Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Влияние условий культивирования in vitro на морфогенные процессы и активность ферментов антиоксидантной системы в растениях люпина узколистного

Диссертация: Влияние условий культивирования in vitro на морфогенные процессы и активность ферментов антиоксидантной системы в растениях люпина узколистного
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В заключении автор выражает благодарность своим научным руководителям профессору Калашниковой Елене Анатольевне и Терентьеву Алексею Алексеевичу за постоянное внимание и помощь, оказанную при выполнении работы. Автор также благодарен Конареву Павлу Матвеевичу доценту кафедры селекции и семеноводства полевых культур РГАУ-МСХА имени К. А. Тимирязева за предоставленный семенной материал. Автор также… Читать ещё >

Содержание

  • ГЛАВА I. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР
    • 1. 1. Применение методов биотехнологии в селекции люпина узколистного
      • 1. 1. 1. Роль люпина в мировом сельском хозяйстве
      • 1. 1. 2. Основные направления селекции люпина
      • 1. 1. 3. Использование методов генной инженерии при создании новых сортов люпина узколистного
    • 1. 2. Морфогенез люпина узколистного в культуре in vitro
      • 1. 2. 1. Фундаментальные аспекты морфогенеза
      • 1. 2. 2. Культура изолированных клеток и тканей люпина узколистного
    • 1. 3. Антиоксидантная система растений и ее роль в морфогенных процессах в культуре in vitro
      • 1. 3. 1. Системы защиты растений от окислительного стресса
      • 1. 3. 2. Влияние антиоксидантной системы на морфогенез растений в культуре in vitro
  • ГЛАВА II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Объекты исследования
    • 2. 2. Методы исследования
  • РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
  • ГЛАВА III. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЙ МОРФОГЕНЕЗ В КУЛЬТУРЕ ИЗОЛИРОВАННЫХ ОРГАНОВ И ТКАНЕЙ ЛЮПИНА УЗКОЛИСТНОГО
    • 3. 1. Получение культуры in vitro люпина узколистного
      • 3. 1. 1. Влияние типа первичного экспланта на эффективность регенерации люпина
      • 3. 1. 2. Влияние регуляторов роста растений на эффективность регенерации люпина узколистного
    • 3. 2. Клональное микроразмножение люпина узколистного
      • 3. 2. 1. Влияние регуляторов роста цитокининового типа на эффективность клонального микроразмножения люпина узколистного
      • 3. 2. 2. Оптимизация методики клонального микроразмножения люпина узколистного
      • 3. 2. 3. Оценка эффективности клонального микроразмножения люпина узколистного
    • 3. 3. Индукция ризогенеза и адаптация микрорастений к условиям ex vitro
      • 3. 3. 1. Влияние регуляторов роста ауксинового типа на эффективность корнеобразования в культуре люпина
      • 3. 3. 2. Влияние условий культивирования на этапе микроразмножения на эффективность корнеобразования в культуре люпина
      • 3. 3. 3. Адаптация микрорастений люпина к условиям ex vitro
    • 3. 4. Методические рекомендации по клональному микроразмножению люпина узколистного
  • ГЛАВА IV. ВЛИЯНИЕ УСЛОВИЙ КУЛЬТИВИРОВАНИЯ НА
  • АКТИВНОСТЬ ФЕРМЕНТОВ АНТИОКСИДАНТНОЙ СИСТЕМЫ В
  • РАСТЕНИЯХ ЛЮПИНА УЗКОЛИСТНОГО IN VITRO
    • 4. 1. Влияние регуляторов роста на изоферментный состав супероксиддисмутазы в растениях люпина узколистного in vitro
    • 4. 2. Изучение активности ферментов антиоксидантной системы на различных этапах культивирования люпина узколистного in vitro
      • 4. 2. 1. Изменение активностей ферментов АОС в процессе культивирования люпина узколистного in vitro
      • 4. 2. 2. Изменение изоферментного состава супероксиддисмутазы и каталазы в процессе культивирования люпина узколистного in vitro
  • ВЫВОДЫ

Влияние условий культивирования in vitro на морфогенные процессы и активность ферментов антиоксидантной системы в растениях люпина узколистного (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность темы

Растительный белок является важным источником незаменимых аминокислот для питания человека и животных. Одной из задач селекции сельскохозяйственных растений является получение новых сортов с высокой продуктивностью и содержанием белка, а также сбалансированным аминокислотным составом. В качестве основного источника растительного белка в мировом сельском хозяйстве используется соя (Glycine max L.) благодаря сравнительно высокой урожайности и содержанию белка (до 50%) во многом аналогичного животному. Однако широкому распространению этой культуры на территории Российской Федерации препятствуют ее некоторые недостатки: теплолюбивость, требовательность к условиям возделывания, низкая устойчивость к болезням и вредителям. Заменой сое в нашей стране может стать люпин узколистный (Lupinus angustifolius L.), содержащий в семенах до 50% белка и до 12% масла. Эта культура менее требовательна к плодородию почв и климатическим условиям, за что получила название «северная соя». Другим преимуществом люпина является более низкое по сравнению с другими зернобобовыми (в 10 раз меньше, чем у гороха, ив 100 раз меньше, чем у сои) содержание ингибиторов трипсина.

