Вирус чумы плотоядных

ФГБОУ ВПО «Московская государственная академия ветеринарной медицины и биотехнологии им. К. И. Скрябина»

Кафедра радиобиологии и вирусологии имени академиков А. Д. Белова и В. Н. Сюрина РЕФЕРАТ По дисциплине «Вирусология и биотехнология»

" Вирус чумы плотоядных"

Москва 2015

Содержание Введение

1. Характеристика вируса

1.1 Таксономия вируса

1.2 Морфология вириона

1.3 Этапы репродукции вируса

1.4 Антигенная структура и антигенная вариабельность

1.5 Гемагглютинирующие и гемадсорбирующие свойства

1.6 Особенности культивирования в различных живых системах

1.7 Органный патогенез

2. Диагностика чумы плотоядных

2.1 Постановка предварительного диагноза

2.1.1. Анализ эпизоотологических данных

2.1.2 Краткая характеристика клинических признаков

2.1.3 Краткая характеристика основных патанатомических изменений

2.2 Виды патологического материала

2.3 Этапы лабораторной диагностики

2.3.1 Индикация вируса

2.3.2 Изоляция вируса

2.3.3 Идентификация выделенного вируса

2.3.4 Ретроспективная серодиагностика

3. Специфическая профилактика

3.1 Виды биопрепаратов

3.2 Способы введения вакцин и схема вакцинации Заключение Список используемой литературы Введение Чума плотоядных (ЧП, чума собак, болезнь Карре) — острая или подострая контагиозная вирусная болезнь, проявляющаяся лихорадкой, катаральным воспалением слизистых оболочек, поражениями кожи, центральной нервной системы или сочетанием этих признаков.

Чума известна со времен одомашнивания собак. Вирусную природу чумы собак впервые доказал французский ученый Карре в 1905 г.

В настоящее время чума плотоядных широко распространена в мире. Заболевание регистрируют среди собак, диких плотоядных и пушных зверей в Европе, Азии, Австралии, Африке, Америке, а также в нашей стране.

В естественных условиях вирус чумы плотоядных поражает в основном представителей отряда хищных. К вирусу восприимчивы собаки, лисицы, песцы, норки, медведи, волки. Для животных различных видов патогенность вируса неодинакова — от скрытого бессимптомного до острого течения со 100%-ной смертностью. Наиболее чувствительны хорьки и тхорзофретки (помесь белого африканского хоря с черным лесным хорем).

Кошки в естественных условиях к вирусу чумы плотоядных невосприимчивы. В условиях звероводческих хозяйств чума обычно начинается у животных одного вида, а через 1—2 мес. могут заболеть звери другого вида, к которому вирус постепенно адаптируется.

Чаще и тяжелее чума протекает весной и осенью. Наиболее чувствительны к заражению щенки в возрасте 4—6 мес. Щенки вакцинированных и естественно переболевших чумой матерей обычно не болеют за счет колострального иммунитета. Через две недели после отсадки от матери щенков вакцинируют.

1. Характеристика вируса

1.1 Таксономия вируса Семейство: Paramyxoviridae (Парамиксовирус) Род: Morbillivirus

Вид: Canine distemper morbillivirus

1.2 Морфология вириона Возбудитель чумы плотоядных — РНК-содержащий вирус, имеющий на своей поверхности два белка-антигена Н и F и относящийся к роду морбилливирусов. К этой же группе относится вирус кори человека, чумы крупного рогатого скота и возбудители ряда других болезней. Согласно классификации возбудитель чумы плотоядных относится к семейству парамиксовирусов, которое включает три рода: параинфлюэнца, морбилли и пневмовирусов (parainfluensa, morbilli, pneumavirida). Вирионы имеют разнообразную форму — от сферической до нитевидной с диаметром от 100 до 700 нм. Внутри он содержит нуклеокапсид со спиральной структурой. В его состав входит РНК и 3 вирусных белка из 6 структурных: NP с молекулярной массой 58 кД, Р — с молекулярной массой 66 кД и L-200 кД, причем два последних обладают полимеразной активностью. В состав геномной РНК входит 10−15 тыс. нуклеотидов, организованных в шесть транскрипционных единиц. Геномная однонитевая РНК не является информационной для синтеза белка. Эту функцию выполняет РНК, комплементарная геномной, которая образуется в инфицированной клетке. Нуклеокапсид окружен липопротеидной оболочкой с М-белком с внутренней стороны и Ни F-белками с наружной. Ммембранный белок гликазилирован. Ни F-белки вируса чумы плотоядных, как поверхностные, наиболее интересны в патогенетическом и иммуногенном отношениях. Белок Н (hemagglutinin) — молекулярная масса 76 кД, имеет в своем составе 604 аминокислоты. Функционально ответствен за прикрепление (адсорбцию) вируса к клетке-мишени. В его структуре отмечают значительную вариабельность. С этим фактом некоторые авторы связывают тропизм вируса к различным тканям, что впоследствии определяет клинические проявления в виде кожных, респираторных или кишечных патологий. Белок F (fusion-слияние) — мол. м. 62 кД, состоит из двух компонентов, связанных между собой дисульфидной связью. Считают, что F-белок обеспечивает слияние оболочки вируса и мембраны клеток, а также ответствен за межклеточное слияние инфицированных клеток и образование синцития в их культурах. Этот белок обладает выраженной структурной стабильностью и имеет сходное для всех морбилливирусов строение. Так как F-белок обладает и высокими иммуногенными качествами, становится понятным, почему наблюдается перекрестный иммунитет с корью человека и чумой КРС. Одновременно нельзя серьезно относиться к заявлениям о появлении местных вариантов вирулентных штаммов, отличающихся по антигенной структуре от вакцинных. Иммуногенный компонент у всех вирусов чумы плотоядных довольно постоянен. Считается, что вирус довольно устойчив к воздействию факторов внешней среды, особенно в высушенном состоянии (до 3−4 месяцев при комнатной температуре не теряет своей активности). Вместе с тем при 56 °C теряет жизнеспособность через 1,5 часа, а при 37−40°С погибает через 15 дней. Под действием 1% раствора формалина погибает через 3 часа, а 2% раствор NaOH убивает его через 1 час. Довольно хорошо вирус сохраняется в замороженном состоянии.

