Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Биохимические аспекты формирования барьерного фенотипа эндотелиоцитов человека при совместном культивировании с аллогенными астроцитами

Диссертация: Биохимические аспекты формирования барьерного фенотипа эндотелиоцитов человека при совместном культивировании с аллогенными астроцитами
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Автор выражает искреннюю благодарность научному руководителю Владимиру Павловичу Чехонину за стратегическое планирования работы, неоценимые советы на каждом этапе развития направления, Ольге И. Гуриной за практическое руководство и помощь на протяжении всей работы, Владимиру П. Баклаушеву за помощь в освоении иммунохимических методов. Отдельно отметить вклад Надежды Ф. Гриненко в осуществлении… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений
  • Актуальность
  • Глава I. Обзор литературы: модели ГЭБ как инструмент в исследованиях барьера in vitro

Биохимические аспекты формирования барьерного фенотипа эндотелиоцитов человека при совместном культивировании с аллогенными астроцитами (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Особенности соединений эндотелиальных клеток.10.

Адгезивные контакты.11.

Плотные контакты.14.

Молекулы адгезии контактов (JAM).18.

Регуляция плотных контактов.19.

Транспортеры.21.

Роль астроцитов и перицитов в формировании барьера.22.

Моделирование ГЭБ in vitro.24.

Эволюция моделей ГЭБ.25.

Монокультуры.25.

Двумерные модели.-.26.

Динамические модели.27.

Метод компьютерного моделирования.28.

Типология эндотелиальных клеток.30.

Влияние экзогенных факторов.31.

Параметры оценки барьерного фенотипа эндотелиальных клеток.32.

Заключение

33.

Выводы.

1. Последовательное применение гомогенизации препарата интимы пупочной вены человека, ферментативной диссоциации гомогената и фракционирования клеточной суспензии дает возможность получить культуру эндотелиоцитов, характеризующуюся поглощением ацетилированного протеина низкой плотности и визуализируемую антителами к фактору фон Виллебранта.

Последовательное применение гомогенизации ткани мозга плода человека, ферментативной диссоциации гомогената и фракционирования клеточной суспензии позволяет получить культуру астроцитов, характеризующуюся высоким уровнем экспрессии GFAP.

2. Ко-инкубирование препарата культуры эндотелиоцитов человека с астроцитами человека в системе для совместного культивирования клеток Trans Well в течение 7−10 дней позволяет получить культуру эндотелиоцитов, характеризующуюся специфическими свойствами эндотелиоцитов гематоэнцефалического барьера, проявляющимися в повышении параметров трансэндотелиального сопротивления, снижении диффузной проницаемости, а также интенсификации экспрессии белков плотных межклеточных контактов.

3. Количественный иммуноблоттинг лизата эндотелиальных клеток после 7−10 суточного сокультивирования их с клеточным препаратом культуры астроцитов человека позволяет достоверно детектировать повышение уровня экспрессии белков плотных контактов: ZO-1 на 50±3%, окклюдина на 44,4±5,2%, клаудина-5 на 70,6±8,4% по сравнению с эндотелиоцитами небарьерного фенотипа.

Количественный анализ параметров трансэндотелиального сопротивления и проницаемости монослоя эндотелиоцитов после ко-культивирования в системе Trans Well в течение 7−10 дней дает возможность детектировать достоверное увеличение резистентности на 41,5±2,9% по сравнению с культурой эндотелиоцитов не барьерного фенотипа. При этом проницаемость монослоя эндотелиоцитов для натрий флуоресцеина достоверно снижается на 36±3,1%.

4. Уровень экспрессии генов белков плотных контактов коррелирует с результатами иммуноблоттинга и свидетельствует о повышении синтеза белков при совместном культивировании эндотелиальных клеток и человеческих астроцитов: для окклюдина в 3,3±0,4 раз, для клаудина — 5 в 7,4±0,3 раз и ZO-1 в 1,3±0,1 раза по сравнению с монокультурой HUVEC.

Количество мРНК белков адгезивных контактов (VE-кадгерина и Р-катенина), определенное методом ОТ-ПЦР, не зависит от условий культивирования эндотелиальных клеток, а определяется степенью конфлюентности монослоя.

5. Воздействие биологически активных медиаторов воспаления — брадикинина, тромбина и гистамина на монослой эндотелиоцитов после ко-культивирования с астроцитами человека в системе Trans Well в течение 7−10 дней в меньшей степени (15,2±1,5% для тромбина, 17,8±1,6 для гистамина, 5,8±0,8 для брадикинина) снижает трансэндотелиальное сопротивление и экспрессию белков адгезивных контактов — VE-кадгерина, р-катенина по сравнению с монослоем эндотелиоцитов небарьерного фенотипа.

6. Количественный анализ коэффициентов проницаемости монослоя эндотелиоцитов после ко-культивирования с астроцитами человека в системе Trans Well для фармакологических препаратов с различными трансбарьерными эффлюксными характеристиками: верапамила, домперидона, карбамазепина, атенолола и феназона, позволил обосновать возможность применения подобной системы для количественного анализа проницаемости широкого спектра веществ методом пассивного транспорта.

Благодарности.

Автор выражает искреннюю благодарность научному руководителю Владимиру Павловичу Чехонину за стратегическое планирования работы, неоценимые советы на каждом этапе развития направления, Ольге И. Гуриной за практическое руководство и помощь на протяжении всей работы, Владимиру П. Баклаушеву за помощь в освоении иммунохимических методов. Отдельно отметить вклад Надежды Ф. Гриненко в осуществлении практической части работы и высокий уровень обучения культуральным методам, Филиппа А. Кошкина за проведение молекулярных методов исследования, Анатолия Б. Левинского за помощь в оценке концентрации анализируемых препаратов, Клавдии Павловне Ионовой и сотрудникам вивария за помощь в работе с животными.

Заключение

.

При разработке стратегии доставки лекарственных средств в мозг необходимо принимать во внимание не только их связывание со специфическим рецептором для вовлечения в процессы функционирования нервной системы, но и прохождение таких.

33 агентов через ГЭБ как ключевой фактор терапии. Многие лекарственные кандидаты не могут применяться для лечения заболеваний ЦНС вследствие их низкой концентрации в мозге даже при введении максимально допустимых терапевтических доз. На стадиях предклинических испытаний потенциальных лекарственных препаратов веществ, обладающих терапевтическим эффектом, проводится многоэтапный скрининг большого количества веществ, важной стадией которого является определение проницаемости через барьер. Ценным инструментом в этом анализе служат модели ГЭБ in vitro, которые позволяют минимизировать эксперименты in vitro с животными, сократить сроки и стоимость исследований.