Селекционные работы по люпину направлены на получение скороспелых, низкоалкалоидных, высокоурожайных сортов со сбалансированным аминокислотным составом, пригодных к технологическим операциям, устойчивых к болезням и вредителям. Селекционный процесс является длительным, поскольку наследование ряда сельскохозяйственно-ценных признаков носит полигенный характер. Одним из путей ускорения селекционного процесса является сочетание методов классической селекции с биотехнологией.

Современная биотехнология позволяет создавать новые формы растений за короткий промежуток времени с помощью методов клеточной и генной инженерии. Однако разные сорта люпина узколистного в значительной степени отличаются регенерационным потенциалом, что вызывает необходимость дифференцированного подхода к применению и совершенствованию технологий клонального микроразмножения. Кроме того, как и все бобовые культуры, люпин характеризуется низким уровнем тотипотентности клеток, что затрудняет проведение работ в области клеточной инженерии и трансформации.

Одной из основных проблем при получении регенерантов люпина является высокая восприимчивость растений к условиям культивирования, а также экзогенным фитогормонам. В процессе клонального микроразмножения часто происходит формирование растений с нарушенной морфологией, анатомией и физиологией. Одной из причин подобных изменений является окислительный стресс, происходящий при нарушении равновесия между образованием активных форм кислорода (АФК) в клетках и их разрушением под действием антиоксидантной системы (АОС) (Cutler et al., 1991; Roubelakis-Angelakis, 1993; Papadakis et al., 2001).

На сегодняшний день относительно мало известно о влиянии регуляторов роста на изменение уровня АФК в клетках растений в условиях in vitro и воздействии АФК на процессы дифференцировки и морфогенеза. Таким образом, является актуальным исследование взаимосвязи активности ферментов антиоксидантной системы с морфогенезом растений и условиями их культивирования in vitro.

К настоящему моменту существует ряд работ по получению регенерации люпина узколистного, однако исследования активности ферментов антиоксидантной системы и их связи с морфогенезом в культуре in vitro не были проведены.

Цель работы заключалась в изучении влияния условий культивирования in vitro на морфогенетические процессы и активность ферментов антиоксидантной системы в растениях люпина узколистного на разных этапах клонального микроразмножения.

Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:

1. Выявить оптимальные условия получения стерильной культуры различных сортов люпина узколистного.

2. Провести анализ влияния культуральных сред различного гормонального состава на морфогенетические процессы люпина узколистного in vitro.

3. Исследовать влияние условий культивирования на ризогенез микропобегов люпина узколистного in vitro.

4. Изучить активности ферментов антиоксидантной системы на различных этапах культивирования люпина узколистного in vitro.

Научная новизна и значимость. Проведен сравнительный анализ эффективности регенерации люпина узколистного сортов Ладный, Деко, Куршавель, Миртан из различных типов первичного экспланта. Усовершенствована методика клонального микроразмножения, включающая изолирование пазушных почек с 3−7-ми суточных проростков и добавление в состав питательной среды ИМК в концентрации 4,5 мкМ, обеспечивающая получение до 10 тыс. мериклонов с одного первичного экспланта за 6 циклов культивирования. Показана возможность индукции ризогенеза у микропобегов люпина узколистного после 6 пассажей культивирования на гормональной питательной среде. Выявлено изменение активности ферментов антиоксидантной системы в зависимости от состава культуральной среды. Обнаружены различия в изоферментном составе супероксиддисмутазы в зависимости от этапа культивирования и сорта растений.

Практическая ценность исследований. Полученные результаты расширяют представления о взаимосвязи активности ферментов антиоксидантной системы и морфогенетических процессов в культуре in vitro.

Разработанные подходы к методике клонального микроразмножения могут быть использованы для проведения агробактериальной трансформации и последующего получения трансгенных растений люпина узколистного, а также для быстрого размножения ценных генотипов этой культуры.

Данные методы исследований могут быть применены для решения разнообразных задач в области биотехнологии, биохимии и физиологии растений.

Полученные результаты могут быть использованы в теоретической части курса дисциплины «Сельскохозяйственная биотехнология».

Апробация работы. Основные результаты диссертационной работы были представлены на: 2-й Международной школе-конференции молодых ученых «Генетика и селекция растений, основанная на современных генетических знаниях и технологиях» (Звенигород, 2011) — VII Mezinarodni vedecko-prakticka konference «Vedecky prumysl evropskeho kontinentu — 2011» (Прага, 2011).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 6 научных работ, в том числе 3 статьи в журналах, включенных в перечень ведущих рецензируемых научных журналов, рекомендуемых ВАК РФ. Список публикаций приведен в конце диссертации.

выводы.

1. Усовершенствован протокол клонального микроразмножения люпина узколистного, позволяющий получать высокий коэффициент размножения за счет индукции развития побегов из пазушных почек.

2. Установлено, что введение в состав питательной среды на этапе микроразмножения 2,25 мкМ 6-БАП в сочетании с ИМК в концентрации 4,5 мкМ обеспечивает получение 3,8−5,0 мериклонов с одного побега, кроме того, данный показатель не изменяется в течение 6 пассажей. При этом показано, что такое сочетание регуляторов роста позволяет исключить формирование микропобегов с аномальной морфологией.