1.3. Этапы репродукции вируса Парамиксовирусы с помощью гликопротеиновых рецепторов адсорбируются на чувствительных клетках хозяина. Проникновение вириона в клетки происходит путем рецепторного эндо-цитоза или при слиянии вирусной оболочки с цитоплазматической мембраной. Репликация вирусной РНК происходит в цитоплазме инфицированных клеток. При формировании вирионов происходит модификация отдельных участков цитоплазматической мембраны клетки-хозяина за счет встраивания в нее с наружной стороны вирусных гликопротеинов, а с внутренней — мембранного белка. К модифицированным участкам клеточной мембраны по актиновым нитям цитоскелета транспортируются вирусные нуклеокапсиды. Выход вирусных частиц осуществляется путем почкования. В цитоплазме инфицированных клеток образуются ацидофильные включения.

1.4 Антигенная структура и антигенная вариабельность Антигенная структура вируса изучена слабо. Морфологическое сходство с вирусом кори человека дало возможность предположить аналогичность их антигенного состава. Основные антигены вируса кори — гемагглютинин, белок F и нуклеокапсидный белок NP. AT к гемагглютинину и F-протеину проявляют цитотоксическое действие, направленное против инфицированных клеток.

Антигенная вариабельность. Вирус чумы в иммунобиологическом отношении однороден, в то же время по происхождению и некоторым биологическим особенностям его штаммы разделяют на две подгруппы: классические и вариантные. Классические штаммы высокопатогенны и проявляют строгую видовую специфичность.

1.5 Гемагглютинирующие и гемадсорбирующие свойства Вирусная оболочка состоит из трех белков: гемагглютинина (Н), белка слияния (F) и матриксного (М). Также в серологических реакциях у вируса выявлены комплементсвязывающий, преципитирующий, нейтрализующий и гемагглютинирующие антигены. В связи с этим вирус способен нерегулярно агглютинировать эритроциты цыплёнка и морской свинки. Феномен гемагглютинации у вируса считают неспецифическим.

Считается, что рецепторами для адсорбции вируса являются сиаловые кислоты, имеющиеся на мембране макрофагов. В то же время установлено, что вирус чумы плотоядных лишен нейраминидазной активности. Поэтому связывание гемагглютинина с сиаловыми кислотами мембраны носит довольно слабый, лабильный характер, что снижает для вируса опасность «застрять» на поверхности клетки.

1.6 Особенности культивирования в различных живых системах Первые опыты по культивированию вируса чумы плотоядных в эксплантатах ткани проводил Mitscheriich в 1938 г. Позднее его размножали в эсплантатах селезенки, мезентериальных лимфоузлов, легких и тестикул 10−14-дневных щенят. Авторы провели 19 пассажей, при этом титр вируса в эксплантатах селезенки достиг 2?104 ИД/г. Вирус чумы плотоядных активно размножается в первичных культурах клеток почки собак, хорьков, легких собак и хорьков; в первичной культуре клеток почки щенят 3−4 дневного возраста. В этих культурах на среде 199 с добавлением 20% сыворотки телят вирус образует бляшки под агаровым покрытием. В клетках HeLa и линии клеток печени человека вирус не вызывал ЦПЭ.

