Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Исследование механизма Са2+-миристоильного переключателя на примере фоторецепторного Са2+-связывающего белка рековерина

Диссертация: Исследование механизма Са2+-миристоильного переключателя на примере фоторецепторного Са2+-связывающего белка рековерина
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Для функционирования механизма последовательного заполнения Са2±связывающих центров рековерин должен быть мири-стоилированв немиристоилированном рековерине этот механизм не работает. Экспонирование гидрофобного «кармана» рековерина и, соответственно, его способность Сазависимым образом ингибировать родопсинкиназу непосредственно зависит от заполнения. Скорость диссоциации рековерина с поверхности… Читать ещё >

Содержание

  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • Ионы кальция и регуляция зрительной трансдукции"
  • 1. Общая схема зрительной трансдукции
    • 1. 1. Передача зрительного сигнала
    • 1. 2. Восстановление темнового состояния фоторецепторной клетки
  • 2. Молекулярные механизмы Са -зависимой регуляции зрительной трансдукции
    • 2. 1. Светозависимое изменение [Са2+]{ в НСП: катионные каналы и Ш+/К+, Са2±обменник
    • 2. 2. Са2+ и гуанилатциклаза
    • 2. 3. Са2+ и аденилатциклаза
    • 2. 4. Са2+ и родопсинкиназа
      • 2. 4. 1. Фосфорилирование фотовозбужденного родопсина
      • 2. 4. 2. Фосфорилирование «темнового» родопсина
  • 3. Белки семейства нейрональных Са -сенсоров
    • 3. 1. Общая характеристика семейства нейрональных Са -сенсоров
    • 3. 2. Рековерин
      • 3. 2. 1. Тканевая и клеточная локализация
      • 3. 2. 2. Ген и первичная структура
      • 3. 2. 3. К-концевое ацилирование
      • 3. 2. 4. Са2±связывающие центры рековерина
      • 3. 2. 5. Пространственная структура и модель Са2±миристоильного переключателя рековерина
    • 3. 3. ОСАР-белки: ОСАР1 и ОСАР
    • 3. 4. Визининподобные белки: нейрокальцин
    • 3. 5. Фреквенины: N081 и фреквенин
    • 3. 6. КСЫР-белки
  • МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
  • 1. Реактивы
  • 2. Выделение НСП
  • 3. Получение отмытых мочевиной фоторецепторных мембран
  • 4. Получение рекомбинантного миристоилированного и немиристоилированного рековерина
  • 5. Очистка препарата миристоилированного рековерина от примеси немиристоилированного
  • 6. Приготовление кальциевых буферов и измерение [Са
  • 7. Определение количества кальция, связанного с рековерином
  • 8. Взаимодействие рековерина с фенилсефарозой
  • 9. Выделение родопсинкиназы
  • 10. Определение активности родопсинкиназы
  • 11. Связывание рековерина с отмытыми мочевиной фоторецепторными мембранами
  • 12. ЗРЫ-спектроскопия
    • 12. 1. Приготовление липосом
    • 12. 2. Иммобилизация липосом
    • 12. 3. Измерение связывания рековерина с 8Р11-чипом и обработка экспериментальных данных
  • 13. Аналитические процедуры
    • 13. 1. Определение концентрации белков
    • 13. 2. ЭОЗ-электрофорез в полиакриламидном геле (ПААГ)
  • РЕЗУЛЬТАТЫ
  • 1. Исследование механизма связывания ионов кальция с рековерином
  • 2. Изучение роли Са2±связывающих центров рековерина в функционировании его Са2±миристоильного переключателя
    • 2. 1. Кальцийзависимое экспонирование гидрофобного «кармана» рековерина
    • 2. 2. Кальцийзависимое ингибирование родопсинкиназы рековерином
    • 2. 3. Кальцийзависимое экспонирование миристоильного остатка рековерина
  • 3. Исследование взаимодействия рековерина дикого типа и его мутантов по кальцийсвязывающим центрам с иммобилизованным липидным бислоем методом БРЯ-спектроскопии
    • 3. 1. Характеристика метода ЗРЫ-спектроскопии применительно к связыванию рековерина с липидным бислоем, иммобилизованным на 8РЯ-чипе
    • 3. 2. Определение сродства миристоилированных форм лмг-рековерина и мутанта КсЕ85<3 к липидному бислою, иммобилизованному на ЗРЯ-чипе
    • 3. 3. Исследование кальцийзависимого экспонирования миристоильного остатка рековерина методом ЗРЯ-спектроскопии
    • 3. 4. Кинетика диссоциации миристоилированных форм Ы-рековерина и мутанта ЯсЕ85(3 из комплекса с липидным бислоем, иммобилизованным на БРИ-чипе
  • ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
  • ВЫВОДЫ