В церебральном эндотелии, формирующем гематоэнцефалический барьер, ключевым морфофункциональным элементом, определяющим барьерные, транспортные и сигнальные функции являются межклеточные плотные контакты (tight junctions), образованные трансмембранными и цитоплазматическими белками. Синтез этих белков, формирование и поддержание функции плотных контактов напрямую зависит от микроокружения церебрального эндотелия. Непосредственный контакт церебрального эндотелия с отростками астроцитарной глии in vivo лег в основу представления о том, что главным стимулирующим фактором в процессе построения барьерного фенотипа эндотелиальными клетками являются астроциты. Доказательством тому служат опыты по имплантации культивированных астроцитов в области с изначально проницаемым эндотелием, в результате чего в этих участках сосудов плотность белков межклеточных контактов повышалась [71, 84].

Изучение ГЭБ с позиции чисто анатомической перешло в категорию исследования физиологии и функциональной активности этой структуры, во многом благодаря эффективности работы, выполненной in vivo. Однако развитие представлений о ГЭБ на клеточном и молекулярном уровне требовало определенной изолированности объектов исследования от множества факторов, оказывающих влияние in vivo. Таким образом, сформировалось целое направление в экспериментальной методологии с появлением новых процедур получения первичных культур клеток, условий их культивирования, технических приемов для мониторинга функций барьера.

Глава II. Материалы и методы исследования.

Получение первичной культуры HUVEC.

Для получения первичных культур эндотелиоцитов из вены пуповины человека использовали модификацию методики, описанной Eric A. Jaffe [40] .

Биологический материал получали из акушерской клиники в соответствии с этическими нормами, с согласия рожениц. Полость вены промывали DPBS (Invitrogen) до полного удаления крови, заполняли 0,2% раствором коллагеназы в DPBS и подвергали ферментативной диссоциации. Пуповину переносили в стакан с DPBS, содержащим 0,9тМ СаС12, 0,493 тМ MgCl2, 5,56 тМ глюкозу, 0,327 шМ пируват натрия и инкубировали при 37 °C 20 минут. После инкубации раствор коллагеназы, содержащий клетки собирали в пробирку 50 млоставшуюся коллагеназу собирали перфузией вены 20 мл среды 199 (Invitrogen). К собранному элюату добавляли среду 199 с 10% эмбриональной сыворотки теленка (FBS) и центрифугировали 10 минут при 250 g. Супернатант удаляли, осадок клеток суспендировали в DMEM/F12 (Invitrogen), содержащей 10% эмбриональной бычьей сыворотки (FBS), 2тМ L-глютамина, 20 ng/мл bFGF (Sigma), 120 мкг/мл гепарина, ростовую добавку для роста эндотелиальных клеток больших сосудов — LSGS (Invitrogen), 100 ед/мл пенициллина и 100 мкг/мл стрептомицина. Клетки культивировали в культуральных пластиковых флаконах, 25 см² (Corning-Costar) при 37 °C во влажной атмосфере с 5% СОг. Культуры пассировали с использованием раствора трипсин (0,02%) -ЭДТА (0,01%). Чистоту культур оценивали по типичной для эндотелиальных клеток морфологии (cobblestone) с помощью фазовоконтрастной микроскопии, экспрессии антигена вон Виллебрандта (fvW) и захвату липопротеина Dil-Ac-LDL.

Выделение астроцитов из неонатального мозга.

Работа выполнялась на абортивном материале, все операции вплоть до ферментативной диссоциации проводились на холоду в стерильных условиях с использованием среды и буфера, содержащих антибиотик.

Применяли адаптированную нами методику, описанную David Weinstein [ 182].

Осторожным скольжением закрытых ножниц вдоль черепа производили скальпирование, освобождались от кожных покровов. При максимальном угловом наклоне лезвий ножниц разрезали череп по обеим сторонам от его основания до венечного шва, достигнув положения которого, производили поперечный разрез, избавляясь тем самым от переднего отдела мозга. Далее отделяли мозжечок от прилежащих затылочных долей полушарий головного мозга и переносили его в чистую чашку Петри с небольшим количеством буфера PBS с добавлением глюкозы. Удаление мозговых оболочек.

35 производили под контролем стереомикроскопа Leica, эта процедура снижает вероятность контаминации фибробластами, поэтому важно было избавиться от несущих капилляры мембран. Дважды промывали мозжечок буфером PBS с глюкозой в новой чашке Петри и далее добавляли раствор трипсина — ДНКазы в объёме необходимом, чтобы покрыть весь мозжечок (6 мл), переносили стерильно запечатанную чашку в термокамеру на 3 мин с температурой 37 °C. После инкубации с ферментами отмывали двухкратно буфером, вновь добавляли раствор ДНК-азы и осторожно суспендировали ткань. По мере того, как суспензия становилась более гомогенной, отделяли супернатант от осадка. Для этого производили 10 циклов суспендирования — неполного осаждения, надосадок переносили в 50 мл флакон (Corning) и ещё раз повторяли процедуру. Собранный таким образом гомогенат проводили через фильтр 20 мкм (Fisher) и собирали клеточную суспензию в. 15 мл флакон (Corning), после чего осуществляли фракционирование в течение 1 мин на 150g с соблюдением теплового режима 4 °C. Для разделения на градиенте плотности Перкола ресуспендировали полученный осадок в растворе ДНК-азы с PBS, обогащенном добавлением глюкозы и MgSC>4 (соотношение 1:1) и осторожно наносили на сформированный градиент, центрифугировали 10 мин на 150g и 4 °C. Обогащенная астроцитами фракция мигрирует в 30% градиент Перколла и оказывается верхним слоем в флаконе. Прогретым на огне концом пастеровской пипетки отбирали фракцию астроцитов, клетки которой вследствие адгезии друг к другу представляли единую взвесь и отделялись от прилежащего слоя нейрональных клеток. Перенесенная в свежий флакон 15 мл суспензия астроцитов доводилась до верхнего объема PBS с глюкозой и центрифугировалась при 150 g в течении 10 минут. Осадок ресуспендировали в среде DMEM/F12 (Invitrogen) с добавлением 2% FBS (Invitrogen), производили подсчет клеток в камере Горяева с применением трипанового синего и высаживали клетки на покрытый поли-Ь-лизином культуральный флакон 25 см² в количестве 5-Ю4 клеток/мл. Помещали в инкубатор в условия влажной атмосферой воздуха и температуры 37С.