К вирусу чумы чувствительны и различные культуры клеток после его адаптации пассированием в них. В 1959 году впервые был выделен вирус от больных чумой собак путем культивирования в трипсинизированных кусочков легких или почек. В последующие годы он был также выделен в первичной культуре почек собаки, КРС, овцы, обезьяны, фибробластов эмбрионов кур и перепелов и др. К вирусу чувствительны и перевиваемые линии клеток Hela и Vero. При размножении некоторые штаммы вируса вызывают ЦПД, которое характеризуется зернистостью и округлением клеток с последующим разрушением монослоя и образованием многоядерных клеток и синцитий. Для выделения и поддержания в лабораторных условиях вируса используют молодых щенков. Однако значительно чувствительнее тхорзофретки. Материалами при выделении вируса в культуре клеток служат селезенка, печень, почка.

Вирус размножается в эмбрионах кур при инфицировании на хорионаллантоисную оболочку (ХАО), в аллантоисную полость и желточный мешок. Этот метод успешно используют также и для определения титра вируса на эмбрионах 8−9 -суточного возраста. Вирус титруют на ХАО. При размножении вируса у зараженных эмбрионов появляются изменения главным образом на хорион-аллантоисной оболочке в виде отечности и образования светло-серых узелков величиной с просяное зерно или тяжей светло-серого цвета.

При сравнительном изучении репродукции 3-х штаммов вируса чумы плотоядных на различных клеточных системах установлено, что у 1-го из них (шт. Рокборн) отсутствовало выраженное цитопатическое дейтвие, 2-й штамм накапливался в титре 3,5−5,0 lg ТЦДщ/wi и шт. Акбар-37 накапливался в титре 5,0−6,5 lg ТЦД50/мл (17). Штаммы, адаптированные к куриным эмбрионам, хорошо развиваются в культуре фибробластов куриных эмбрионов, перевиваемых линиях клеток HeLa («бессмертные» клетки, не имеющие предела Хейфлика), Нер (клетки рака гортани) и др. Максимальное накопление адаптированных штаммов в культуре клеток отмечено на 8−9-й день. Вирус репродуцируется в культуре альвеолярных макрофагов легких собак. Через 2−6 дней в ней формируются характерные круглые многоядерные гигантские клетки, которые через 1−2 недель исчезают с образованием синцития. Адаптированный к клеткам Vero (клетки почки африкаской зеленой мартышки) шт. Green вируса чумы плотоядных способен образовывать бляшки в клетках Нер-2, BS-C-1 и HeLa, но не в клетках Vero и культуре клеток почки собак. Адаптированный к куриным эмбрионам или культуре клеток, вирус может размножаться во многих клеточных системах (собак, КРС, обезьян, человека). Вирус чумы плотоядных вызывает цитопатический эффект и титры его выше в роллерных культурах, чем в стационарных.

Предложен метод крупномасштабного культивирования вируса чумы плотоядных на микроносителях Gelaspker M (Lachema, Bruc) (диаметр 150−200 мкм), для чего клетки куриных эмбрионов или Vero выращивают в виде псевдосуспензионной культуры. При этом биологическое накопление вируса более чем в 10 раз превышало таковое при использовании стационарных культур.

Разработан метод дифференциации патогенных и аттенуированных штаммов вируса чумы плотоядных in vitro. МонАТ реагируют с нуклеокапсидным АГ аттенуированного шт. Onderstepoort, который культивируется в клетках Vero и не реагирует с патогенными шт. А75/17 и СН84, культивируемыми в первичных культурах клеток собак. Однако после нескольких пассажей в клетках Vero штаммы приобретали эпигон, реагирующий с монАТ, одновременно утрачивали патогенность для собак.

Шт. Д84−1 ВЧС, адаптированный к культуре фибробластов КЭ, вызывает выраженные ЦПИ в культуре клеток и незначительное бляшкообразование на ХАО. Шт. Д84−1 генетически стабилен и нейровирулентен для мышат.

1.7 Органный патогенез Вирус чумы в организм животных проникает через слизистые оболочки. В месте его внедрения отмечают гиперемию, набухание и изъязвление слизистой оболочки, затем вирус проникает в кровь и вызывает общую интоксикацию организма, повышение температуры тела, ринит, конъюнктивит. В инкубационном периоде и на высоте первого температурного подъема вирус чумы плотоядных размножается в крови и обладает высокой вирулентностью.

Попав в организм плотоядных через органы дыхания, вирус в первый день проникает только в мононуклеарные клетки лимфатических узлов и миндалин; на 2−3-й — в мононуклеарные лимфоциты. В течение первых шести суток вирус репродуцируется в лимфоидной системе, после чего мононуклеары перегруженные вирусом уже встречаются по всему организму.

В течение первых 6 суток вирус репродуцируется в лимфоидной системе, после чего мононуклеары, перегруженные вирусом, уже встречаются по всему организму. Диссеминация вируса может происходить не только при помощи лейкоцитов, но и экстрацеллюлярно (посредством плазмы крови). На 10-й день высокие титры вируса обнаруживаются в легких, умеренные — в печени и мозге, низкие — в почках, мочевом пузыре, скелетной мускулатуре, надпочечниках, щитовидной и слюнной железах.