3. Показано, что присутствие ИМК в культуральной среде на этапе микроразмножения способствует индукции ризогенеза у микропобегов люпина узколистного с эффективностью 25,0−33,3% после 3 пассажей и с эффективностью 8−12% после 6 пассажей культивирования, что позволяет исключить из технологии трудоемкую процедуру микропрививки.

4. Показано присутствие 7 изоформ супероксиддисмутазы и одной изоформы каталазы в микрорастениях люпина узколистного. Установлено, что изоферментный состав супероксиддисмутазы и активность отдельных изоформ изменяются в процессе культивирования in vitro.

5. Показаны изменения в активности супероксиддисмутазы, каталазы и аскорбатпероксидазы в процессе культивирования микрорастений in vitro. Определено, что исследованные генотипы люпина узколистного существенно различались по активности ферментов антиоксидантной системы и динамике их изменения.

6. Отмечено существенное снижение активности каталазы на фоне увеличения или отсутствия изменений в активности супероксиддисмутазы и максимальная активность аскорбатпероксидазы в процессе образования побегов. Установлена обратная зависимость между изменением активности аскорбатпероксидазы и каталазы для всех исследованных генотипов в процессе их культивирования in vitro.

В заключении автор выражает благодарность своим научным руководителям профессору Калашниковой Елене Анатольевне и Терентьеву Алексею Алексеевичу за постоянное внимание и помощь, оказанную при выполнении работы. Автор также благодарен Конареву Павлу Матвеевичу доценту кафедры селекции и семеноводства полевых культур РГАУ-МСХА имени К. А. Тимирязева за предоставленный семенной материал. Автор также искренне благодарен профессору Белопухову Сергею Леонидовичу и Куниной Юлии Владимировне за плодотворное сотрудничество.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Р.Г. (1999) Биология клеток высших растений in vitro и биотехнология на их основе. М.: ФБК-ПРЕСС, 157 с.
  2. JI.C. (1995) Супероксиддисмутаза. В кн: Белки и пептиды. М.: Наука, Т. I.e. 89−95.
  3. , А.Н., Литвинчук A.B., Метелица Д. И. (1996) Операционная стабильность каталазы и ее конъюгатов с альдегиддекстранами и супероксиддисмутазой. Биохимия, 61, 518−526.
  4. .Н. (1998) Восстановление кислорода в хлоропластах и аскорбатный цикл. Биохимия, 63, 165−170.
  5. В.В. (1999) Пищевые продукты из семян люпина и амаранта. Масложировая пром-стъ, 1, 20−22.
  6. Д.А., Яговенко Т. В., Костюченко В. И., Пигарева С. А. (1998) Сравнительная характеристика различных генотипов люпина в культуре ткани. С.-х. биология. Сер. Биология растений, 5, 69−72.
  7. В.И., Пигарева С. А., Костюченко Д. А., Яговенко Т. В. (1999) Развитие незрелых зародышей трех видов люпина на различных питательных. В сб: Биол. и экон. потенциал зернобобовых, крупяных культур и пути его реализации. Орел, с. 136−142.
  8. Д.А. (2006) Клональное микроразмножение растений (на примере многолистного люпина). Изв. вузов. Лесн. журн., 2, 105−107.
  9. .С., Репьев С. И. (1995) Генофонд и селекция зерновых бобовых культур. С.-Петербург: ВИР им. Н. И. Вавилова, 438 с.
  10. Е.Л., Вартанян Л. С. (2000) Супероксиддисмутаза: определение активности по ингибированию фотосенсибилизированной хемилюминисценции глицилтриптофана. Биохимия, 65, 704−708.
  11. М.Н. Активированный кислород и жизнедеятельность растений. Соросовский образовательный журнал, 9, 20−26.
  12. Т.Ф., Ермолицкая Л. В., Забрейко С. А., Домаш В. И. Влияние салициловой кислоты на протеиназно-ингибиторную систему узколистного люпина в процессе прорастания. В сб: Регуляция роста, развития и продуктивности растений. Минск, с. 105−106.
  13. Г. И. (2001) Люпин: биология, селекция и технология возделывания. Горки, 112 с.
  14. И.А., Филатов А. А. (1987) Реализация положений научного наследия Н.И. Вавилова в разработке проблемы эффективности симбиотической азотфиксации. С.-х. биология, 10, 44−52.
  15. Т.И., Малюш М. К., Решетников В. Н. (2007) Морфогенный потенциал люпина в культуре in vitro. В сб: Проблемы и пути повышения эффективности растениеводства в Беларуси. Минск: Науч.-практ. центр НАН Беларуси по земледелию, с. 187−190.
  16. Характеристики сортов растений, впервые включенных в 2010 году в Государственный реестр селекционных достижений, допущенных к использованию (2010). М.: М-во сел. хоз-ва Рос. Федерации, Департамент растениеводства, химизации и защиты растений, 236 с.
  17. H., Lester P. (1984) Katalase in vitro. Meth. Ensymol, 30, 121—