Для избавления культуры астроцитов от нейронов проводили дополнительный этап очистки. Спустя 3 часа после процедуры выделения герметично закрытый культуральный флакон помещали на платформу с возратно-поступательным движением 200 rpm Открепившиеся клетки наблюдали с помощю фазово-контрастной микроскопии и затем отмывали средой DMEM/F12, после чего свежая культуральная среда добавлялась в флакон. Клетки культивировали в среде DMEM/F12 с 10% FBS, пенициллином (100 ед/мл) и стрептомицином (100 мкг/мл). Через каждые пять пассажей проверяли экспрессию глиофибриллярного кислого белка (GFAP) и нестина.

Прописи спользованных в ходе процедуры реактивов сведены в таблицу 1.

Реагент Пропись состава Режим хранения.

Раствор ДНКазы 7,5 мг ДНКазы (Worthington) в DMEM/F12 -20°С.

Раствор трипсина — ДНКазы 50 мг трипсина (TRL, trypsin, Worthington), 5 мг ДНКазы (DP, DNase, Worthington) в 15 мл PBS/глюкозы, с содержанием 5 мг/мл MgS04 и добавлением 90 мкл NaOH. -20°С.

Буфер PBS с добавлением глюкозы 900 мл lxPBS без Са2+ Mg2+, 2 г глюкозы, рН до 7,4 1 М НС1 и добавляли дистиллированную деонизированную воду до 1 л. +4°С.

Изоперколл 90 мл Перколла (Pharma Biotech), 10 мл 10х PBS +4°С.

Перколл 30% 30 мл изоперколла, 60 мл PBS с глюкозой +4°С.

