Исследование термодинамики бинарных комплексов РНК и рибосомного белка S7 эубактерий

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Делеционный анализ межцистронного фрагмента EcoStr мРНК показал, что для взаимодействия как с белком EcoS7, так и с TthS7, необходим фрагмент РНК около 85 нуклеотидов длиной, заключенный между терминирующим кодоном цистрона S12 и инициирующим кодоном цистрона S7. Гомологичные комплексы EcoS7 с фрагментами Eco16S рРНК и EcoStr мРНК имеют кКд 14 ± 3 и 50 ± 7 нМ, соответственно. Их гетерологичные… Читать ещё >

Содержание

1. СПИСОК УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ
2. ВВЕДЕНИЕ
3. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 3. 1. Структура рибосомного белка S
  - 3. 2. 1. Взаимодействие рибосомного белка S4 с 16S рРНК
  - 3. 2. 2. Термодинамика связывания рибосомного белка S4 с 16S рРНК
  - 3. 2. 3. Термодинамика бинарных комплексов BstS4-Bst16S рРНК
  - 3. 2. 4. Изучение участка взаимодействия белка EcoS4 с Eco16S рРНК с помощью селекции
  - 3. 3. 1. Регуляция трансляции оперонов рибосомных белков
  - 3. 3. 2. Регуляция трансляции а-оперона белком S
4. РЕЗУЛЬТАТЫ и ОБСУЖДЕНИЕ
- 4. 1. 1. Клонирование и выделение рибосомного белка EcoS7 из Е. col
- 4. 2. 1. Определение активности белка EcoS7 при взаимодействии с фрагментом Eco16S рРНК
- 4. 2. 2. Оценка термодинамических параметров комплексообразования EcoS7 с Eco16S рРНК
- 4. 2. 3. Изучение взаимодействия белка TthS7 с фрагментом Eco16S рРНК
- 4. 3. 1. Делеционный анализ межцистронного фрагмента S12-S7 sfr мРНК Е. col
- 4. 3. 2. Изучение взаимодействия белка TthS7 с делеционными фрагментами EcoStr мРНК
- 4. 3. 3. Сравнение свойств комплексов EcoS7 с Eco16S рРНК и с EcoStr мРНК
- 4. 4. 1. Селекция РНК-аптамеров на основе фрагмента EcoStr мРНК к белку EcoS
- 4. 4. 2. Селекция РНК-аптамеров на основе фрагмента EcoStr мРНК к белку TthS
- 4. 5. Изучение структуры и температурных конформационных превращений белков EcoS7 и TthS7 методами дифференциальной сканирующей калориметрии (ДСК) и компьютерной молекулярной динамики (МД)
5. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
- 5. 1. Использованные штаммы микроорганизмов и реактивы
- 5. 2. Использованные методы
6. ВЫВОДЫ

Исследование термодинамики бинарных комплексов РНК и рибосомного белка S7 эубактерий (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Исс/едование термодинамики бинарных комплексов РНК и рибосомного белка 87эубактерий 2.