Репликация вируса в лимфоцитах и макрофагах приводит к иммунодепрессивному состоянию, которое возникает вследствие прямого цитолитического действия вируса, а также неспецифической активации Т-супрессоров. При условии слабого формирования специфических антител ВЧП внедряется во все эпителиальные клетки. В этот момент появляются симптомы поражения дыхательной, пищеварительной или нервной системы. Если антитела образуются интенсивно, то диссеминация вируса в организме не происходит или ограничивается эпидермисом и нейронами. До момента разрушения этих клеток вирус остается недосягаемым для антител. Важно отметить, что гемато-энцефалитический барьер остается проницаемым не только для эпизоотического, но и для вакцинного вируса. Концентрация антител в крови больных животных достигает пика на 9−12-й день и сохраняется на этом уровне 60−70 дней. Велико влияние вируса чумы и на эритроциты зверей — вследствие его гемолитической активности уже к 13-му дню после заражения развивается гемолитическая анемия.

Когда вирус из миндалин и лимфатических узлов проникает в кровь, возникает первичная вирусемия, и он распространяется лейкоцитами по всему организму, локализуясь главным образом в селезенке, лимфатических узлах, костном мозге и лимфоидной ткани других органов. После интенсивного размножения вируса развивается вторичная вирусемия, в результате которой он попадает в эпителиальные ткани и головной мозг, вызывая острые воспалительные и дегенеративные изменения слизистых оболочек, кожи и внутренних органов, а также признаки поражения центральной нервной системы.

Диссеминация (распространение) вируса в организме может происходить не только при помощи лейкоцитов, но и экстрацеллюлярно (посредством плазмы крови).

Вирус чумы плотоядных поражает нервную систему, органы дыхания, пищеварения, а по мнению некоторых исследователей, и кожу. Степень и скорость вызываемых им поражений зависит от многих факторов, из которых главными являются — доза, вирулентность и место внедрения вируса; состояние, индивидуальные особенности и возраст макроорганизма, условия его кормления, содержания и ухода.

Проникновение вируса чумы плотоядных в центральную нервную систему вызывает необратимые явления в организме животных и их гибель. Вирус проникает в мозг относительно медленно: обычно в конце, и реже в начале инфекционного процесса или после кажущегося (мнимого) выздоровления. Это проявляется менинго-энцефалитическим синдромом при острой инфекции головного мозга и его оболочек; а также — в виде параличей и парезов при поражении спинного мозга.

Поражение центральной нервной системы и подкорковых вегетативных центров приводит к тяжелым нарушениям обмена веществ, кровообращения, дыхания и пищеварения. Возникают острые воспалительные и дегенеративные процессы в сердце, печени, почках и кишечнике. Нарушаются жизненно важные функции организма, что приводит животное к смерти.

У беременных самок вирус способен проникать через плаценту и вызывать гибель плода или обусловливать аборт.

Существенную роль в патогенезе чумы плотоядных играют возбудители секундарных и смешанных инфекций. Чума плотоядных может протекать одновременно с инфекционным гепатитом или аденовирусной инфекцией у собак; с Алеутской болезнью — у норок. Смешанные и секундарные инфекции: сальмонеллы, эшерихии, пастереллы, токсоплазмы, кокки и др, стресс-факторы, нарушения в кормлении, содержании снижают иммунологическую резистентность макроорганизма, усиливают тяжесть патологического процесса и увеличивают летальность.

2. Диагностика чумы плотоядных

2.1 Постановка предварительного диагноза

2.1.1 Анализ эпизоотологических данных К вирусу чумы восприимчивы различные плотоядные животные: собаки, волки, лисицы, шакалы, песцы, хорьки, соболи и др. Наиболее восприимчив молодняк. Колостральный иммунитет от иммунных матерей предохраняет щенков от заболевания до 2−3-месячного возраста.

Отмечается относительная устойчивость к чуме беспородных собак, терьеров, и наоборот, повышенная восприимчивость — лаек, немецких овчарок, пуделей, колли, бультерьеров, пекинесов и др. Однако эта породная предрасположенность в научном эксперименте не доказана.

Источником возбудителя инфекции являются больные и переболевшие животные, выделяющие вирус во внешнюю среду с источениями из носа, глаз, со слюной, мочой и калом. Собаки, переболевшие чумой и не имеющие клинических признаков, выделяют вирус во внешнюю среду до 3 месяцев. Резервуаром вируса в природе являются в основном дикие плотоядные, но в отдельных случаях могут быть и другие виды животных. Чума плотоядных регистрируется в любое время года, но наиболее часто весной и осенью.