Перколл 60% 60 мл изоперколла, 30 мл PBS с глюкозой +4°С.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Abott N., Dolman D.E., Drndarski S., Fredriksson S. An improved in vitro blood-brain barrier model: rat brain endothelial cells co-cultured with astrocytes // Methods Mol Biol. 2012. Vol.814. P. 415−430.
  2. Aird W. Endothelial cell heterogeneity // Cold Spring Harb Perspect Med. 2012. Vol.2(l) doi: 10.1101/cshperspect.a006429.
  3. Alavijeh M., Chishty M., Qaiser M.Z., Palme A. Drug metabolism and pharmacokinetics, the blood-brain barrier, and central nervous system drug discovery // NeuroRx. 2005. № 4. P.554 -571.
  4. Anderson J., Stevenson B., Jesaitis L. Characterization of ZO-1, a protein component of the tight junction from mouse liver and Madin-Darby canine kidney cells // J Cell Biol. 1988. Vol.106. P. l 141−1149.
  5. Angst B., Marcozzi C., Magee A. The Cadherin superfamily: diversity in form and function //J. Cell Sei. 2001. Vol. 114. P. 629−641.
  6. Atkins B.G., Mukesh K. J., Hamik A. Vascular cell lineage determination and differentiation. Endothelial differentiation. Molecular mechanism of specification and heterogeneity // Arterioscler Thromb Vase Biol. 2011. Vol. 31. P. 1476 1484.
  7. Audus K., Rose J., Wang W., Borchardt R. Brain microvessel endothelia cell culture systems. In «Introduction to the bloodbrain barrier: methodology, biology and pathology» Pardridge WM (Ed). Cambridge, UK: Cambridge University Press .1998. P.86−93.
  8. Aurrand-Lions M., Duncan L., Ballestrem C. et al. JAM-2, a novel immunoglobulin superfamily molecule, expressed by endothelial and lymphatic cells // J Biol Chem. 2001. Vol. 276. P.2733−2741.
  9. Balda M., Garret M., Matter K. The ZOl-assotiated Y-box factor ZONAB regulates epithelial cell proliferation and cell density // J Cell Biol. 2003. Vol.160. P. 423−432.
  10. Balda M., Matter K. The tight junction protein ZO-1 and an interacting transcription factor regulate ErbB-2 expression //EMBO J. 2000. Vol. l9(9). P.2024−2033.
  11. Ballermann B., Ott M. Adhesion and differentiation of endothelial cells by exposure to chronic shear stress: a vascular graft model // Blood Purif. 1998. Vol.13. P. 125−134.
  12. Barakat S., Turcotte S., Demeule M. et al. Regulation of brain endothelial cells migration and angiogenesis by P-glycoprotein/caveolin-1 interaction // Biochem Biophys Res Commun. 2008. Vol.372. P. 440146.
  13. Barber A., Lieth E. Agrin accumulates in the brain microvascular basal lamina during development of the blood-brain barrier // Dev Dyn. 1997. N1. P. 62 74.
  14. Barton E., Forrest J., Connolly J. et al. Junction adhesion molecule is a receptor for reovirus // Cell. 2001. Vol.104. P. 441—451.
  15. Bauer B., Hartz A., Fricker G., Miller D. Modulation of p-glycoprotein transport function at the blood-brain barrier // Exp. Biol. Med. 2005. Vol. 230. P. 118−127.
  16. Bazzoni G., Dejana E. Endothelial cell-to-cell junctions: molecular organization and role in vascular homeostasis // Physiol Rev. 2004. Vol.84. P. 869−901.
  17. Bazzoni G., Martinez-Estrada O., Mueller F. et al. Homophilic interaction of junctional adhesion molecule // J Biol Chem. 2000. Vol. 275. P. 30 970−30 976.
  18. Beato M. Gene regulation by steroid hormones // Cell. 1989. N3. P.335- 344.
  19. Beckers C. and oth. Nuclear targeting of P-catenin and pl20ctn during thrombin induced endothelial barrier disfunction // Cardiovasc Res. 2008. Vol.79. P. 679 688.
  20. Begley D. J., Bradbury M. W., Kreuter J. The blood-brain barrier and drug delivery to CNS. NewYork: Marcel Dekker Inc., 2000.
  21. Behrens J. Functional interaction of beta-catenin with the transcription factor LEF-1 // Nature. 1996. Vol.382. P. 638 642.
  22. Berezowski V., Landry C., Lundquist S. et al. Transport screening of drug cocktails through an in vitro blood-brain barrier: is it a good strategy for increasing the throughput of the discovery pipeline? // Pharm. Res. 2004. Vol. 21. P. 756−760.
  23. Bernas M. et al. Establishment of primary cultures of human brain microvascular endothelial cells to provide an in vitro cellular model of the blood-brain barrier // Nat Protoc. N7. 2010. P.1265- 1272.
  24. Beyer E. Gap junctions // Int.Rev.Cytol. 1993. Vol. 137. P. 1−37.
  25. Boswell C., Majno G., Joris I., Ostrom K. Acute endothelial cell contraction in vitro: a comparison with vascular smooth muscle cells and fibroblasts // Microvasc Res. 1992. Vol.43(2). P.178−191.
  26. Butt A., Jones H., Abbott N. Electrical resistance across the blood-brain barrier in anaesthetized rats: a developmental study // J Physiol (Lond). 1990. Vol.429. P.47- 62.
  27. Carmeliet P. et al. Targeted deficiency or cytosolic truncation of the VE-cadherin gene in mice impairs VEGF-mediated endothelial survival and angiogenesis // Cell. Vol.98. P. 147 157.
  28. Cattelino A. et all. The conditional inactivation of the beta-catenin gene in endothelial cells causes a defective vascular pattern and increased vascular fragility // J. of Cell Biol. 2003. Vol. 162. P. 1111−1122.
  29. Cavallaro U., Cristofori G. Cell adhesion and signaling by cadherins and Ig-CAMs in cancer. // Nat Rev Cancer. 2004. Vol.4. P. 118−132.
  30. Ceballos G., Rubio R. Coculture of astroglial and vascular endothelial cells as apposing layers enhances the transcellular transport of hypoxanthine // J Neurochem. 1995. Vol.64(3). P.991−999.
  31. Cecchelli R., Dehouck B., Descamps L. et al. In vitro model for evaluating drug transport across the blood-brain barrier // Adv Drug Deliv Rev. 1999. Vol. 36. P. 165−178.
  32. Chang C., Wang X, Caldwell R. Serum opens tight junctions and reduces ZO-1 protein in retinal epithelial cells // J Neurochem. 1997. N2. P.859 867.
  33. Coats S., et al. Ligand-specific control of src-suppressed C kinase substrate gene expression // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. Vol.297. P. 1112−1120.
  34. Crosby et al. VE-cadherin is not required for the formation of nascent blood vessels but acts to prevent their disassembley // Blood. 2005. Vol.105. P.2771−2776.
  35. Cucullo L., McAllister M., Kight K. et al. A new dynamic in vitromodel for the multidimensional study of astrocyte-endothelial cell interactions at the blood-brain barrier // Brain Res. 2002. Vol. 951. P.243−254.
  36. Cummins P. M. Occludin: one Protein, many forms // Mol and Cell Biol. 2012. Vol.32. P. 242−250.
  37. Davis J., Crampton S., Hughes C. Isolation of Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVEC). // J. Vis. Exp. 2007. (3), el83, DOI: 10.3791/183.
  38. Davson H., Oldendorf W.H. Transport in central nervous system // Proc. Royal Soc. Med. 1967. Vol.60. P. 326−328.