ВВЕДЕНИЕ

Достигнутые в последнее v время успехи в расшифровке структуры бактериальных рибосом, их субчастиц и функциональных комплексов с мРНК и тРНК методом рентгеноструктурного анализа (РСА) позволили перейти к детальному изучению механизмов функционирования этого сложнейшего РНПкомплекса, как на стадии сборки рибосом, так и в процессе трансляции. Обладая знаниями о тонкой структуре такого сложного супрамолекулярного комплекса и его компонентов, можно на новом уровне изучать его сборку, а также регуляцию этого процесса. Биогенез бактериальных рибосом связан с синтезом и поэтапным взаимодействием рибосомных белков с рРНК. Его регуляция происходит на уровне координации синтеза рибосомных белков и рРНК с помощью альтернативных высоко специфичных взаимодействий рибосомных белков либо с рРНК, либо с собственной мРНК. Детальное изучение термодинамических факторов, направляющих этот процесс, в настоящий момент явно недооценивается, однако является существенным для понимания такого важного для клетки механизма. Феномен регуляции основан на способности рибосомных белков, выполняющих регуляторную функцию, узнавать как рРНК, так и мРНК. Настоящая работа посвящена изучению термодинамического аспекта РНК-белковых взаимодействий для одного из таких белков рибосомного белка S7 прокариот, связывающегося с 16S рРНК и инициирующего сборку основного З-концевого домена и, следовательно, всей малой субчастицы бактериальной рибосомы. Ген белка S7 входит в состав стрептомицинового (sti) оперона. str оперон Е. со//состоит из 4 генов: rpsL (рибосомный белок S12), rpsG (рибосомный белок Исследование термодинамики бинарных комплексов РНК и рибосомного белка S7 эубактерий S7, EcoS7), fus (фактор элонгации трансляции EF-G) и tufA (фактор элонгации трансляции EF-Tu). Контроль уровня экспрессии этих генов осуществляется на уровне трансляции. Выполняя регуляторную функцию, белок EcoS7 связывается Ц1 с межцистронным участком S12-S7 и ингибирует трансляцию str мРНК. Как по первичной, так и по предполагаемой вторичной структуре участки 16S рРНК и str j j |jl мРНК, связывающиеся с EcoS7, отличаются. Именно способность белка EcoS7 образовывать высоко аффинные и специфичные комплексы с различными по структуре РНК делает возможным регуляцию биосинтеза белков str оперона. Решение этой задачи необходимо искать в изучении не только структурных, но и термодинамических характеристик комплексов белка S7. Кроме того, установлена связь между функцией генов str оперона и возникновением у бактерий устойчивости к антибиотикам: мутации в гене rpsL вызывают устойчивость к антибиотику стрептомицину, в гене tufA к кирромицину, а сам белок S7 принимает участие в связывании тетрациклина с бактериальной рибосомой. Так медицине, как стрептомицин и и тетрацикпин широко то используются в ветеринарии пищевой промышленности, исследование механизмов регуляции экспрессии этих генов является очень важной задачей и в 1 прикладном аспекте.

6. ВЫВОДЫ.

1) Получен супер-продуцент Е. coli для рибосомного белка EcoS7, обеспечивающий выход 30−40 мг белка на литр культуры. Разработана эффективная методика выделения препарата, содержащего до 60% активного белка и обладающего самой высокой РНК-связывающей активностью.

2) Гомологичные комплексы EcoS7 с фрагментами Eco16S рРНК и EcoStr мРНК имеют кКд 14 ± 3 и 50 ± 7 нМ, соответственно. Их гетерологичные аналоги с белком TthS7 имеют кКд 18 ± 9 и 114 ± 11 нМ, соответственно, что говорит о консервативности РНК-связывающего центра белков.

3) Делеционный анализ межцистронного фрагмента EcoStr мРНК показал, что для взаимодействия как с белком EcoS7, так и с TthS7, необходим фрагмент РНК около 85 нуклеотидов длиной, заключенный между терминирующим кодоном цистрона S12 и инициирующим кодоном цистрона S7.

4) На основе библиотеки с рандомизацией 5 нуклеотидов межцистронного фрагмента EcoStr мРНК получены аптамеры к белку TthS7. кКд комплекса белка с аптамером составляет 56 ± 6 нМ.

5) Методом ДСК показано, что структура и температурные превращения белка EcoS7 близки к модели «расплавленная глобула». Белок TthS7 имеет два структурных перехода при температурах 70 °C и 98 °C. Разработана методика и проведено моделирование процесса термической денатурации белков in silico методом молекулярной динамики.