Летальность может составлять 80−90%

2.1.2 Краткая характеристика клинических признаков Инкубационный период длится 4—20 дней. Чума плотоядных может протекать молниеносно, сверхостро, остро, подостро, абортивно, типично и атипично. По клиническим проявлениям различают катаральную, легочную, кишечную и нервную формы болезни. Чаще других (до 52% случаев) наблюдают нервную форму. Поскольку вирус поражает клетки всех систем организма, разделение на различные формы весьма условно.

При молниеносном течении болезни животные гибнут внезапно, без проявления клинических признаков.

Сверхострое течение болезни продолжается 2—3 дня и характеризуется высокой температурой тела, коматозным состоянием и гибелью.

Острое течение болезни длится 2—4 нед. Начинается лихорадкой с температурой 39,5—41 °С, рвотой. Далее развивается конъюнктивит и ринит — от серозного до гнойного. Появляется кашель как проявление трахеита, бронхита. На коже в области живота, паха, внутренней поверхности бедер появляется пустулезная сыпь. Острое течение часто переходит в хроническое.

Катаральная форма после периода кажущегося выздоровления может перейти в нервную (возбуждение, судороги конечностей, парезы, параличи), заканчивающуюся гибелью.

Абортивное течение чумы чаще наблюдают у вакцинированных животных и проявляется лишь 1—2-дневным недомоганием. Но и в этом случае возможно нарастание нервных явлений и гибель животного.

У животных разных видов клинические признаки чумы несколько отличаются.

2.1.3 Краткая характеристика основных патанатомических изменений Труп павшей от чумы собаки, как правило, истощен. Глаза впавшие, зрачок расширен. На роговице, губах и вокруг ноздрей мелкие эрозии. Слизистая оболочка верхних дыхательных путей гиперемирована. Легкие переполнены кровью, с очагами красной и серой гепатизации. Возможны отеки легких и пневмония. Точечные и полосчатые кровоизлияния видны на плевре, эпикарде и перикарде. В сердечной мышце сероватые и желтоватые очаги. Печень полнокровная, рыхлая, с желтым оттенком, в состоянии жирового перерождения. Селезенка при молниеносном течении чумы по краям имеет инфаркты. В корковом слое почек точечные кровоизлияния. На слизистой желудка и двенадцатиперстной кишки эрозии, язвы, признаки катарального воспаления. На слизистой мочевого пузыря точечные и полосчатые кровоизлияния. Брыжеечные и мезентериальные лимфоузлы на разрезе сочные, с кровоизлияниями.

Патологоанатомические изменения ЧП весьма неспецифичны и варьируют в зависимости от интенсивности и длительности болезни.

2.2 Виды патологического материала От больных животных берут кровь в период лихорадочного состояния, а также фракции лейкоцитов, мазки из носа и конъюнктивы. От свежих трупов (не менее чем 3−4) мазки-отпечатки со слизистых оболочек глаз, век, носовой полости и других отделов респираторного тракта, мочевого пузыря, миндалин, лимфатических узлов, кусочки лёгкого, трахеи, селезёнки, почек, головного мозга, мочевой пузырь.

Для серологических исследований берут кровь как можно быстрее после проявления клинических признаков и повторно спустя 14−21 день. Материал отправляют нарочным в термосе со льдом. Подготовку материала для выделения вируса проводят общепринятым методом.

2.3 Этапы лабораторной диагностики

2.3.1 Индикация вируса Игнатов П. Е. (1995) отмечает, что имеющиеся в настоящее время методы лабораторной диагностики (РДСК, РПГА и ИФА) дают нестабильные результаты и что наиболее перспективным представляется обнаружение вируса в экскретах с помощью полимеразной цепной реакции (ПЦР). Этот метод позволяет обнаружить вирус в первые дни заболевания в крови, в носовых и конъюнктивальных смывах, а также в патологическом материале (селезенка, печень, почки, головной мозг и др.). ПЦР характеризуется высокой специфичностью и чувствительностью. Чувствительность обратного транскрипционного варианта при проведении с праймерами р1 (АСА, JJА, ТTJ, СTJ) и р2 (САА, JAN, AAC, CAT, JTA, CCJ) гена N составляет 86−88%. Тест-систему для обнаружения вируса чумы плотоядных методом полимеразной цепной реакции производят НПО «Нарвак» и ФГУ ВГНКИ.

С помощью ПЦР следует исследовать материал от невакцинированных собак с обязательным подтверждением диагноза другими методами.

Был предложен экспресс-метод индикации в РИГА антител к вирусу чумы плотоядных, позволяющий получить результат в течение 3 часов. Желательно исследовать парные пробы сывороток (с определенным интервалом), чтобы проследить рост или спад титров антител, однако и однократного взятия бывает достаточно для заключения о состоявшемся контакте непривитого животного с вирусом чумы. По чувствительности несколько превосходит РН.

