K., Robak A., Najdzion J. The neuronal structure of the dorsal lateral geniculate nucleus in the guinea pig: Golgi and Kluver-Barrera studies // Folia Morphol. (Warsz). 2001. — Vol. 60,№ 2.-P. 79−83.
  260. Takahashi M., Billups B., Rossi D., Sarantis M., Hamann M., Attwell D. The role of glutamate transporters in glutamate homeostasis in the brain // Exp. Biol. 1997. — Vol. 200, № 2. — P. 401−409.
  261. Tang-Schomer M.D., Patel A.R., Baas P.W., Smith D.H. Mechanical breaking of microtubules in axons during dynamic stretch injury underliesdelayed elasticity, microtubule disassembly, and axon degeneration // FASEB. 2010. — Vol. 24, № 5. — P. 1401−1410.
  262. Tanner K.D., Levine J.D., Topp K.S. Microtubule disorientation and axonal swelling in unmyelinated sensory axons during vincristine-induced painful neuropathy in rat // Comp. Neurol. 1998. — Vol. 395, № 4. — P. 481−492.
  263. Thaxton C., Bott M., Walker B., Sparrow N.A., Lampert S., Fernandez-Valle C. Schwannomin/merlin promotes Schwann cell elongation and influences myelin segment length // Mol. Cell Neurosci. 2011. — Vol. 47, № l.-P. 1−9.
  264. Thi M.M., Spray D.C., Hanani M. Aquaporin-4 water chanels in enteric neurons // Neurosci. Res. 2008. — V. 86, № 2. — P. 448−456.
  265. Trapp B.D., Kidd G.J. Structure of the myelinated axon // Myelin Biol, and Disord. 2004. — Vol. l.-P. 3−28.
  266. Trapp B.D., Pfeiffer St.E., Anitei M., Kidd G.J. In Chapter 2: Cell biology of myelin assembly // Myelin Biol, and Disord. 2004. — Vol. 1. -P. 37−40.
  267. Tricaud N., Perrin-Tricaud C., Bruses J.L., Rutishauser U. Adherens junctions in myelinating Schwann cells stabilize Schmidt-Lanterman incisures via recruitment of pl20 catenin to E-cadherin // Neurosci. 2005. — Vol. 25, № 13. — P. 3259−3269.
  268. Trotti D., Danbolt N.C., Volterra A. Glutamate transporters are oxidant-vulnerable: a molecular link between oxidative and excitotoxic neurodegeneration? // Trends Pharmacol. Sci. 1998. — Vol. 19, № 8. — P. 328−334.
  269. Tsai M.C., Tanaka K., Overstreet-Wadiche L., Wadiche J.I. Neuronal glutamate transporters regulate glial excitatory transmission // Neurosci. -2012. Vol. 32, № 5. — P. 1528−15 235.
  270. Tymanskyj S.R., Scales T.M., Gordon-Weeks P.R. MAP IB enhances microtubule assembly rates and axon extension rates in developing neurons // Mol. Cell Neurosci. 2012. — Vol. 49, № 2. — P. 110−119.
  271. Tuiski F., Hildebrand C. Nodes of Ranvier and myelin sheath dimensions along exceptionally thin myelinated vertebrate PNS axons // Neurocytol. 1992. — Vol. 21, № 11. — P. 796−806.
  272. Uncini A. A common mechanism and a new categorization for anti-ganglioside antibody-mediated neuropathies // Exp. Neurol. 2012. — Vol. 235, № 2.-P. 513−516.
  273. Uygur K., Bayramoglu I., Nazikoglu A., Yilmaz M., Bayazit Y., Muftuoglu S. Ultrastructural analysis of the chorda tympani nerve in chronic suppurative otitis media // Otol. Neurotol. 2005. — Vol. 26, № 6. -P. 1118−1121.
  274. Vale R.D., Schnapp B.J., Mitchison T., Steuer E., Reese T.S., Sheetz M.P. Different axoplasmic proteins generate movement in opposite directions along microtubules in vitro // Cell. 1985. — Vol. 43, № 3 Pt 2. -P. 623−632.
  275. Van Goor D., Hyland C., Schaefer A.W., Forscher P. The role of actin turnover in retrograde actin network flow in neuronal growth cones // PloS One. 2012. — Vol. 7, № 2. — P. e30959.
  276. Wan X., Harris J.A., Morris C.E. Responses of neurons to extreme osmomechanical stress // Membr. Biol. 1995. — Vol. 145, № 1. — P. 21−31.
  277. Wang Q., Chen L., Chen L., Shen B., Liu Y., Chen J., Teng J. The tau-like protein in silkworm (Bombyx mori) induces microtubule bundle formation // Front. Biosci. (Elite Ed.). 2012. — Vol. 4. — P. 998−1008.