Исследование механизма Са2+-миристоильного переключателя на примере фоторецепторного Са2+-связывающего белка рековерина (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Ионы кальция служат универсальным регулятором самых разнообразных процессов, протекающих в живой клетке. Во многих случаях действие Са2+ на эти процессы опосредовано Са2±связывающими белками, которые сами по себе, как правило, каталитической активностью не обладают, а их функция состоит в придании различным клеточным мишеням чувствительности к ионам кальция. За связывание ионов кальция у более чем 250 Сасвязывающих белков, наиболее известный из них — кальмодулин, отвечает специальная структура, получившая название «ЕР-Иапё». Некоторые из белков, содержащих эту структуру, при связывании ионов кальция не изменяют свою конфор-мациютакие белки, как правило, служат внутриклеточным буфером ионов кальция, поддерживая их концентрацию в цитоплазме клетки на о I определённом уровне. Конформация других Сасвязывающих белков, содержащих ЕР-1гапс1-структуру, значительно изменяется при связывании с ними ионов кальциябелки этой группы выполняют роль кальциевых сенсоров для своих внутриклеточных мишеней.

О А.

Многие из сенсорных Сасвязывающих белков выполняют специализированные функции в клетках определённых типов, например, в нейронах. Так, в настоящее время известно более сорока представителей ЕЕ-11апс1-со держащих Сасвязывающих белков, специфичных для нервной ткани. Эти белки объединены в семейство ней-рональных Са2±сенсоров, типичным представителем которого является рековерин, высокоспецифичный для нейронов сетчатки. Функция рековерина состоит в Са2±зависимой регуляции родопсинкиназыфермента, десенситизирующего фотоактивированный родопсин путём его фосфорилирования. Молекула рековерина содержит 4 домена типа ЕБ-Бапс!, из которых только два — второй и третий — способны связывать ионы кальция. N-конец рековерина ацилирован (преимущественно миристоилирован) в результате посттрансляционной модификации. Связывания ионов кальция с рековерином приводит к экспонированию его N-концевого миристоильного остатка из так называемого гидрофобного «кармана» белка в раствор, в результате чего рековерин становится способным взаимодействовать с фоторецепторными мембранами. Этот механизм получил название Са2±миристоильного переключателя (calcium-myristoyl switch). N-Концевое миристоилирова-ние выявлено не только у рековерина, но и почти у всех остальных членов семейства нейрональных Са2±сенсоров, что свидетельствует о важности Са2±миристоильного переключателя для функционирования белков этого семейства. Изучению механизма Са2±миристоильного переключателя на примере рековерина и посвящена настоящая работа.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Ионы кальция и регуляция зрительной трансдукции".

выводы.

1. В немиристоилированном рековерине Сасвязывающий центр ЕБЗ является высокоаффинным (К0 = 0,21 цМ), а ЕБ2 — низкоаффинным (К0 = 6,2 цМ).

2+.

2. В миристоилированном рековерине заполнение Сасвязывающих центров ионами кальция происходит последовательно: сначала заполняется ЕБЗ и лишь затем — Е¥-2, при этом заполнение ионами кальция центра ЕБЗ является необходимым условием для последующего связывания катиона в центре ЕР2.

3. Для функционирования механизма последовательного заполнения Са2±связывающих центров рековерин должен быть мири-стоилированв немиристоилированном рековерине этот механизм не работает.

4. Экспонирование гидрофобного «кармана» рековерина и, соответственно, его способность Сазависимым образом ингибировать родопсинкиназу непосредственно зависит от заполнения.

2+ ионами кальция Сасвязывающего центра ЕЕ2.

2+.

5. Заполнение ионами кальция Сасвязывающего центра ЕБЗ сопровождается частичным экспонированием миристоильного остатка рековеринаполное экспонирование последнего происходит в результате последующего связывания ионов кальция с ЕР2.

6. Скорость диссоциации рековерина с поверхности липидного бислоя зависит от заполнения ионами кальция его Сасвязывающего центра ЕЕ2.