Предлагалось много других методов — РДП, РСК и др., но широкое их применение не состоялось. Не оправдал себя и гистопатологический метод выявления цитоплазматических телец-включений в эпителии слизистых оболочек (мочевого пузыря и др.) из-за того, что после прививки живой вирус-вакциной образуются аналогичные включения (Уласов В.И., 2001) и др. Кроме того, ряд авторов признают, что на результат гистологических исследований влияют профессионализм исследователя, качество и давность приготовления красителей, наличие секундарной микрофлоры у павшего животного. И, наконец, обнаружение включений в клетках различных тканей должно быть интерпретировано только как предостережение, т.к. многие дегенеративные поражения клеток, фагоцитоз, другие вирусные инфекции (герпесвирусная, бешенство) могут приводить к образованию сходных структур. В то же время ультраструктурные и иммуногистохимические исследования предоставляют возможность отдифференцировать эти включения и избежать ошибок. Однако поствакцинальные включения надежнее всего можно исключить лишь с учетом времени прививок — вакцинный вирусный антиген сохраняется в лимфоидной системе норок 6−12 дней (Blixenkrone-Moller М., 1989), у собак — еще дольше. Геллер В. И. и др. (2003) указывают, что поствакцинальные включения у пушных зверей исчезают через 60 дней. Однако, как бы то ни было, диагностика по тельцам-включениям или вирусному антигену даже с учетом вышеизложенного не может быть точной, так как в зависимости от давности заражения они могут или не развиться, или уже исчезнуть. Официально этот метод не зарегистрирован в нашей стране, однако его используют как дополнительный тест при постановке диагноза.

Однако в нашей стране все еще производится индикация вируса с помощью таких методов, как РДП, РИФ, МФА.

Реакция диффузной преципитации (РДП). Преципитирующий АГ появляется в органах животных на 3−4-й день болезни и всегда обнаруживается в органах павших животных. В качестве антигенов используют 10%-ую суспензию органов больных животных (селезенка, лимфоузлы, костный мозг, тимус, голов­ной мозг, легкие, печень, почки, слюнные железы, поджелудочная железа, моча, перитоне-альная жидкость). Свиньи — хорошим источником антисывороток против ВЧП (2,4,5).

Реакция иммунофлуоресценции (РИФ). Позволяет поставить быстрый и ранний прижизненный диагноз. У хорьков самые надежные результаты при исследовании мазков крови. РИФ используют также для исследования кусочков органов от павших животных. Наиболее пригодны мозжечок, желудок, легкие, большой и продолговатый мозг. В РИФ антигены вируса чумы обнаруживали в мазках костного мозга, фиксированных ацетоном, в лейкоцитах крови и эпителиальных клетках конъюнктивы. В мононуклеарных клетках крови его обнаруживали на 2−3-й день после экспериментального заражения. Ряд авторов рекомендуют применять ИФ для обнаружения вирусного АГ в ЦНС, а также проводить гистологическое исследование препаратов мочевого пузыря, почечной лоханки и кожи.

Иммуноферментный анализ (ИФА) позволяет обнаружить вирус в секретах и экскретах животных одновременно с появлением клинических признаков болезни. Shestopalov A.M. et al. (1996), Сазонкин В. Н. (1998) успешно испытали твердофазный точечный ИФА на нитроцеллюлезе (dot-ИФА) для индикации вируса чумы собак в окулоназальных выделениях. Однако при исследовании паренхиматозных органов павших пушных зверей в некоторых зверохозяйствах Приморья встречались случаи ложных положительных результатов. Изредка такие же результаты можно получить и после вакцинации, но в большинстве случаев вакцинный вирус не выявлялся.

В 2002 г. сотрудники фирмы «Нарвак» разработали свой вариант ИФА для индикации антигена вируса чумы плотоядных в более широком ассортименте биологического материала — в конъюнктивальных и назальных смывах, в крови, головном мозге.

В стране зарегистрирован и серийно выпускается НПО «Нарвак» и ВНЦВиБ НПО «Вектор» набор для выявления антигена вируса чумы плотоядных иммуноферментным анализом (ИФА). Чаще применяют диагностикумы на полистироловых пластинах, чем на основе нитроцеллюлозы. Для выявления специфического антигена вируса используют пробы крови, смывы из глаз и глотки. Для исключения ложноположительных результатов этот метод нельзя применять при исследовании образцов паренхиматозных органов павших собак. На подготовку и проведение анализа проб уходит не более 2−3 часов.

Метод флуоресцирующих антител (МФА) при чуме собак применяют уже более 20 лет как рутинный при экспресс-диагностике. Широкое признание получил прямой метод, когда меченные ФИТЦ антитела наносят непосредственно на мазки-отпечатки. По чувствительности он незначительно уступает иммуноферментному анализу (ИФА). Однако в редких случаях у вакцинированных собак против чумы отмечена неспецифическая положительная реакция. Сущность метода заключается в соединении меченых антител со специфическим антигеном и в обнаружении светящихся комплексов антиген — антитело под люминесцентным микроскопом.