  18. R.G., Erturk N., Heath L. S. (2002) Role of superoxide dismutases (SODs) in controlling oxidative stress in plants. J. Exp. Botany, 53 (372), 1331- 1341.
  19. J.V., Chao W.S., Horvath D.P. (2001) A current review on the regulation of dormancy in vegetative buds. Weed Sci49, 581−589.
  20. Atkins C.A., Smith P.M.C., Gupta S., Jones M.G.K., Caligari
  21. P.D.S. (1998) Genetics, cytology and biotechnology. In: Lupins as crop plants: biology, production and utilization, Gladstones J.S., Atkins C.A., Hamblin J. (eds.) Wallingford: CAB International, pp. 67−92.
  22. Atkins C.A., Smith P.M.C. (2000) Genetic transformation of legumes. In: Nitrogen Fixation: From Molecules to Crop Productivity, Pedrosa F.O. et al. (eds.) Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, pp. 647−652.
  23. Babaoglu M., McCabe M.S., Power J.B., Davey M.R. (2000) Agrobacterium-mediated transformation of Lupinus mutabilis L. using shoot apical explants. Acta Physiol. Plant., 22, 111−119.
  24. M., Davey M.R., Power J.B., Sporer F., Wink M. (2004) Transformed roots of Lupinus mutabilis: induction, culture and isoflavone biosynthesis. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 78, 29−36.
  25. P., Pospisilova J., Synkova H. (2008) Production of reactive oxygen species and development of antioxidative systems during in vitro growth and ex vitro transfer. Biol. Plant., 52 (3), 413−422.
  26. C.O., Fridovich I. (1971) Superoxide dismutase: improved assays and assay applicable to acrylamide gel. Anal. Biochem., 44, 276 287.
  27. , E.E. (2000) Do free radicals have a role in plant tissue culture recalcitrance? Biol. Plant., 36, 163−170.
  28. E. (1993) Hypoglicemie effect of lupin flour in food formulations for diabetics. In: 7-th Intern. Lupin Conf. Evropa. Portugal, pp. 1721.
  29. E. (1946) Development in sterile culture of stem tips and subjacent regions of Tropaedum majus L. and Lupinus albus L. American J. Bot., 33,301−318.
  30. Buddendorf-Joosten J.M.C., Woltering E.J. (1994) Components of the gaseous environment and their effects on plant growth and development in vitro. Plant growth Regul., 15, 1−16.
  31. Carvalho L.C., Vilela B.J., Vidigal P., Mullineaux P.M., Amancio
  32. S. (2006) Activation of the ascorbate-glutathione cycle is an early response of micropropagated Vitis vinifera L. expiants transferred to ex vitro. Int. J. Plant Sci., 167, 759−770.
  33. J.M., Scandalios J.G. (1983) Gene expression during early kernel development in Zea mays. Dev. Genet., 4, 99−115.
  34. P.L. (2001) Recent advances in the role and biosynthesis of ascorbic acid in plants. Plant, Cell and Enviroment., 24, 383−394.
  35. W.A., Huyghe C., Swiecicki W. (1998) Lupin breeding. In: Lupins as crop plants: biology, production and utilization, Gladstones J.S., Atkins C.A., Hamblin J. (eds). Wallingford: CABInternational, pp. 93−120.
  36. A., Saleem M., Wang H. (1991) Cereal protoplast recalcitrance. In Vitro Cell Dev. Biol., 27, 104−111.
  37. Dat J.F., Foyer C.H., Scott I.M. (1998a) Changes in salicylic acid and antioxidants during induced thermotolerance in mustard seedlings. Plant Physiol., 118, 1455−1461.
  38. Dat J.F., Lopez-Delgado H., Foyer C.H., Scott I.M. (1998b) Parallel changes in H202 production and katalase during thermotolerance inducedby salicilic acid or heat acclimation in mustard seedlings. Plant Physiol., 116, 1351−1357.
  39. A., Chamber M.A. (1993) Plant regeneration from hypocotyls segments ofLupinus luteus cv. L. Aurea. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 34, 303−305.
  40. De Marco A., Roubelakis-Angelakis K.A. (1996) The complexity of enzymic control of hydrogen peroxide concentration may affect the regeneration potential of plant protoplasts. Plant Physiol., 11, 137−145.
  41. De Veylder L., de Almeida Engler J., Burssens S., Manevski A., Lescure B., van Montagu M., Engler G., Inze' D. (1999) A new D-type cyclin of Arabidopsis thaliana expressed during lateral root primordial formation. Planta, 208, 453162.
  42. Dertinger U., Schaz U., Schulze E.-D. (2003) Age-dependence of the antioxidative system in tobacco with enhanced glutathione reductase activity or senescence-induced production of cytokinins. Physiol. Plant., 119, 19−29.
  43. Y. (1995) Photosynthesis in vitro-on the factors regulating C02 assimilation in micropropagation systems. Acta Hort., 393, 45−61.
  44. Dewir Y.H., Chakrabarty D., Ali M.B., Hahn E.J., Paek K.Y. (2006) Lipid peroxidation and antioxidant enzyme activities of Euphorbia millii hyperhydric shoots. Environ. Exp. Bot., 58, 93−99.