Показать весь текст

Список литературы

Stern, S., Wilson, R.C. and Noller, H.F. (1986) Localization of the binding site for protein S4 on 16 S ribosomal RNA by chemical and enzymatic probing and primer extension. J Mol Biol 192,101−10.
Zengel, J.M. and Lindahl, L. (1994) Diverse mechanisms for regulating ribosomal protein synthesis in Escherichia coli. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol 47, 331−70.
Mattheakis, L.C. and Nomura, M. (1988) Feedback regulation of the spc operon in Escherichia coli: translational coupling and mRNA processing. J Bacteriol 170, 4484−92.
Nomura, M., Yates, J.L., Dean, D. and Post, L.E. (1980) Feedback regulation of ribosomal protein gene expression in Escherichia coli: structural homology of ribosomal RNA and ribosomal protein MRNA. Proc Natl Acad Sci U S A 77, 7084−8.
Saito, K., Mattheakis, L.C. and Nomura, M. (1994) Post-transcriptional regulation of the str operon in Escherichia coli. Ribosomal protein S7 inhibits coupled translation of S7 but not its independent translation. J Mol Biol 235, 111−24.
Mougel, M., Ehresmann, B. and Ehresmann, C. (1986) Binding of Escherichia coli ribosomal protein S8 to 16S rRNA: kinetic and thermodynamic characterization. Biochemistry 25, 2756−65.
Wower, I., Kowaleski, М.Р., Sears, L.E. and Zimmermann, R.A. (1992) Mutagenesis of ribosomal protein S8 from Escherichia coli: defects in regulation of the spcoperon. J Bacteriol 174,1213−21.
Nevskaya, N. et al. (1998) Crystal structure of ribosomal protein S8 from Thermus thermophilus reveals a high degree of structural conservation of a specific RNA binding site. J Mol Biol 279, 233−44.
Kalurachchi, K. and Nikonowicz, E.P. (1998) NMR structure determination of the binding site for ribosomal protein S8 from Escherichia coli 16 S rRNA. J Mol Biol 280, 639−54.
Moine, H., Cachia, C., Westhof, E., Ehresmann, B. and Ehresmann, C. (1997) The RNA binding site of S8 ribosomal protein of Escherichia coli: Selex and hydroxyl radical probing studies. RNA 3, 255−68.
Benard, L., Mathy, N., Grunberg-Manago, M., Ehresmann, В., Ehresmann,
C. and Portier, C. (1998) Identification in a pseudoknot of a U. G motif essential for the regulation of the expression of ribosomal protein S15. Proc Natl Acad Sci U S A 95, 2564−7.
Serganov, A., Polonskaia, A., Ehresmann, В., Ehresmann, C. and Patel,
D.J. (2003) Ribosomal protein S15 represses its own translation via adaptation of an rRNA-like fold within its mRNA. EMBO J 22, 1898−908.
Markus, M.A., Gerstner, R.B., Draper, D.E. and Torchia, D.A. (1998) The solution structure of ribosomal protein S4 delta41 reveals two subdomainsand a positively charged surface that may interact with RNA. EMBO J 17, 4559−71.
Wimberly, B.T., Brodersen, D.E., Clemons, W.M., Jr., Morgan-Warren, R.J., Carter, A.P., Vonrhein, C., Hartsch, T. and Ramakrishnan, V. (2000) Structure of the 30S ribosomal subunit. Nature 407, 327−39.
Sayers, E.W., Gerstner, R.B., Draper, D.E. and Torchia, D.A. (2000) Structural preordering in the N-terminal region of ribosomal protein S4 revealed by heteronuclear NMR spectroscopy. Biochemistry 39,1 360 213.
Burley, S.K. and Petsko, G.A. (1985) Aromatic-aromatic interaction: a mechanism of protein structure stabilization. Science 229, 23−8.
Marqusee, S. and Baldwin, R.L. (1987) Helix stabilization by Glu-.Lys+ salt bridges in short peptides of de novo design. Proc Natl Acad Sci U S A 84, 8898−902.
Ramakrishnan, V. and White, S.W. (1998) Ribosomal protein structures: insights into the architecture, machinery and evolution of the ribosome. Trends Biochem Sci 23, 208−12.
Kodandapani, R., Pio, F., Ni, C.Z., Piccialli, G" Klemsz, M., McKercher, S., Maki, R.A. and Ely, K.R. (1996) A new pattern for helix-turn-helix recognition revealed by the PU.1 ETS-domain-DNA complex. Nature 380, 456−60.