Показать весь текст

Список литературы

  1. П.П., Аршавский В. Ю., Дижур A.M. (1987). Биохимия зрительной рецепции. Итоги науки и техники. ВИНИТИ, т.26.
  2. , Р. (2000). Phototransduction and calcium. Membr. Cell. Biol. 13, 195−206.
  3. , E.A. (1981). First events in vision: the generation of responses in vertebrate rods. J. Cell Biol. 90, 271−278.
  4. , M. (1985). Trigger and amplification mechanisms in visual phototransduction. Ann. Rev. Biophys. Chem. 14, 331−360.
  5. , Н.Г. и Артамонов, И.Д. (1984). Биоорганическая химия зрительного процесса. Биол. мембраны. 1, 775−793.
  6. Dratz, E.A. and Hargrave, P.A. (1983). The structure of rhodopsin and the rod outer segment disk membrane. Trends Biochem. Sci. 8, 128−131.
  7. Hamm, H.E. and Bownds, M.D. (1986). Protein complement of rod outer segments of frog retina. Biochemistry 25, 4512−4525.
  8. , Y.A. (1982). Rhodopsin and bacteriorhodopsin: structure function relationships. FEBS Lett. 148, 179−191.
  9. Mullen, E. and Akhtar, M. (1982). Topographic and active site studies on bovine rhodopsin. FEBS Lett. 132, 261−264.
  10. Ovchinnikov, Y.A., Abdulaev, N.G. and Bogachuk, A.S. (1988). Two adjacent cysteine residues in the C-terminal cytoplasmic fragment of bovine rhodopsin are palmitylated. FEBS Lett. 230, 1−5.
  11. , H. (1980). Light- and GTP-regulated interaction of GTPase and other proteins with bovine photoreceptor membranes. Nature 283, 587−589.
  12. Bennett, N. and Dupont, Y. (1985). The G-protein of retinal rod outer segments (transducin). Mechanism of interaction with rhodopsin and nucleotides. J. Biol. Chem. 260, 4156−4168.
  13. , L. (1985). Molecular design of an amplification cascade in vision. Biopolymeres 24, 29−47.
  14. Stryer, L., Hurley, J.B. and Fung, B.K. (1981). First stage of amplification in the cyclic nucleotide cascade of vision. Trends Biochem. Sci. 6, 245−247.
  15. , J.B. (1992). Signal transduction enzymes of vertebrate photoreceptors. J. Bioenerg. and Biomemb. 24, 219−226.
  16. Arshavsky, V.Y., Dizhoor, A.M., Shestakova, I.K. and Philippov, P.P.1985). The effect of rhodopsin phosphorylation on the light-dependent activation of phosphodiesterase from bovine rod outer segments. FEBS Lett. 181,264−266.
  17. Baehr, W., Delvin, M.J. and Applebury, M.L. (1979). Isolation and characterization of cGMP phosphodiesterase from bovine ROS. J. Biol. Chem. 254, 11 669−11 677.
  18. Hurley, J.B. and Stryer, L. (1982). Purification and characterization of the gamma regulatory subunit of the cGMP phosphodiesterase from retinal rod outer segments. J. Biol. Chem. 257, 11 094−11 099.
  19. Florio, S.K., Prusti, R. K and Beavo, J.A. (1996). Solubilization of membrane-bound phosphodiesterase by the rod phosphodiesterase recombinant 5 subunit. J. Biol. Chem. 271, 24 036−24 047.
  20. Palczewski, K. and Saari, J.C. (1997). Activation and inactivation steps in the visual transduction pathway. Curr. Opin. Neurobiol., 7, 500−504.
  21. Yamazaki, A., Hayashi, F., Tatsumi, M., Bitensky, M.W. and George, J.S. (1990). Interactions between the subunits of transducin and cyclic GMP phosphodiesterase in Rana catesbiana rod photoreceptors. J. Biol. Chem. 265, 11 539−11 548.
  22. Lipkin, V.M., Dumler, I.L., Muradov, K.G., Artemyev, N.O. and Etin-gof, R.N. (1988). Active sites of the cyclic GMP phosphodiesterase gamma-subunit of retinal rod outer segment. FEBS Lett. 234, 287−290.
  23. , L. (1986). Cyclic GMP cascade of vision. Annu. Rev. Neurosci. 9, 87−119.
  24. Cook, N.J., Hanke, W. and Kaupp, U.B. (1987). Identification, purification and functional reconstitution of the cyclic GMP-dependent channel from rod photoreceptors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84, 585−589.