  45. J.L., Okpodu C.M., Cramer C.L. (1997) Responses of antioxidants to paraquat in pea leaves. Plant Physiol., 113, 249−257.
  46. Dutta Gupta, S., Datta, S. (2003) Antioxidant enzyme activities during in vitro morphogenesis of gladiolus and the effect of applikation of antioxidants on plant regeneration. Biol. Plant., 47, 179−183.
  47. J.C. (2002) Coordination of cell proliferation and cell fate decisions in the angiosperm shoot apical meristem. Bio Essays, 24, 27−37.
  48. Gamborg O, Miller R, Ojima K. (1968) Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells. Exp. Cell Res., 50, 151−158.
  49. O.L., Phillips G.C. (1995) Plant cell, tissue and organ culture fundamental methods. Heidelberg, New York: Springer-Verlag, 250 p.
  50. J.S. (1998) Distribution, origin, taxonomy, history and importance. In: Lupins as crop plants: biology, production and utilization, Gladstones J.S., Atkins C.A., Hamblin J. (eds) Wallingford: CAB International, pp. 1−39.
  51. N., Janning A., Eising R. (1997) Ln Vitro photoinactivation of katalase isoforms from cotyledons of sunflower {Helianthus annuus L.). Archives of biochemistry and biophysics, 346, 208−218.
  52. Hadzi-Taskovic Sukalovic V., Vuletic M. (2007) The relationship between respiration rate and peroxidase activities in maize root mitochondria. Biol. Plant., 51, 297−302.
  53. Hanafy M., Pickardt T., Kiesecker H., Jacobsen H.-J. (2005) Agrobacterium-mediated transformation of faba bean (Vicia faba L.) using embryo axes. Euphytica, 142, 227−236.
  54. , J.J. (1999) Signaling in plant embryogenesis. Curr. Opin. Plant Biol., 2, 23−27.
  55. Hatzilazarou S.P., Syros, T.D., Yupsanis, T.A., Bosabalidis, A.M., Economou, A.S. (2006) Peroxidases, lignin and anatomy during in vitro and ex vitro rooting gardenia {Gardenia jasminoides Ellis) microshoots. J. Plant Physiol., 163, 827−836.
  56. J.A., Escobar C., Creissen G., Mullineaux P.M. (2006) Antioxidant enzyme induction in pea plants under high irradiance. Biol. Plant., 50, 395−399.
  57. Imin N., Nizamidin M., Wu T., Rolfe B.G. (2007) Factors involved in root formation in Medicago truncatula. J. Exp. Bot., 58, 439−451.
  58. Iturbe-Ormaetxe I., Escuredo P.R., Arrese-Igor C., Becana M.1998) Oxidative Damage in Pea Plants Exposed to Water Deficit or Paraquat. Plant Physiol., 116,173−181.
  59. M., Zhang J. (2002) Water stress-induced abscisic acid accumulation triggers the increased generation of reactive oxygen species and up-regulates the activities of antioxidant enzymes in maize leaves. J. Exp. Bot., 53, 2401−2410.
  60. Jiang M.-Y., Zhang J.-H. (2004) Abscisic acid and antioxidative defense in plant cells. Acta bot. sin., 46, 1−9.
  61. A., Hernandez J.A., Barcelo A.R. (1998) Mitochondrial and peroxisomal ascorbate peroxidase of pea leaves. Physiol. Plant., 104, 687−692.
  62. Joy R.W., Patel K.R., Thorpe T.A. (1988) Ascorbic acid enhancement of organogenesis in tobacco callus. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 13, 219−228.
  63. Joy R.W., Thorpe T.A. (1999) Shoot morphogenesis: structure, physiology, biochemistry and molecular biology. In: Morphogenesis in plant tissuecultures, Soh W.-Y.- Bhojwani S.S. (eds.). Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, pp. 171−214.
  64. Kairong C., Gengsheng X., Xinmin L., Gengmei X., Yafu W.1999) Effect of hydrogen peroxide on somatic embryogenesis of Lycium barbarum L. Plant Sci., 146, 9−16.
  65. Khanna-Chopra R., Selote D.S. (2007) Acclimation to drought stress generates oxidative stress tolerance in drought-resistant than-susceptible wheat cultivars under field conditions. Environ. Exp. Bot., 60, 276−283.
  66. D.J., Monde R.A., Last R.L. (1998) Superoxide dismutase in Arabidopsis: an eclectic enzyme family with disparate regulation and protein localization. Plant Physiol., 118, 637−650.
  67. C., Fujiwara K., Kitaya Y., Kozai T. (1997) Recent advances in environment control in micropropagation. In: Plant Production in Closed Ecosystems, Goto E., Kurata K., Hayashi M., Sasa S. (eds.) Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, pp. 153−169.
  68. J.M., Nguyen V., Schroeder J.I. (2006) The role of reactive oxygen species in hormonal responses. Plant Physiol., 141, 323−329.
  69. Li H., Wylie S.J., Jones M.G.K. (2000) Transgenic yellow lupin (Lupinus luteus). Plant Cell Rep., 19, 634−637.