  39. De Boer A., Van der Sandt I., Gaillard The role of drug transporters at the blood-brain barrier // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 2000. Vol. 43. P. 629−656.
  40. Dean M., Hamon Y., Chimini G. The human ATP-binding cassette (ABC) transporter superfamily.// J Lipid Res 2001 — Vol. 42. — P. 1007−1017.
  41. Dehouck M., Meresse S., Delorme P. et al. An easier, reproducible and mass-production method to study the blood-brain barrier in vitro // J. Neurochem. 1990. Vol.54. P. 17 981 801.
  42. Del Maschio A., De Luigi A., Martin-Padura I., et al. Leukocyte recruitment in the cerebrospinal fluid of mice with experimental meningitis is inhibited by an antibody to Junctional Adhesion Molecule (JAM). //J Exp Med. 1999. Vol.190. P. 1351−1356.
  43. Demeule M. et al. Drug transport to the brain: key roles for the efflux pump P-glycoprotein in the blood-brain barrier // Vase Pharmacol. 2002. Vol.38. P. 339 348.
  44. Desai S., Marroni M., Cucullo L. Mechanisms of endothelial survival under shear stress // Endothelium. 2002. Vol.9. P. 89−102.
  45. Dohgu S. et al. Brain pericytes contribute to the induction and up-regulation of blood-brain barrier functions through transforming growth factor-beta production // Brain Res. 2005. N2. P. 208−215.
  46. Dwyer D., Vannucci S., Simpson I. Expression, regulation, and functional role of glucose transporters (GLUTs) in brain // Int Rev Neurobiol. 2002. Vol.51. P. 159−88.
  47. Ecker G., Noe C. In silico prediction models for blood-brain barrier permeation // Curr Med Chem. 2004. N11. P. 1617- 1628.
  48. Engelhardt B. Development of the blood-brain barrier // Cell and tissue research. 2003. Vol. 314(1). P. 119−129.
  49. Esser S., Lampugnani M., Corada M., Dejana E., Risau W. Vascular endothelial growth factor induces VE-cadherin tyrosine phosphorylation in endothelial cells // J Cell Sei. 1998. Vol. 111. P.1853−1865.
  50. Estrada C., Bready J., Berliner J., et al. Astrocyte growth stimulation by a soluble factor produced by cerebral endothelial cells in vitro // Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 1990. Vol.49(6). P.539.
  51. Fabian G., Szabo C. Expression of G-protein subtypes in cultured cerebral endothelial cells // Neurochem Int. 1998. N2. P. 179 185.
  52. Ferguson J. E., Rusty W. K., Patterson C. Mechanisms of endothelial differentiation in embryonic vasculogenesis // Arterioscler Thromb Vase Biol. Vol. 25. P.2246 2254.
  53. Frey A., Meckelein B., Weiler-Guttler H. et al. Pericytes of the brain microvasculature express gamma-glutamyl transpeptidase // Eur J Biochem. 1991. Vol.202(2). P.421−429.
  54. Furuse M., Hirase T., Itoh M. et al. Occludin: a novel integral membrane protein localizing at tight junctions // Journal of Cell Biology. 1993. Vol. 123(6). P. 1777−1788.91
  55. Galinis-Luciani D., Nguyen L., Yazdanian M. Is PAMPA a useful tool for discovery? // J. Pharm. Sei. 2007. Vol.11. P.2886−2892.
  56. Galliard P. et al. Astrocytes increase the functional expression of P-glycoprotein in an in vitro model of blood-brain barrier // Pharm Res. 2000. Vol. 17(10). P. 1198 1205.
  57. Garberg P., Ball M., Borg N. et al. In vitro models for the blood-brain barrier // Toxicology in vitro. 2005. Vol. 19(3). P. 299−334.
  58. Gory-Faure S. et al. Role of vascular-endothelial-cadherin in vascular morphogenesis // Development. 1999. Vol.126. P.2093−2102.
  59. Grant G., Abbott N., Janigro D. Understanding the physiology ofthe blood-brain barrier: in vitro models //News Physiol. Sei. 1998. Vol. 13. P. 287−293.
  60. Greenwood J., Pryce G., Devine L. et al. SV40 large T immortalized cell lines of the rat blood-brain and blood-retinal barriers retain their phenotypic and immunological characteristics // J Neuroimmunol. 1996. Vol. 71. P.51−63.
  61. Gumbiner B.M. Signal transduction of beta-catenin // Curr Opin Cell Biol. 1995. Vol.7. P. 634 640.
  62. Gumbleton M., Audus K. Progress and limitations in the use of in vitro cell cultures to serve as a permeability screen for the blood-brain barrier // J Pharm Sei. 2001. Vol.90. P.1681−1698.
  63. Hartmann C., Zozulya A., Wegener J., Galla H. The impact of glia-derived extracellular matrices on the barrier function of cerebral endothelial cells: an in vitro study // Exp Cell Res. 2007. N7. P. 1318 1328.
  64. Haseloff R.F. et al. In search of the astrocytic factor (s) modulating blood-brain barrier functions in brain capillary endothelial cells in vitro // Cell Mol Neurobiol. 2005. Vol.25. P. 25−39.
  65. Hawkins R., O’Kane R., Simpson I., Vina J. Structure of the blood-brain barrier and its role in the transport of amino acids // J. Nutr. 2006. Vol.136. P.218−226.
  66. Hayashi Y. et al. Induction of various blood-brain barrier properties in non-neural endothelial cells by close apposition to co-cultured astrocytes // Glia. 1997. Vol.19. P. 13−26.
  67. Hirase T., Staddon J., Saitou M. et al. Occludin as a possible determinant of tight junction permeability in endothelial cells//J Cell Sei. 1997. Vol.110. P. 1603−1613.
  68. Hoheisel D., Nitz T., Franke H., et al. Hydrocortisone reinforces the blood-brain properties in a serum free cell culture system // Biochem Biophys Res Commun.1998. Vol.247. P.312−315.
  69. Huber J., Egleton R., Davis T. Molecular physiology and pathophysiology of tight junctions in the blood-brain barrier // Trends Neurosci. 2001. Vol.24. P.719−725.
  70. Hurl stone A., Clevers H. T-cell factors: turn-ons and turn-offs // EMBO J. 2002. Vol.21. P.2303−2311.
  71. Hurwitz A., Berman J., Rashbaum W., Lyman W. Human fetal astrocytes induce the expression of blood-brain barrier specific proteins by autologous endothelial cells // Brain Res. 1993. Vol.625(2). P.238−43.
  72. Igarashi Y. et al. Glial cell line-derived neurotrophic factor induces barrier function of endothelial cells forming the blood-brain barrier // Biochem. Biophys.Res. Commun. 1999. Vol. 261. P.108−112.
  73. Itoh M., Morita K., Tsukita S. Characterization of ZO-2 as a MAGUK family member associated with tight as well as adherens junctions with a binding affinity to occludin and alpha catenin // J Biol Chem. 1999. Vol. 274. P.5981−5986.
  74. Iwahana M., Utoguchi N., Mayumi T., Goryo M., Okada K. Drug resistance and P-glycoprotein expression in endothelial cells of newly formed capillaries induced by tumors // Anticancer Res. 1998. Vol.18. P. 2977−2980.
  75. Izumi Y., Hirose T., Tamai Y. et al. An atypical PKC directly associates and colocalizes at the epithelial tight junction with ASIP, a mammalian homologue of Caenorhabditis elegans polarity protein PAR-3 // J Cell Biol. 1998. Vol. l43(l). P.95−106.