Aravind, L. and Koonin, E.V. (1999) Novel predicted RNA-binding domains associated with the translation machinery. J Mol Evol 48, 291−302.
Sivaraman, J., Sauve, V., Larocque, R., Stura, E.A., Schrag, J.D., Cygler, M. and Matte, A. (2002) Structure of the 16S rRNA pseudouridine synthase RsuA bound to uracil and UMP. Nat Struct Biol 9, 353−8.
Squires, C.L., Greenblatt, J., Li, J. and Condon, C. (1993) Ribosomal RNA antitermination in vitro: requirement for Nus factors and one or more unidentified cellular components. Proc Natl Acad Sci U S A 90, 970−4.
Nomura, M. (1973) Assembly of bacterial ribosomes. Science 179, 86 473.
Held, W.A. and Nomura, M. (1973) Rate determining step in the reconstitution of Escherichia coli 30S ribosomal subunits. Biochemistry 12, 3273−81.
Zimmermann, R.A., Muto, A., Fellner, P., Ehresmann, C. and Branlant, C. (1972) Location of ribosomal protein binding sites on 16S ribosomal RNA. Proc Natl Acad Sci U S A 69, 1282−6.
Draper, D.E. (1995) Proteln-RNA recognition. Annu Rev Biochem 64, 593 620.
Mougel, M., Allmang, C., Eyermann, F., Cachia, C., Ehresmann, B. and Ehresmann, C. (1993) Minimal 16S rRNA binding site and role of conserved nucleotides in Escherichia coli ribosomal protein S8 recognition. Eur J Biochem 215, 787−92.
Ehresmann, C., Stiegler, P., Carbon, P., Ungewickell, E. and Garrett, R.A. (1980) The topography of the 5' end of 16-S RNA in the presence and absence of ribosomal proteins S4 and S20. Eur J Biochem 103, 439−46.
Mackie, G.A. and Zimmermann, R.A. (1978) RNA-protein interactions in the ribosome. IV. Structure and properties of binding sites for proteins S4, S16/S17 and S20 in the 16S RNA. J Mol Biol 121, 17−39.
Zimmermann, R.A. (1980) in: Ribosomes: Structure, Function and Genetics, pp. 135−169 (al., G.C.e., Ed.) University Park Press, Baltimore.
Исследование термодинамики бинарных комплексов РНК и рибосомного белка S7 эубактерий39! Powers, Т. and Noller, H.F. (1995) Hydroxy I radical footprinting of ribosomal proteins on 16S rRNA. RNA 1,194−209.
Mackie, G.A. and Zimmermann, R.A. (1975) Characterization of fragments of 16 S ribonucleic acid protected against pancreatic ribonuclease digestion by ribosomal protein S4. J Biol Chem 250, 4100−12.
Ungewickell, E., Garrett, R., Ehresmann, C., Stiegler, P. and Fellner, P. (1975) An investigation of the 16-S RNA binding sites of ribosomal proteins S4, S8, S15, and S20 FROM Escherichia coli. Eur J Biochem 51, 165−80.
Schluenzen, F. et al. (2000) Structure of functionally activated small ribosomal subunit at 3.3 angstroms resolution. Cell 102, 615−23.
Vartikar, J.V. and Draper, D.E. (1989) S4−16 S ribosomal RNA complex. Binding constant measurements and specific recognition of a 460-nucleotide region. J Mol Biol 209, 221−34.
Sapag, A., Vartikar, J.V. and Draper, D.E. (1990) Dissection of the 16S rRNA binding site for ribosomal protein S4. Biochim Biophys Acta 1050, 34−7.
Deckman, I.C., Draper, D.E. and Thomas, M.S. (1987) S4-alpha mRNA translation repression complex. I. Thermodynamics of formation. J Mol Biol 196,313−22.
Schulte, C., Morrison, C.A. and Garrett, R.A. (1974) Protein-ribonucleic acid interactions in Escherichia coli ribosomes. Solution studies on S4−16S ribonucleic acid and L24−23S ribonucleic acid binding. Biochemistry 13,1032−7.
Schulte, С. and Garrett, R.A. (1972) Optimal conditions for the interaction of ribosomal protein S8 and 16S RNA and studies on the reaction mechanism. Mol Gen Genet 119, 345−55.
Baker, A.M. and Draper, D.E. (1995) Messenger RNA recognition by fragments of ribosomal protein S4. J Biol Chem 270, 22 939−45.
Dragon, F. and Brakier-Gingras, L. (1993) Interaction of Escherichia coli ribosomal protein S7 with 16S rRNA. Nucleic Acids Res 21, 1199−203.
Dragon, F., Payant, C. and Brakier-Gingras, L. (1994) Mutational and structural analysis of the RNA binding site for Escherichia coli ribosomal protein S7. J Mol Biol 244, 74−85.