  25. Yau, K.-W. and Baylor, D.A. (1989). Cyclic GMP-activated conductance of retinal photoreceptor cells. Annu. Rev. Neurosci. 12, 289−327.
  26. Pfister, С., Chabre, M., Plouet, J., Tuyen, V.V., De Kozak, Y., Faure J.P. and Kuhn, H. (1985). Retinal S antigen identified as the 48K protein regulating light-dependent phosphodiesterase in rods. Scince 228, 891−893.
  27. Kuhn, H. and Wilden, U. (1987). Deactivation of photoactivated rhodopsin by rhodopsin kinase and arrestin. J. Recept. Res. 7, 283−298.
  28. Hargrave, P.A. and McDowell, J.H. (1992). Rhodopsin and phototrans-duction: a model system for G protein-linked receptors. FASEB Journal 6, 2323−2331.
  29. Gurevich, V.V. and Benovic, J.L. (1992). Cell-free expression of visual arrestin. Truncation mutagenesis identifies multiples domains involved in rhodopsin interaction. J. Biol. Chem. 267, 21 919−21 923.
  30. Arshavsky, V.Y. and Bownds, M.D. (1992). Regulation of deactivation of photoreceptor G protein by its target enzyme and cGMP. Nature 357, 416−417.
  31. Faurobert, E. and Hurley, J.B. (1997). The core domain of new retina specific RGS protein stimulates the GTPase activity of transducin in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 2945−2950.
  32. Chen, C.-K., Wieland, T. and Simon, M.I. (1996). RGS-r, a retinal specific RGS protein, binds an intermediate conformational of transducin and enchances recycling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 12 885−12 889.
  33. He, W., Cowan, C.W. and Wensel, T.G. (1998). RGS9, a GTPase accelerator for phototransduction. Neuron 20, 95−102.
  34. Tsang, S.H., Burns, N.E., Calvert, P.D., Gouras, P., Baylor, D.A., Goff, S.P. and Arshavsky, V.Y. (1998). Role for the target enzyme in deactivation of photoreceptor G protein in vivo. Science 282, 117−121.
  35. Cote, R.H., Bownds, M.D. and Arshavsky, V.Y. (1994). cGMP binding sites on photoreceptor phosphodiesterase: role in feedback regulation of visual transdaction. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 91, 4845−4849.
  36. Yamazaki, A., Bondarenko, V.A., Dua, S., Yamazaki, M., Usukura, J. and Hayashi, F. (1996). Possible stimulation of retinal rod recovery to darkstate by cGMP release from a cGMP phosphodiesterase non catalytic site. J. Biol. Chem. 51, 32 495−32 498.
  37. Lee, R.H., Lieberman, B.S. and Lolley, R.N. (1987). A novel complex from bovine visual cells of a 33,000-dalton phosphoprotein with beta and gamma transducin: purification and subunit structure. Biochemistry 28, 3983−3990.
  38. Willardson, B.M., Wilkins, J.F., Yoshida, T. and Bitensky, M.W. (1996). Regulation of phosducin phosphorylation in retinas rods by Ca2+/calmodulin-dependent adenylyl cyclase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 1475−1479.
  39. Lagnado, L. and Baylor, D.A. (1994). Calcium controls light-triggered formation of catalytically active rhodopsin. Nature 367, 273−277.
  40. Hsu, Y.-T. and Molday, R.S. (1993) Modulation of the cGMP-gated channel of rod photoreceptor cell by calmodulin. Nature 361, 76−79.
  41. Woodruff, M.L. and Bownds, M.D. (1979). Regulation of the cGMP-gated channel of rod photoreceptor cell. J. Gen. Physiol. 73, 629−653.
  42. Hackos, D.H. and Korenbrot, J.I. (1997). Calcium modulation of ligand affinity in the cyclic GMP-gated ion channels of cone photoreceptors. J. Gen. Physiol. 110,515−528.
  43. Schnetkamp, P.P.M., Szerencsei, R.T. and Basu, D.K. (1991). Unidirectional Na+, Ca2+ and K+ fluxes through the bovine rod outer segment Na+ -Ca2±K±exchanger. J. Biol. Chem. 266, 198−206.