  76. Jaffa A., Miller B., Rosenzweig S. Bradykinin induces tubulin phosphorylation and nuclear translocation of MAP kinase in mesangial cells // Am J Physiol. 1997. Vol. 273(6 Pt 2).1. P.916−924.
  77. Janzer R., Raff M. Astrocytes induce blood-brain barrier properties in endothelial cells // Letters to Nature. 1987. Vol. 325. P. 253−257.
  78. Jarden J., Dhawan V., Moeller J. The time course of steroid action on blood-to-brain and blood-to-tumor transport of 82Rb: a positron emission tomographic study // Ann Neurol. 1989. N3.P. 239−245.
  79. Joo F., Karnushina I. A procedure for the isolation of capillaries from rat brain // Cytobios. 1973. Vol. 8(29). P. 41−48.
  80. Jou T., Nelson W. Effects of regulated expression of mutant RhoA and Racl small GTPases on the development of epithelial (MDCK) cell polarity // J Cell Biol. 1998. Vol. l42(l).1. P.85−100.
  81. Kallmann B. et al. Characteristic gene expression profile of primary human cerebral endothelial cells // FASEB J. 2002. Vol. 16(6). P. 589−591.
  82. Kansy M., Senner F., Gubernator K. Physicochemical high throughput screening: parallel artificial membrane permeation assay in the description of passive absorption processes // J. Med. Chem. 1998.Vol.7. P. 1007−1010.
  83. Kovbasnjuk O., Szmulowicz U., Spring K. Regulation of the MDCK cell tight junction // J Membr Biol. 1998. Vol. l61(l). P.93−104.
  84. Krizanac-Bengez L., Kapural M., Parkinson F. et al. Effects of transient loss of shear stress on blood-brain barrier endothelium: role of nitric oxide and IL-6 // Brain Res. 2003. Vol. 977. P.239−246.
  85. Krizanac-Bengez L., Mayberg M., Janigro D. The cerebral vasculature as a therapeutic target for neurological disorders and the role of shear stress in vascular homeostasis and pathophysiology // Neurol. Res. 2004. Vol. 26. P.846−853.
  86. Krum J.M., Kenyon K.L., Rosenstein J.M. Expression of blood-brain barrier characteristics following neuronal loss and astroglial damage after administration of anti-Thy-1 immunotoxin // Exp.Neurol. 1997. Vol.146. P.33 -45.
  87. Laemmli U. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. Vol. 227(5259). P. 680−685.
  88. Lampugnani M.G. et al. Contact inhibition of VEGF-induced proliferation requires vascular endothelial cadherin, beta-catenin, and the phosphatase DEP-1/CD148 // J Cell Biol. 2003. Vol.161. P. 793−804.
  89. Langford D., Hurford R., Hashimoto M. et al. Signalling crosstalk in FGF2-mediated protection of endothelial cells from HIV-gpl20 // BMC Neurosci. 2005. Vol 6. P.8.
  90. Laterra J. Guerin C., Goldstein G. Astrocytes induce neural microvascular endothelial cells to form capillary-like structures in vitro // J Cell Physiol. 1990. N2. P. 204 215.
  91. Lee G., Dallas S., Hong M., Bendayan R. Drug transporters I central nervous system: brain barriers and brain parenchyma considerations // Pharmacol Rev. 2001.Vol. 53. N4. P.569 -596.
  92. Lee H., Chang Y., Tu Y., Huang C. CREB activation mediates VEGF-A's protection of neurons and cerebral vascular endothelial cells // J Neurochem .2010. Vol. 113. P.79−91.
  93. Lee S. et al. SSeCKS regulates angiogenesis and tight junction formation in blood-brain barrier // Nat Med. 2003. N7. P. 900−906.
  94. Leo A., Hansch C., Elkins D. Partition coefficients and their uses // Chem. Rev. 1979. Vol.71 (6). P. 525−616.
  95. Liang T., Demarco R., Mrsny R. et al. Characterization of huJAM: evidence for involvement in cell-cell contact and tight junction regulation // Am J Physiol Cell Physiol. 2000. Vol. 279. P. 1733−1743.
  96. Liaw C., Cannon C., Power M., et al. Identification and cloning of two species of cadherins in bovine endothelial cells // EMBO. 1990. Vol.9. P. 2701−2708.
  97. LiedtkeW. Et al. GFAP is necessary for the integrity of CNS white matter architecture and long-term maintenance of myelination // Neuron. 1996. Vol.17. P. 607 615
  98. Lin K., Hsu P., Chen B., Yuan S. Molecular mechanism of endothelial growth arrest by laminar shear stress // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. Vol.97. P.9385−9389.
  99. Lipinski C., Lombardo F., Dominy B., Feeney P. Experimental and computational approaches to estimate solubility and permeability in drug discovery and development settings // Adv. Drug Delivery Rev. 1997. Vol.23. P.3−25.
  100. Liu Y., Nusrat A., Schnell F., et al. Human junction adhesion molecule regulates tight junction resealing in epithelia // J Cell Sci. 2000. Vol.113. P.2363−2374.
  101. Livak J., Thomas D. Analysis of relative gene expression data using Real-Time Quantitative PCR and the 22DDCT method // Methods. 2001. Vol. 25. P.402108.
  102. Logie J. Glucocorticoid-mediated inhibition of angiogenesis changes in human endothelial cells is not caused by reductions in cell proliferation or migration // PLoS ONE 5(12): el4476. doi:10.1371/journal.pone.14 476
  103. Mann G., Yudilevich D., Sobrevia L. Regulation of amino acid and glucose transport in endothelial and smooth muscle cells // Physiol. Rev. 2003. Vol.83. P. 183−252.
  104. Marroni M., Marchi N., Cucullo L. et al. Vascular and parenchymal mechanisms in multiple drug resistances lesson from human epilepsy // Curr. Drug Target. 2003. Vol. 4. P. 297−304.
  105. Matthew A., Owens G. Epigenetic control of smooth muscle cell differentiation and phenotypic switching in vascular development and disease // Annu Rev Physiol. 2012. Vol.74. P. 13−40.
  106. Maxwell K., Berliner J. A, Cancilla P.A. Induction of gamma-glutamyl transpeptidase in cultured cerebral endothelial cells by a product released by astrocytes // Brain Res. 1987. Vol. 2. P. 310−314.
  107. McAllister M., Krizanac-Bengez L., Macchia F. et al. Mechanisms of glucose transport at the blood-brain barrier: an in vitro study // Brain Res. 2001. Vol.904. P.20−30.
  108. Meyer S., Hoppner W., Seitz H. Transcriptional and post-transcriptional effects of glucose on liver phosphoenolpyruvate-carboxykinase gene expression // Eur J Biochem. 1991. Vol.202(3). P.985−991.
  109. Mi H., Haeberle H., Barres B. Induction of astrocyte differentiation by endothelial cells //J. Neurosci. 2001. Vol. 21. P. 1538−1547.
  110. Mitic L. Anderson J. Molecular architecture of tight junctions // Annu Rev Physiol. 1998. Vol. 60. P.121−142.molecular characterization and role in drug disposition / You G., Morris M. (Eds). New Jersey.2007. P. 223 262.
  111. Morita K., Furuse M., Fujimoto K., Tsukita S. Claudin multigene family encoding four-transmenbrane domain protein components of tight junction strands // Proc Natl Acad Sci USA. 1999. Vol.96. P.511−516.