Nomura, M., Traub, P. and Bechmann, H. (1968) Hybrid 30S ribosomal particles reconstituted from components of different bacterial origins. Nature 219, 793−9.
Held, W.A., Gette, W.R. and Nomura, M. (1974) Role of 16S ribosomal ribonucleic acid and the 30S ribosomal protein S12 in the initiation of natural messenger ribonucleic acid translation. Biochemistry 13,2115−22.
Gerstner, R.B., Pak, Y. and Draper, D.E. (2001) Recognition of 16S rRNA by ribosomal protein S4 from Bacillus stearothermophilus. Biochemistry 40, 7165−73.
Gutell, R.R. (1994) Collection of small subunit (16S- and 16S-like) ribosomal RNA structures: 1994. Nucleic Acids Res 22, 3502−7.
Schwarzbauer, J. and Craven, G.R. (1981) Apparent association constants for E. coli ribosomal proteins S4, S7, S8, S15, S17 and S20 binding to 16S RNA. Nucleic Acids Res 9, 2223−37.
Pan, J. and Woodson, S.A. (1998) Folding intermediates of a self-splicing RNA: mispairing of the catalytic core. J Mol Biol 280, 597−609.
Leung, D., Chen, E, Goeddel, DV (1989) Technique, 11−15.
Woese, C.R., Gutell, R., Gupta, R. and Noller, H.F. (1983) Detailed analysis of the higher-order structure of 16S-like ribosomal ribonucleic acids. Microbiol Rev 47, 621−69.
Heus, H.A. and Pardi, A. (1991) Structural features that give rise to the unusual stability of RNA hairpins containing GNRA loops. Science 253, 191−4.
Woese, C.R., Winker, S. and Gutell, R.R. (1990) Architecture of ribosomal RNA: constraints on the sequence of «tetra-loops». Proc Natl Acad Sci U S A 87, 8467−71.
Woese, C.R. and Gutell, R.R. (1989) Evidence for several higher order structural elements in ribosomal RNA. Proc Natl Acad Sci U S A 86, 311 922.
Heilek, G.M., Marusak, R., Meares, C.F. and Noller, H.F. (1995) Directed hydroxyl radical probing of 16S rRNA using Fe (ll) tethered to ribosomal protein S4. Proc Natl Acad Sci U S A 92,1113−6.
Lu, M. and Draper, D.E. (1995) On the role of rRNA tertiary structure in recognition of ribosomal protein L11 and thiostrepton. Nucleic Acids Res 23, 3426−33.
Исследование термодинамики бинарных комплексов РНК и рибосомного белка S7 эубактерий65l Sapag, A. and Draper, D.E. (1997) In vitro evolution used to define aprotein recognition site within a large RNA domain. Bioorg Med Chem 5, 1097−105.
Stemmer, W.P. (1994) Rapid evolution of a protein in vitro by DNA shuffling. Nature 370, 389−91.
Fallon, A.M., Jinks, C.S., Strycharz, G.D. and Nomura, M. (1979) Regulation of ribosomal protein synthesis in Escherichia coli by selective mRNA inactivation. Proc Natl Acad Sci U S A 76, 3411−5.
Lindahl, L. and Zengel, J.M. (1979) Operon-specific regulation of ribosomal protein synthesis in Escherichia coli. Proc Natl Acad Sci U S A 76, 6542−6.
Fiil, N.P., Friesen, J.D., Downing, W.L. and Dennis, P.P. (1980) Post-transcriptional regulatory mutants in a ribosomal protein-RNA polymerase operon of E. coli. Cell 19, 837−44.
Nomura, M. (1999) Regulation of ribosome biosynthesis in Escherichia coli and Saccharomyces cerevisiae: diversity and common principles. J Bacteriol 181, 6857−64.
Yates, J.L., Arfsten, A.E. and Nomura, M. (1980) In vitro expression of Escherichia coli ribosomal protein genes: autogenous inhibition of translation. Proc Natl Acad Sci U S A 77,1837−41.
Yates, J.L. and Nomura, M. (1980) E. coli ribosomal protein L4 is a feedback regulatory protein. Cell 21, 517−22.
Dean, D. and Nomura, M. (1980) Feedback regulation of ribosomal protein gene expression in Escherichia coli. Proc Natl Acad Sci U S A 77, 3590−4.
Thomas, M.S., Bedwell, D.M. and Nomura, M. (1987) Regulation of alpha operon gene expression in Escherichia coli. A novel form of translational coupling. J Mol Biol 196, 333−45.
Jinks-Robertson, S. and Nomura, M. (1982) Ribosomal protein S4 acts in trans as a translational repressor to regulate expression of the alpha operon in Escherichia coli. J Bacteriol 151, 193−202.