  278. Wang F., Smith N.A., Xu Q., Fujita T., Baba A., Matsuda T., Takano T., Bekar L., Nedergaard M. Astrocytes modulate neural network activity by Ca2±dependent uptake of extracellular K+ // Sci. Signal. 2012. — Vol. 5, № 218. P. ra26.
  279. Waxman S.G. Multiple sclerosis as a neuronal disease. Elsevier Academic Press, 2005. 496 p.
  280. Waxman S.G., Bangalore L. Electrophysiological consequences of myelination // Myelin Biology and Disorders // Ed. by R.A. Lazzarini, Amsterdam ets., Elsevier, Academic Press. 2004. — Vol. 1. — P. 117−142
  281. Webster H.F. The relationship between schmidt-lantermann incisures and myelin segmentation during wallerian degeneration // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1965.-Vol. 122.-P. 29−38.
  282. Weiss P. Neuronal d ynamics and axonal flow. 3. Cellulifugal transport of labeled neuroplasm in isolated nerve preparations // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1967. — Vol. 57, № 5. — P. 1239−1245.
  283. Wender M., Kozik M., Goncerzewicz A. Neuroglia in centrali
  284. Wallerian Degeneration (ultrastructural and histoenzymatic studies) // Hirnforsch. 1981. — Vol. 22, № 2. — P. 205−216.
  285. Wendy M.C. Schwann cells: activated peripheral glia and their role in neuropathic pain // Brain Behav. Immun. 2007. — Vol. 21, № 5. — P. 522 527.
  286. White L.A., Baas P.W., Heidemann S.R. Microtubule stability in severed axons // Neurocytol. 1987. — Vol. 16. — P. 775−784.
  287. Yin X., Kidd G. J, Nave K.-A., Trapp B.D. P0 Protein Is Required for and Can Induce Formation of Schmidt-Lantermann Incisures in Myelin Internodes // Neurosci. 2008. — Vol. 28, № 28. — P. 7068 -7073.
  288. Yoo S., van Niekerk E.A., Merianda T.T., Twiss J.L. Dynamics of axonal mRNA transport and implications for peripheral nerve regeneration // Exp. Neurol. 2010. — Vol. 223, № 1. — P. 19−27.
  289. Yu W., Qiang L., Solowska J.M., Karabay A., Korulu S., Baas P.W. The microtubule-severing proteins spastin and katanin participate differently in the formation of axonal branches // Mol. Biol. Cell. 2008. -Vol. 19,№ 4.-P. 1485−1498.
  290. Yu W.M., Yu H., Chen Z.L., Strickland S. Disruption of laminin in the peripheral nervous system impedes nonmyelinating Schwann cell development and impairs nociceptive sensory function // Glia. 2009. -Vol. 57, № 8.-P. 850−859.
  291. Zaciu C., Koppenhofer E., Maskaliunas R. Reliability of ionic current measurements in Ranvier nodes // Gen. Physiol. Biophys. 1996. — Vol. 15,№ 2.-P. 89−107.
  292. Zemlyak I., Sapolsky R., Gozes I. NAP protects against cyanide-related microtubule destruction // Neural. Transm. 2009. — Vol. 116, № 11.-P. 1411−1416.
  293. Zhang H., Cao H.J., Kimelberg H.K., Zhou M. Volume Regulated Anion Channel Currents of Rat Hippocampal Neurons and Their Contribution to Oxygen-and-Glucose Deprivation Induced Neuronal Death // PLoS One. 2011. — Vol. 6, № 2. — P. el6803.
  294. Zhang C.L., Ho P.L., Kintner D. B., Sun D., Chiu S.Y. Activity-dependent regulation of mitochondrial motility by calcium and Na/K-ATPase at nodes of Ranvier of myelinated nerves // Neurosci. 2010. -Vol. 30, № 10. — P. 3555−3566.
  295. Zhang Z., Kindrat A.N., Sharif-Naeini R., Bourque C.W. Actin filaments mediate mechanical gating during osmosensory transduction inrat supraoptic nucleus neurons // Neurosci. 2007. — Vol. 27, № 15. — P. 4008−4013.
  296. Zhang Y., Tian Q., Zhang Q., Zhou X., Liu S., Wang J.Z. Hyperphosphorylation of microtubule-associated tau protein plays dual role in neurodegeneration and neuroprotection // Pathophysiol. 2009. -Vol. 16,№ 4. -P. 311−316.
  297. Zhang C.L., Wilson J.A., Williams J., Chiu S.Y. Action potentials induce uniform calcium influx in mammalian myelinated optic nerves // Neurophysiol. 2006. — Vol. 96, № 2. — P. 695−709.
  298. Zhu Q.T., Zhu J.K., Chen G.Y. Location of collateral sprouting of donor nerve following end-to-side neurorrhaphy // Muscl. Nerve. 2008.-Vol. 38, № 5. — P. 1506−1509.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?