  70. Li S., Xue L., Xu S., Feng H., An L. (2007) Hydrogen peroxide involvement in formation and development of adventitious roots in cucumber. Plant Growth Regul., 52, 173−180.
  71. Li S., Xue L., Xu S., Feng H., An L. (2009a) Hydrogen peroxide acts as a signal molecule in the adventitious root formation of mung bean seedlings. Environ. Exp. Bot., 65, 63−71.
  72. Li S., Xue L., Xu S., Feng H., An L. (2009b) IBA-induced changes in antioxidant enzymes during adventitious rooting in mung bean seedlings: The role of H202. Environ. Exp. Bot., 66, 442−450.
  73. W., Xiao H., Zhang M. (2009) Role and relationship of nitric oxide and hydrogen peroxide in adventitious root development of marigold. Acta Phys. Plant., 31, 1279−1289.
  74. J.U., Weigel D. (2002) Building beauty: the genetic control of floral patterning. Dev. Cell., 2, 135−142.
  75. O.H., Rosebrough N.H., Farr A.L., Randall R.J. (1951) Protein measurements with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem., 193, 225−272.
  76. R., Ishikawa T., Sawa Y. (2003) Characterization of an ascorbate peroxidase in plastids of tobacco BY-2 cells. Physiol. Plant., 117, 550−557.
  77. Miszalski Z., Kornas A., Gawronska K., Slesak I., Niewiadomska E., Kruk J., Christian A.L., Fischer-Schliebs E., Krisch R., Luttge U. (2007) Superoxide dismutase activity in C3 and C3/CAM intermediate species. Biol. Plant., 51, 86−92.
  78. R., Zilinskas B.A. (1993) Detection of Ascorbate Peroxidase Activity in native gels by inhibition of the ascorbate-dependent reduction of nitroblue tetrazolium. Analytical Biochemistry, 212, 540−546.
  79. Mohr U. An alternative debittering process for L. mutabilis. (1988) In: Proc. 5th Intern. Lupin Conf. Poznan, pp. 701−705.
  80. Moller S.G., Chua N.-H. (1999) Interactions and intersections of plant signaling pathways. J. Mol. Biol., 293, 219−234.
  81. I., Garnczarska M., Bednarski W., Ratajczak E., Waplak S. (2003) Metabolic and ultrastructural responses of lupine embryos axes to sugar starvation. J. Plant Physiol., 160, 311−319.
  82. Mulin M., Bellio-Spataru A. (2000) Organogenesis from hypocotyl thin cell layers of Lupinus mutabilis and Lupinus albus. Plant Growth Regul., 30, 177−183.
  83. T., Skoog F. (1962) A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant., 15, 473−497.
  84. Nadolska-Orczyk A. (1992) Somatic embriogenesis of agriculturally important lupin species (Lupinus angustifolius, L. albus, L. mutabilis). Plant Cell Tiss. Org. Cult., 28, 19−25.
  85. Y., Asada K. (1981) Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiol., 22, 267 280.
  86. G., Foyer C.H. (1998) Ascorbate and glutathuone: Keeping Active Oxygen Under Control. Plant Physiol., 49, 249−279.
  87. K., Matsumoto S., Masuda K., Inoue M. (1998) Reduced glutatione promotes callus growth and shoot development in a shoot tip culture of apple root stock M26. Plant Cell Rep., 17, 597−600.
  88. B., Benson E.E., Millam S., Pretova A., Bremner D.H. (2005) Moderation of morphogenetic and oxidative stress responses in flax in vitro cultures by hydroxynonenal and desferoxamine. J. Plant Physiol., 162, 537−547.
  89. Olmos E., Piqueras A., Martinez-Solano J.R., Hellin E. (1997) The subcellular localization of peroxidase and the implication of oxidative stress in hyperhydrated leaves of regenerated carnation plants. Plant Sci. 130, 97−105.
  90. G.C., Simontacchi M., Puntarulo S., Lamattina L. (2002) Nitric oxide is required for root organogenesis. Plant Physiol., 129, 954 956.
  91. Pal Singh H., Kaur S., Batish D.R., Kohli R.K. (2009) Caffeic acid inhibits in vitro rooting in mung bean (Vigna radiata L.) hypocotyls by inducing oxidative stress. Plant Growth Regul., 57, 21−30.
  92. Palma J.M., Lopez-Huertas E., Corpas F.J. (1998) Peroxisomal manganese superoxide dismutase: Purification and properties of the isozyme from pea leaves. Physiol. Plant., 104, 720−726.
  93. Pan Y., Wu L.J., Yu Z.L. (2006) Effect of salt and drought stress on antioxidant enzymes activities and SOD isoenzymes of liquorice (Glycyrrhiza uralensis Fisch). Plant Growth Regul., 49, 157−165.
  94. Papadakis A.K., Roubelakis-Angelakis A. (1999) The generation of active oxygen species differs in tobacco and grapevine mesophyll protoplasts. Plant Physiol., 121, 197−205.
  95. Papadakis A.K., Siminis C.I., Roubelakis-Angelakis K.A. (2001) Reduced activity of antioxidant machinery is correlated with suppression of totipotency in plant protoplasts. Plant Physiol., 126, 434−444.