  112. Nag S. Morphology and molecular properties of cellular components of normal cerebral vessels. In: «The blood-brain barrier» Nag S. (Eds) Humana Press. Inc., 2003.
  113. Nitta T., Hata M., Gotoh S. et al. Size-selective loosening of the blood-brain barrier in claudin-5-deficient mice.// J Cell Biol 2003 — Vol.161- P.653−660.
  114. Nitz T, Eisenblatter T, Psathaki K, Galla H. Serum-derived factors weaken the barrier properties of cultured porcine brain capillary endothelial cells in vitro. // Brain Res. 2003. Vol.981. P.30.
  115. O’Donnell M., Martinez A., Sun D. Cerebral microvascular endothelial cell Na-K-Cl cotransport: Regulation by astrocyte-conditioned medium // Am J Physiol. 1995. Vol. 268. P.747−754.
  116. Omidi Y., Campbell L., Barar J. Evaluation of the immortalised mouse brain capillary endothelial cell line, b. End3, as an in vitro blood-brain barrier model for drug uptake and transport studies // Brain Res. 2003. Vol. 990. P. 95−112.
  117. Pan W., Yu Y., Cain C. et al. Permeation of growth hormone across the blood-brain barrier // Endocrinology. 2005. Vol. 146. P.4898^t904.
  118. Pardridge W. Blood-brain barrier biology and methodology // Journal of neurovirology. 1999. Vol.5(6). P. 556−569.
  119. Pardridge W. M. Why is the global CNS pharmaceutical market so under-penetrated? // Drug Discov. Today. 2002. N1. P. 5−7.
  120. Pardridge W. Non-invasive drug delivery to the human brain using endogenous blood-brain barrier transport systems. // Pharm Sci Technol Today. 1999. Vol. 2. P.49−59.
  121. Parkinson F., Friesen J., Krizanac-Bengez L., Janigro D. Use of a three-dimensional in vitro model of the rat blood-brain barrier to assay nucleoside efflux from brain // Brain Res. 2003. Vol.980. P.233−241.
  122. Pekny M. Impaired induction of blood-brain barrier properties in aortic endothelial cells by astrocytes from GFAP-deficient mice // Glia. 1998. N22. P. 390 400.
  123. Pilorget A., Demeule M., Barakat S. Modulation of P-glycoprotein function by sphingosine kinase-1 in brain endothelial cells // J Neurochem. 2007. Vol.100. P. 1203−1210.
  124. Rajasekaran A., Hojo M., Huima T., et al. Catenins and zonula occludens-1 form a complex during early stages in the assembly of tight junctions // J Cell Biol. 1996. Vol.132. P. 451−463.
  125. Rascher G., Fischmann A., Kroger S. Extracellular matrix and the blood-brain barrier in glioblastoma multiforme: spatial segregation of tenascin and agrin // Acta Neuropathol (Berl). 2002. Vol. 104. P.85−91.
  126. Redzic Z. Molecular biology of the blood-brain and the blood-cerebrospinal fluid barriers: similarities and differences // Fluods barrier CNS. 2011. Vol. 8(1). doi:10.1186/2045−8118−8-3.
  127. Regina A. et al. Factor (s) released by glucosedeprived astrocytes enhance glucose transporter expression and activity in rat brain endothelial cells // Biochim. Biophys. Acta. 2001. Vol.1540. P.233−242.
  128. Regina A., Koman A., Piciotti M. Mrpl multidrug resistance-associated protein and P-glycoprotein expression in rat brain microvessel endothelial cells // J Neurochem. 1998. Vol.71. P.705−715.
  129. Renart J., Reiser J., Stark J.R. Transfer of proteins from gels to diazobenzyloxymethyl-paper and detection with antisera: a method for studying antibody specifity and antigen structure // Proc Natl Acad Sci USA. 1979. Vol. 76. P. 3116 3120.
  130. Ribatti D., Nico B., Crivellato E., Artico M. Development of the blood-brain barrier: A historical point of view // The Anatomical Record Part B: The New Anatomist. 2006. Vol. 289(1). P. 3−8.
  131. Risau W., Hallmann R., Albrecht U., Henke-Fahle S. Brain induces the expression of an early cell surface marker for blood-brain barrier-specific endothelium // EMBO J. 1986. Vol.5(12). P.3179−83.
  132. Rosenberg G., Estrada E., Kelley R., Kornfeld M. Bacterial collagenase disrupts extracellular matrix and opens blood-brain barrier in rat // Neurosci Lett. 1993. Vol. 160. P. 117−119.
  133. Roux F. et al. Regulation of g-glutamyl transpeptidase and alkaline phosphatase activities in immortalized rat brain microvessel endothelial cells // J Cell Physiol. 1994. Vol.159. P. 101−113.
  134. Rubin L., Hall D., Porter S. et al. A cell culture model of the blood-brain barrier // Journal of Cell Biology. 1991. Vol.115(6). P. 1725−1735.
  135. Rubin L., Staddon J., The cell biology of the blood-brain barrier // Annual review of neuroscience. 1999. Vol. 22(1). P. 11−28.
  136. Rudini N. And oth. VE-cadherin is a critical endothelial regulator of TGF-? signaling // EMBO J. 2008. Vol.27. P. 993 1004.
  137. Saitou M., Furuse M., Sasaki H. et al. Complex phenotype of mice lacking occludin, a component of tight junction strands // Mol Biol Cell. 2000. Vol.11. P.4131142.
  138. Sakakibara A., Furuse M., Saitou M. et al. Possible involvement of phosphorylation of occludin in tight junction formation // J Cell Biol. 1997. 137(6). P.1393−1401.
  139. Salvetti F., Cecchetti P., Janigro D. Insulin permeability across an in vitro dynamic model of endothelium // Pharm. Res. 2002. Vol.19. 44550.
  140. Sano Y., Shimizu F., Abe M. et al. Establishment of a new conditionally immortalized human brain microvascular endothelial cell line retaining an in vivo blood-brain barrier function. // J Cell Physiol. 2010. Vol.225. P. 519−528.
  141. Schaeffer R., Gong F., Bitrick M., Smith T. Thrombin and bradykinin initiate discrete endothelial solute permeability mechanisms // Am J Physiol. 1993. Vol.264(6 Pt 2). P. 17 981 809.
  142. Schor A., Canfield A., Sloan P., Schor S. Differentiation of pericytes in culture is accompanied by changes in the extracellular matrix // In vitro Cell Dev Biol. 1991. N8. P. 651 -659.
  143. Seulberger H., Lottspeich F., Risau W. The inducible blood—brain barrier specific molecule HT7 is a novel immunoglobulin-like cell surface glycoprotein // EMBO J. 1990. Vol.9(7). P.2151−2158.
  144. Sharom J. Multidrug resistance protein: P-glycoprotein. in drug transporters:
  145. Siliciano J., Goodenough D. Localization of the tight junction protein, ZO-1, is modulated by extracellular calcium and cell-cell contact in Madin-Darby canine kidney epithelial cells // J Cell Biol. 1988. Vol.107. P. 2389−2399.
  146. Simpson I., Carruthers A., Vannucci S. Supply and demand in cerebral energy metabolism: the role of nutrient transporters // J. Cereb Blood Flow Metab. 2007. Vol.27. P.1766−1791.
  147. Sims D. The pericyte a review//Tissue Cell. 1986. Vol. 18. P. 153−174.
  148. Sinclair C., Krizanac-Bengez L., Stanness K. et al. Adenosine permeation of a dynamic in vitro blood-brain barrier inhibited by dipyridamole // Brain Res. 2001. Vol. 898. P.122−125.