В связи с отсутствием стандартных по активности и специфичности коммерческих флуоресцирующих сывороток МФА как перспективный метод не нашел должного применения на практике.

Вирусоскопия, электронная и иммуноэлектронная микроскопия широко не используются.

2.3.2 Изоляция вируса Выделение вируса осуществляется методом биопробы на чувствительных системах. В качестве материала берут кровь от больных собак в начальной стадии в период повышения температуры тела, а от павших — патматериал: селезенку, печень, почки, головной мозг. Готовят 10%-ю суспензию на физиологическом растворе или питательной среде, центрифугируют и внутримышечно вводят щенкам собак или тхорзофреткам. За подопытными животными ведут наблюдение в течение 1−1.5 месяцев. Наиболее чувствительными являются тхорзофретки, которые погибают через 7−10 суток с характерными клиническими признаками чумы. Щенки собак могут погибнуть значительно позже (1.5−2 месяца), иногда нельзя получить четких результатов, так как многие животные являются носителями антител к вирусу чумы плотоядных. Несмотря на то что этот метод дорогостоящий, он позволяет в короткий срок получить положительные результаты.

В первых пассажах вирус чумы плотоядных вызывает лишь слабое помутнение ХАО и гибель КЭ в 5−10% случаев. При дальнейшем пассировании поражение ХАО становится более выраженным. О наличии вируса судят по специфической гибели эмбрионов, поражению ХАО и РГА. При инокуляции в желточный мешок гибель эмбрионов наблюдается на 7−11-е сутки, титр вируса достигает 105−106 ЕЛД50/мл.

С помощью этого метода в культуре клеток можно выделить вирус. Его изолируют из смывов слизистых оболочек носовой полости, конъюнктивы, крови и патматериала. С диагностической целью этим пользуются довольно редко из-за сложности и длительности проведения, так как к изолятам вируса не все культуры клеток обладают чувствительностью и требуется его адаптация путем серийных пассажей, на что уходит много времени.

2.3.3 Идентификация выделенного вируса Идентификация вируса проводится с помощью всех тех реакций, которые я рассматривала в главе 2.3.1, с добавлением реакции нейтрализации (РН), которая, к тому же, редко используется.

Её применяют для идентификации вируса в культуре клеток. Сущность реакции состоит в том, что к зараженной культуре добавляют питательную среду с 5%-ной специфической сыворотки сразу же после контакта вируса с культурой клеток. По подавлению ЦПД вируса судят о специфичности поражений клеточного монослоя.

2.3.4 Ретроспективная серодиагностика Серологическая диагностика применяется лишь в экспериментальных целях. Серологические тесты, основанные на исследовании сывороток крови собак в РН и РНГА, показывают, что титры специфических антител к ВЧП широко варьируют у разных пород собак в зависимости от давности и тяжести течения инфекции.

Для ретроспективной диагностики ЧП используются РН, РСК, РДП. Объектом исследования в данном случае являются пробы сыворотки крови переболевших животных. Реакции выполняются общепринятыми метода­ми. Наличие AT, выявляемых в любой из указанных реакций, в сыворотке крови животных свидетельствует о переболевании их чумой. Для выявления AT к ВЧП предложены РНГА, которая не уступает ELISA (29).

А.В. Васильев в 1996 г. разработали набор на основе сенсибилизированных эритроцитов, содержащий все необходимые компоненты в готовом виде: специфический ВЧП, эритроцитарный диагностикум, специфическую и отрицательную к ВЧП сыворотки, разбавитель и микропанель для постановки реакции. Набор можно использовать в ветеринарных лабораториях и других специализированных учреждениях. РНГА по сравнению с РН более чувствительна, совпадаемость результатов превышает 90%. В РНГА улавливают AT не только к поверхностным АГ вируса, но и ко всем вирионным белкам, а также выявляют AT в более низких титрах, ещё не улавливаемых в РН. При исследовании сывороток крови, полученных в динамике развития болезни, устанавливается 4-кратное увеличение титра AT (диагностический прирост титра) уже на 5−7-е сут. после первого взятия крови. Таким образом, РНГА, осуществляемая с помощью набора эритроцитарных диагностикумов, — быстрый, чувствительный, специфический и воспроизводимый метод выявления антител к вирусу чумы плотоядных. С помощью набора можно быстро подтвердить или исключить клинический диагноз — чума, при этом в спорных случаях образцы сыворотки необходимо дополнительно обработать меркаптоэтанолом для тестирования специфических IgM. Показано, что латексный AT диагностикум эффективен на ранней стадии болезни. Обнаружение антигенов к вирусу чумы плотоядных также возможно с использованием радиоактивных ДНК-РНК-зондов.