Deckman, I.C. and Draper, D.E. (1987) S4-alpha mRNA translation regulation complex. II. Secondary structures of the RNA regulatory site in the presence and absence of S4. J Mol Biol 196, 323−32.
Draper, D.E. (1987) in: Translational Regulation of Gene Expression, pp. 1−26 (Man, J., Ed.) Plenum Press, New York.
Spedding, G., Gluick, T.C. and Draper, D.E. (1993) Ribosome initiation complex formation with the pseudoknotted alpha operon messenger RNA. J Mol Biol 229, 609−22.
Spedding, G. and Draper, D.E. (1993) Allosteric mechanism for translational repression in the Escherichia coli alpha operon. Proc Natl Acad Sci U S A 90, 4399−403.
Tang, C.K. and Draper, D.E. (1990) Evidence for allosteric coupling between the ribosome and repressor binding sites of a translationally regulated mRNA. Biochemistry 29, 4434−9.
Schlax, P.J., Xavier, K.A., Gluick, T.C. and Draper, D.E. (2001) Translational repression of the Escherichia coli alpha operon mRNA: importance of an mRNA conformational switch and a teRNAry entrapment complex. J Biol Chem 276, 38 494−501.
Исследование термодинамики бинарных комплексов РНК и рибосомного белка 57 эубактерий
Robert, F. and Brakier-Gingras, L. (2001) Ribosomal protein S7from
Escherichia coli uses the same determinants to bind 16S ribosomal RNA and its messenger RNA. Nucleic Acids Res 29, 677−82.
Варфоломеев С.Д., Гуревич Г. К. (1999) ФАИР-ПРЕСС, М.
Spierer, P., Bogdanov, A.A. and Zimmermann, R.A. (1978) Parameters for the interaction of ribosomal proteins L5, L18, and L25 with 5S RNA from Escherichia coli. Biochemistry 17, 5394−8.
Saito, K. and Nomura, M. (1994) Post-transcriptional regulation of the str operon in Escherichia coli. Structural and mutational analysis of the target site for translational repressor S7. J Mol Biol 235,125−39.
Tuerk, C. and Gold, L. (1990) Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase. Science 249, 505−10.
Исследование термодинамики бинарных комплексов РНК и рибосомного белка S7 эубактерий
Ж Финкельштейн А. В., Птицын П. О. (2002) Книжный дом «Университет», Москва.
Hansson, Т., Oostenbrink, С., and van Gunsteren, W. (2002) Molecular dynamics simulations. Curr Opin Struct Biol 12,190−196.
Van der Spoel, D., A. R. Van Buuren, E. Apol, P. J. Meulenhoff, D. P. Tieleman, A. L. Т. M. Sijbers, B. Hess, K. A. Feenstra, E. Lindahl, R. Van Drunen, and H. J. C. Berendsen (2001) University of Groningen, Groningen.
Peitsch, M.C. (1996) ProMod and Swiss-Model: Internet-based tools for automated comparative protein modelling. Biochem Soc Trans 24, 274−9.
Pichert, G.a.R.A.S. (2000) Organizing cancer genetics programs: the Swiss model. J Clin Oncol 18, 65−9.
Schappach, A.a.H.D.H. (2001) Molecular modelling of 17 alpha-hydroxylase-17,20-lyase. Pharmazie 56, 435−42.
Lindahl, E., B. Hess, and D. van der Spoel (2001) GROMACS 3.0: a package for molecular simulation and trajectory analysis. JouRNAI of Molecular Modeling 7, 306−317.
Freire, E., Haynie, D.T. and Xie, D. (1993) Molecular basis of cooperativity in protein folding. IV. CORE: a general cooperative folding model. Proteins 17,111−23.
Freire, E. (1993) Structural thermodynamics: prediction of protein stability and protein binding affinities. Arch Biochem Biophys 303,181−4.
Xie, D., Bhakuni, V. and Freire, E. (1993) Are the molten globule and the unfolded states of apo-alpha-lactalbumin enthalpically equivalent? J Mol Biol 232, 5−8.
Gomez, J., Hilser, V.J., Xie, D. and Freire, E. (1995) The heat capacity of proteins. Proteins 22, 404−12.
Маниатис, Т., Фрич, Э., and Сэмбрук, Д. (1984) (Мир, Ed.) А. А. Баев, Москва.
Handbook, Q. (1995) QIAGEN.
Spiridonova, V.A., Golovin, A.V., Drygin, D. and Kopylov, A.M. (1998) An extremely high conservation of RNA-protein S7 interactions during prokaryotic ribosomal biogenesis. Biochem Mol Biol Int44, 1141−6.

Заполнить форму текущей работой