  149. Smith J., Drewes L. Modulation of monocarboxylic acid transporter-1 kinetic function by the cAMP signaling pathway in rat brain endothelial cells // J Bio Chem. 2006. N4. P.2056 -2060.
  150. Sobue K. et al. Induction of bloodbrain barrier properties in immortalized bovine brain endothelial cells by astrocytic factors. //Neurosci Res. 1999. Vol. 35. P.155−164.
  151. Sobue K., Yamamoto N., Yoneda K. et al. Induction of blood-brain barrier properties in immortalized bovine brain endothelial cells by astrocytic factors // Neuroscience research. 1999. Vol. 35(2). P.155−164.
  152. Stanness K., Guatteo E., Janigro D. A dynamic model of the bloodbrain barrier in vitro // Neurotoxicology. 1996. Vol. 17. P. 481−496.
  153. Stevenson B., Begg D. Concentration-dependent effects of cytochalasin D on tight junctions and actin filaments in MDCK epithelial cells // J Cell Sci. 1994. Vol. l07(Pt 3). P.367−375.
  154. Stevenson B., Keon B. The tight junction: morphology to molecules. // Annu Rev Cell Dev Biol. 1998. Vol. 14. P. 89−109.
  155. Stevenson B., Siciliano J., Mooseker M., Goodenough D. Identification of ZO-1: a high molecular weight polypeptide associated with the tight junction (zonula occludens) in a variety of epithelia // J Cell Biol. 1986. Vol.103. P.755−766.
  156. Stewart P. Development of the blood-brain barrier. In: «Morphogenesis of Endothelium», W. Risau, G. Rubanyi (Eds). Amsterdam: Harwood Academic- 2000 P. 109−122.
  157. Stuart R., Nigam S. Regulated assembly of tight junctions by protein kinase C // Proc Natl Acad Sci USA. 1995. Vol.92(13). P. 6072−6076.
  158. Taddei A. and oth. Endothelial adherns junctions control tight junctions by VE-cadherin-mediated upregulation of claudin -5 // Nature cell biology. 2008. Vol. 10. P. 923 934.
  159. Tan K., Dobbie M., Felix R. et al. A comparison of the induction of immortalized endothelial cell impermeability by astrocytes // Neuroreport. 2001. Vol. 12. P. 1329−1334.
  160. Tao-Cheng et al. Tight junctions of brain endothelium in vitro are enhanced by astroglia //J Neurosci. 1987. N10- P. 293 -299.
  161. Tilling T., Engelbertz C., Decker S. Expression and adhesive properties of basement membrane proteins in cerebral capillary endothelial cell cultures // Cell Tissue Res. 2002. Vol.310. P.19−29.
  162. Tio S., Deenen M., Marani E. Astrocyte-mediated induction of alkaline phosphatase activity in human umbilical cord vein endothelium: an in vitro model // Eur.J.Morphol. 1990 Vol.28 (2−4). P. 289−300.
  163. Tontsch U., Bauer H. Glial cells and neurons induce blood-brain barrier related enzymes in cultured cerebral endothelial cells // Brain Res. 1991. Vol.539(2). P.247−53.
  164. Trizma E. et al. A mechanosensory complex that mediates the endothelial cells response to fluid shear stress // Nuture. 2005. Vol. 437. P.426−431.
  165. Tsukamoto T., Nigam S. Role of tyrosine phosphorylation in the reassembly of occludin and other tight junction proteins. // Am J Physiol. 1999. Vol. 276(5 Pt2). P.737−750.
  166. Tsukita S., Furuse M. Overcoming barriers in the study of tight junction functions: from occludin to claudin // Genes Cells. 1998. Vol.3(9). P.569−573.
  167. Turksen K., Troy T. C. Barriers built on claudins // J of Cell Sci. 2004. Vol. 117. P. 2435 — 2447.
  168. Wan C., Jackson J., Pirmoradi F., Chiao M., Burt H. Increased accumulation and retention of micellar paclitaxel in drug-sensitive and P-glycoprotein-expressing cell lines following ultrasound exposure // Ultrasound Med Biol. 2012. Vol. 38. P.736−744.
  169. Wang Y., Zhang J., Yi X., Yu F. Activation of ERK½ MAP kinase pathwayinduces tight junction disruption in human corneal epithelial cells // Exp Eye Res. 2004. Vol.78(1). P.125−136.
  170. Warth A., Kroger S., Wolburg H. Redistribution of aquaporin-4 in human glioblastoma correlates with loss of agrin immunoreactivity from brain capillary basal laminae // Acta Neuropathol. 2004. N4. P. 311−318.
  171. Wasserman S., Topper J. Adaptation of the endothelium to fluid flow: in vitro analyses of gene expression and in vivo implications // Vase. Med. 2004. Vol.9. P.35−45.
  172. Weinstein D. Isolation and purification of primary rodent astrocytes // Curr Protocol in Neuroscience. 1997. P.351−359.
  173. Wells W., Bonetta L. Endothelial tight junctions form the blood-brain barrier // J. Cell Biol. 2005. Vol. l69(3). P. 378−379.
  174. Wheatley E., Vincent P., McKeown Longo P., Saba T. Effect of fibronectin on permeability of normal and TNF-treated lung endothelial cell monolayers. // Am J Physiol. 1993. N1. P.90 -96.
  175. Wijsman J., Shivers R. Immortalized mouse brain endothelial cells are ultrastructurally similar to endothelial cells and respond to astrocyte-conditioned medium. // In Vitro Cell Dev Biol Anim. 1998. Vol.34. P.777−784.
  176. Williams E., Williams G., Howell F. et al. Identification of an N-cadherin motif that can interact with the fibroblast growth factor receptor and is required for axonal growth // J. Biol Chem. 2001. Vol.276. P. 43 879^3886.
  177. Willott E., Balda M., Heintzelman M., et al. Localization and differential expression of two isoforms of the tight junction protein ZO-1 // Am J Physiol Cell Physiol. 1992. Vol.262 P. 1119−1124.
  178. Wolburg H. et al. Brain endothelial cells and the glio-vascular complex // Cell Tissue Res. 2009. Vol. 335(1). P. 75−96.
  179. Wolburg H., Lippoldt A. Tight junctions of the blood-brain barrier: development, composition and regulation. // Vase Pharmacol. 2002. Vol.38. P.323−337.
  180. Wong V. Phosphorylation of occludin correlates with occludin localization and function at the tight junction. // Am J Physiol. 1997. Vol.273(6 Pt 1). P. 1859−1867.
  181. Yamada K., Ushio Y., Hayakawa T. et al. Effects of methylprednisolone on peritumoral brain edema. A quantitative autoradiographic study // J Neuroserg. 1983. N4. P.612 619.
  182. Yan M., Matouk C., Marsden P. Epigenetics of the vascular endothelium // J Appl Physiol. 2010. Vol. 109(3). P.916−26.
  183. Yu C., Kastin A., Tu H. TNF activates P-glycoprotein in cerebral microvascular endothelial cells // Cell Physiol Biochem. 2007. Vol. 20. P.853−858.
  184. Zhang Y., Wu X., He Y. Melanocortin potentiates leptin-induced STAT3 signaling via MAPK pathway // J Neurochem. 2009. Vol. 110. P.390−399.
  185. Zhurinsky J., Shtutman M., Ben-Ze'ev A. Plakoglobin and beta-catenin: protein interactions, regulation and biological roles // J Cell Sei. 2000. Vol.113. P. 3127 3139.
  186. Ziegler T., Nerem R. Effect of flow on the process of endothelial cell division. // Arterioscler. Thromb.1999. Vol. 14. P. 636−643.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?