  96. Papadakis A.K., Roubelakis-Angelakis K.A. (2002) Oxidative stress could be responsible for the recalcitrance of plant protoplasts. Plant Physiol. Biochem., 40, 549−559.
  97. G.C. (2004) In vitro morphogenesis in plants recent advances. In: Encyclopedia of plant and crop science, vol. I., Goodman R.M. (ed.) New York: Marcel Dekker, Inc., pp. 579−583.
  98. T., Kapusta J., Legocki A.B. (2002) In vitro micropropagation of four lupin species. Acta Phisiol. Plant., 24, 417−424.
  99. T., Kapusta J. (2005) Efficiency of transformation of Polish cultivars of pea (.Pisum sativum L.) with various regeneration capacity by using hypervirulent Agrobacterium tumefaciens strains. J. Appl. Genet., 46(2), 139−147.
  100. Popelka J.C., Gollasch S., Moore A., Molving L., Higgins T.J.V.2006) Genetic transformation of cowpea (Vigna unguiculata L.) and stable transmission of the transgenes to progeny. Plant Cell Rep., 25, 304−312.
  101. D., Wilhelmova N. (2007) Leaf senescence and activities of the antioxidant enzymes. Biol. Plant., 51, 401−406.
  102. Pythoud F., Sinkar V.P., Nester E.W., Gordon M. P (1987) Increased virulence of Agrobacterium rhisogenes conferred by the vir region of pTiBo542: application to genetic engineering of poplar. Bio.Technol., 5, 13 231 327.
  103. M.L., Bagnoli F., Balla I., Danti S. (2001) Differential activity of catalase and superoxide dismutase in seedlings and in vitro micropropagated oak (Quercus robur L.). Plant Cell Rep., 20, 169−174.
  104. Ravindran V., Tabe L.M., Molvig L., Higgins T.J.V., Bryden W.L.2002) Nutritional evaluation of transgenic high-methionine lupins (Lupinus angustifolius L) with broiler chickens. J. Sei. Food Agric., 82, 280−285.
  105. P. (1992) Strategien zur (Wieder-) linfuhrung der lupine in die land- wirtschaftliche Praxis. In: Lupinen 1991-Forschung, Anban und Werwertung. Heidelberg: Universitat Heidelberg, p. 186.
  106. J.J., Podyma E. (1993) Preliminary studies of plant regeneration via somatic embryogenesis induced on immature cotyledons of white lupin (Lupinus albus L.).Genet. Pol., 34, 249−257.
  107. S., Piqueras A., Hellin E., Olmos E. (2004) Hyperhydricity in micropropagated carnation shoots: the role of oxidative stress. Physiol. Plant., 120, 1152−1161.
  108. C. (1985) Studies on shoot regeneration of lupins (Lupinus L.). Plant Cell Rep., 4, 126−128.
  109. C.P., Pannell D.J. (1996) The role and value of herbicide-resistant lupins in Western Australian agriculture. Crop Prot. 15, 539−548.
  110. S., Synkova H., Pospisilova J. (2002) Responses of tobacco plantlets to changes of irradiance during transfer from in vitro to ex vitro conditions. Photosynthetica, 40, 605−614.
  111. Shao H.-B., Chu L.-Y., Lu Z.-H., Kang C.-M. (2008) Primary antioxidant free radical scavenging and redox signaling pathways in higher plant cells. Int. J. Biol. Sei., 4, 8−14.
  112. Shohael A.M., Ali M.B., Yu K.-W., Hahn E.-J., Paek K.-Y. (2006b) Effect of temperature on secondary metabolites production and antioxidant enzyme activities in Eleutherococcus senticosus somatic embryos. Plant cell Tissue Organ Cult. 85, 219−228.
  113. Slesak, I., Haidas, W., Slesak, H. (2006) Influence of exogenous carbohydrates on superoxide dismutase activity in Trifolium repens L. explants cultured in vitro. Acta biol. cracov., 48, 93−98.
  114. Slesak L, Libik M., Karpinska B., Karpinski S., Miszalski Z.2007) The role of hydrogen peroxide in regulation of plant metabolism and cellular signalling in response to environmental stresses. Acta, biochim. polon., 54, 39−50.
  115. G.E. (1987) Plant regeneration of two Lupinus L. species from callus cultures via organogenesis. Plant Sei., 51, 245−249.
  116. M. (1999) Organogenesis in vitro. Curr. Opin. Plant Biol., 2, 61−64.
  117. M. (2000) Genetic analysis of plant morphogenesis in vitro. Int. Rev. Cytol. 196, 67−84.
  118. Sweetingham M.W., Jones R.A.C., Brown A.G. (1998) Diseases and pests. In: Lupins as crop plants: biology, production and utilization, Gladstones J.S., Atkins C.A., Hamblin J. (eds) Wallingford: CABInternational, pp. 263−289.
  119. H., Pospisilova J. (2002) In vitro precultivation of tobacco affects the response of antioxidative enzymes to ex vitro acclimation. J. Plant Physiol., 159, 781−789.
  120. H., Semoradova S., Schnablova R., Witters E., Husak M., Valcky R. (2006) Cytokinin-induced activity of antioxidant enzymes in transgenic Pssu-ipt tobacco during plant ontogeny. Biol. Plant., 50, 31—41.