3. Специфическая профилактика

3.1 Виды биопрепаратов Специфическую иммунопрофилактику чумы плотоядных осуществляют с использованием живых и инактивированных монои ассоциированных вакцин. В нашей стране производят моновалентные вакцины из аттенуированных штаммов вируса «Вакчум», ЭПМ и 668-КФ. Многочисленные ассоциированные вакцины включают антигены вирусов чумы, аденовирусных инфекций, парвои коронавирусных энтеритов, бешенства и бактериального компонента (как правило, двух серологических вариантов лептоспир (L. canicola и L. icterohaemorrhagiae) в различных сочетаниях: из отечественных препаратов наиболее широко вакцины, которые готовит ООО «Биоцентр»: биокан D (против чумы плотоядных), DPAL (против чумы, парвовирусного энтерита, аденовирусных инфекций и лептоспироза собак). НПО «Нарвак» готовит вакцины Мультикан-4 (против чумы, аденовирусных инфекций, парвовирусного и коронавирусного энтеритов и лептоспироза собак), Мультикан-6 (против чумы, аденовирусных инфекций, парвовирусного и коронавирусного энтеритов и лептоспироза) и Мультикан-8 (кроме вышеуказанных болезней и против бешенства). Институт полиомиелита и вирусных энцефалитов РАМН РФ выпускает вирус-вакцину сухую культуральную против чумы плотоядных (Вакчум) и пр. Наряду с отечественными вакцинами также применяют следующие импортные: Гексадог, Тетрадог (Франция — фирма «Мериал»), Вангард-5,7 (США — фирма «Пфайзер»), Нобивак (Голландия — фирма «Интервет»)Продолжительность активного иммунитета не менее 1 года.

Вакцины из штаммов 668-КФ, «Вакчум» и ЭПМ лечебными свойствами не обладают. Поэтому зараженные животные, привитые в инкубационный период болезни, могут погибнуть от чумы плотоядных.

3.2 Способы введения вакцин и схема вакцинации Существует несколько подходов в вакцинации щенков. Это связано с тем, что в первые месяцы жизни на успешность вакцинации существенное влияние оказывает материнский иммунитет, который формируется за счет антител, полученных щенком от матери в первые дни жизни. Материнские антитела способны обезвреживать не только опасные бактерии и вирусы, но и блокировать компоненты вакцины. Поэтому вакцинацию щенков начинают в возрасте 8−10 недель, когда влияние материнских антител на компоненты вакцины уже минимально. Через 3−4 недели (оптимальными считаются 3 недели) необходимо повторить вакцинацию с использованием той же комбинации вакцин и добавлением вакцины против бешенства. Повторная вакцинация должна проводиться ежегодно с использованием комплекса вакцин.

Во флакон с вакциной с помощью стерильного шприца вносят 1 мл разбавителя и тщательно перемешивают до образования однородной взвеси. После разведения, вакцину в количестве одной дозы вводят животному подкожно или внутримышечно с соблюдением правил асептики и антисептики. Всех восприимчивых животных, которые находятся в одном помещении, желательно вакцинировать одномоментно.

Заключение

Чума плотоядных, по-видимому, одна из самых древнейших на земле инфекционных болезней. От нее не избавлены ни одна часть света, ни одно государство. Это высококонтагиозная и опасная болезнь. И, хотя ученые уже давно разработали различные меры борьбы с ней, не стоит забывать о профилактике от этой повсеместно распространенной болезни.

К тому же, стоит отметить, что несмотря на то, что значительная часть экспериментального материала и практических наблюдений, послуживших основанием для формирования научных представлений о чуме плотоядных, выполнена русскими учеными, до настоящего времени нет обстоятельных обобщений этих достижений.

вирус антигенный чума вакцинация Список использованной литературы

1. Барышников П. И. Ветеринарная вирусология: Учебное пособие. — Барнаул: АГАУ, 2006. — 113 с.

2. Бессарабов Б. Ф., Воронин Е. С. и др. Инфекционные болезни животных. — М.: КолосС, 2007. — 671 с.

3. Гавриш В. Г. Справочник ветеринарного врача, 4 изд. —Ростов-на-Дону: «Феникс», 2003. — 576с.

4. Груздев К. Н., Селиванов А. В. Чума плотоядных. — М.: Агропромиздат, 1985. — 80 с.

5. Дымина Г. П. Патологоанатомическая диагностика вирусных болезней животных. — М.: Колос, 1984. — 168 с.

6. Васильев А. В. и др. //Ветеринария. — 1996. № 11. — с. 20−23.

7. Лазовская А. А. и др. //Ветеринария. — 1996. № 2. —с.53−56.

8. Геллер В. И. и др. //Кролиководство и звероводство. —2003. № 4. —с. 29−30.

9. Домский И. А. //Кролиководство и звероводство. —2000. № 3. — с. 26−27.

10. Титенко А. М. и др. //Вопросы вирус. —1991. № 1. — с.57−59

11. Gorham J.R. // Advances in veterinary mеdicine. — 1999. Vol. 41. — p. 557−570.