  121. T., Yupsanis T., Zafiriadis H., Economou A. (2004) Activity and isoforms of peroxidases, lignin and anatomy, during adventitious rooting in cuttings of Ebenus cretica L. J. Plant Physiol., 161, 69−77.
  122. Tabe L, Higgins T.J.V. (1998) Engineering plant protein composition for improved nutrition. Trends Plant Sci., 3, 282−286.
  123. L.M., Molving L. (2007) Lupins. In: Biotechnology in Agriculture and Forestry, Vol. 61 Transgenic Crops VI, Pua E.C., Davey M.R. (eds.) Berlin: Springer-Verlag Heidelberg, pp. 397−408.
  124. W., Harris L.C., Outhavong V., Newton R.J. (2004) Antioxidants enhance in vitro plant regeneration by inhibiting the accumulation of peroxidase in Virginia pine (Pinus virginiana Mill.). Plant Cell Rep., 22, 871−877.
  125. E., Datte Y. (1987) Recherche d’une methode fiable de culture de protoplastes, d’hybridation somatique et de regeneration chez Medicago. Agronomie, 7, 575−584.
  126. M. (2002) Risk assessment of virus-resistant transgenic plants. Annu. Rev. Phytopathol., 40, 467−491.
  127. T.A. (2000) Somatic embryogenesis: morphogenesis, physiology, biochemistry and molecular biology. Korean J. Plant Tiss. Cult., 27, 245−258.
  128. Tian M., Gu Q., Zhu M. (2003) The involvement of hydrogen peroxide and antioxidant enzymes in the process of shoot organogenesis of strawberry callus. Plant Sci., 165, 701−707.
  129. Tian M., Han N., Bian H.W., Zhu M. (2004) The possible relationship between the regeneration capacity and reactive oxygen species in the strawberry calli. Acta Hort. Sin., 31, 372−374.
  130. J., Tretyn A. (2010) Glutathione and glutathione disulphide affect adventitious root formation and growth in tomato seedling cuttings. Acta Physiol. Plant., 32, 411−417.
  131. Van Breusegem F., Vranova E., Dat J. F., Inze D. (2001) The role of active oxygen species in plant signal transduction. Plant Science, 161, 405−414.
  132. Van Huylenbroeck J.M., Piqueras A., Debergh P.C. (2000) The evolution of photosynthetic capacity and the antioxidant enzymatic system during acclimatization of micropropagated Calathea plants. Plant Sci., 155, 59−66.
  133. B.J., Carvalho L.C., Ferreira J., Amacio S. (2007) Gain of function of stomatal movements in rooting Vitis vinifera L. plants: regulation by H202 is independent of ABA before the protruding of roots. Plant Cell Rep., 26, 2149−2157.
  134. Von Arnold S., Sabala I., Bozhkov P., Dyachok J., Filonova L.2002) Developmental pathways of somatic embryogenesis. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 69, 233−249.
  135. H., Chamnongpol S., Davey M. (1997) Catalase is a sink for H2O2 and is indispensable for stress defence in C3 plants. The EMBO Journal., 16, 4806−4816.
  136. D.A., Zilinskas B.A. (1991) Nucleotide Sequence of a Complementary DNA Encoding Pea Cytosolic Copper/Zinc Superoxide Dismutase. Plant Physiol., 96, 1391−1392.
  137. Xiong, Y.C., Xing, G.-M., Gong, C.M., Li, F.-M., Wang, S.-M., 1., Z.-X., Wang, Y.-F. (2006) Dual role of abscisic acid on antioxidative defense in grass pea seedlings (Lathyrus sativus L.). Pakistan J. Bot., 38, 999−1014.
  138. T., Teraishi M., Hattori K., Ishimoto M. (2001) Transformation of azuki bean by Agrobacterium tumefaciens. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 64, 47−54.
  139. Yang H., Boersma J.G., You M.P., Buirchell B.J., Sweetingham
  140. M.W. (2004) Development and implementation of a sequence-specific PCR marker linked to a gene conferring resistance to anthracnose disease in narrow-leafed lupin {Lupinus angustifolius L.). Mol. Breed., 14, 145−151.
  141. Z.S., Lidon F.C., Ramalho J.C., Yordanov I.T. (2006) Comparison of resistance to drought of three bean cultivars. Biol. Plant., 50, 389 394.
  142. Zuo J., Niu Q.-W., Frugis G., Chua N.-H. (2002a) The WUSCHEL gene promotes vegetative-to-embryonic transition in Arabidopsis. Plant J., 30, 349−359.
  143. Zuo J., Niu Q.-W., Ikeda Y., Chua N.-H. (2002b) Marker-free transformation: increasing transformation frequency by the use of regeneration promoting genes. Curr. Opin. Biotechnol., 13, 173−180.
  144. A.A., Калашникова Е. А. Влияние регуляторов роста на морфогенез люпина узколистного (Lupinus angustifolius L.) в культуре in vitr //Естественные и технические науки, 2011, № 6 (56), С. 83−86.
  145. A.A., Калашникова Е. А. Экспериментальный морфогенез в культуре изолированных органов и тканей люпина узколистного (.Lupinus angustifolius L.) // Известия ТСХА, 2012, № 2, С. 41−45.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?