  44. Cervetto, L., Lagnado, L., Perry, R.J., Robinson, D.W. and McNaugh-ton, P.A. (1989). Extrusion calcium from rod outer segments is driven by both sodium and potassium gradients. Nature 337, 740−743.
  45. Ratto, G.M., Payne, R., Owen, W.G. and Tsien, R.Y. (1988). The concentration of cytosolic free calcium in vertebrate rod outer segments measured with Fura-2. J. Neurosci. 8, 3240−3246.
  46. Kaupp, U.B. and Koch, K.-W. (1992). Role of cGMP and Ca2+ in vertebrate photoreceptor excitation and adaptation. Annu. Rev. Physiol. 54, 153−175.
  47. Duda, T., Goraczniak, R., Surgucheva, I., Rudnicka-Nawrot, M., Gorczyca, W.A., Palczewski, K., Sitaramayya, A., Baehr, W. and Sharma, R.K. (1996). Calcium modulation of bovine photoreceptor guanylate cyclase. Biochemistry 35, 8478−8482.
  48. Yang, R.-B. and Garbers, D.L. (1997). Chromosomal localization and genomic organization of genes encoding guanylyl cyclase receptors expressed in olfactory sensory neurons and retina. J. Biol. Chem. 272, 1 373 813 742.
  49. Otto-Bruc, A., Fariss, R.N., Haesleer, F., Huang, J., Buczylko, J., Surgucheva, I., Baehr, W., Milam, A.H. and Palczewsky, K. (1997). Localization of guanylate cyclase-activating protein 2 in mammalian retinas. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 4727−4732.
  50. Koch, K.-W. and Stryer, L. (1988). Highly cooperative feedback control of retinal rod guanylate cyclase by calcium ions. Nature 334, 64−66.
  51. Koch, K.-W. (1991). Purification and identification of photoreceptor guanylate cyclase. J. Biol. Chem. 266, 8634−8637.
  52. Gorczyca, W.A., Polans, A.S., Surgucheva, I.G., Subbaraya, I., Baehr, W. and Palczewski, K. (1995). Guanylyl cyclase activation protein. J. Biol. Chem. 270, 22 029−22 036.
  53. Dizhoor, A.M., Lowe, D.G., Olshevskaya, E.V., Laura, R.P. and Hurley, J.B. (1994). The human photoreceptor membrane guanylyl cyclase, RetGC, is present in outer segments and is regulated by calcium and a soluble activator. Neuron. 12, 1345−1352.
  54. Haeseleer, F., Sokal, I., Li, N., Pettenati, M., Rao, N., Bronson, D., Wechter, R., Baehr, W. and Palczewski, K. (1999). Molecular characterization of a third member of the guanylyl cyclase-activating protein subfamily J. Biol. Chem. 274, 6526−6535.
  55. Cuenza, N., Lopez, S. and Kolb, H. (1998). The localization of guanylyl cyclase-activating proteins in the mammalian retina. In-vest.Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 1243−1250.
  56. Dizhoor, A.M. and Hurley, J.B. (1996). Inactivation of EF-hand makes GCAP-2 (p24) a constitutive activator of photoreceptor guanylyl cyclase by preventing a Ca2+ induced activator-to-inhibitor transition. J. Biol. Chem. 271, 19 346−19 350.
  57. Yang, Z. and Wensel, T.G. (1992). Inorganic pyrophosphatase from bovine retinal rod outer segments. J. Biol. Chem. 267, 24 634−24 640.
  58. Margulis, A., Pozdnyakov, N. and Sitaramayya, A. (1996). Activation of bovine photoreceptor guanylate cyclase by S100 proteins. Biochem. Bio-phys. Res. Commun. 218, 243−247.
  59. Gray-Keller, M.P. and Detwiler, P.B. (1994). Regulation of the cAMP synthesis by calcium in rods. Neuron 13, 846−861.
  60. , D.G. (1994). Proteins, transmitters and synapses. Blackwell Scientific Publication: Oxford, 198−239.
  61. Walsh, D.A. and Van Patten, S.M. (1994). Multiple pathway signal transduction by the cAMP-dependent protein kinase. FASEB J. 8, 12 271 236.
  62. Lee, R.H., Lieberman, B.S. and Lolley, R.N. (1987). A novel complex from bovine visual cells of a 33,000-dalton phosphoprotein with beta andgamma transducin: purification and subunit structure. Biochemistry 28, 3983−3990.
  63. Willardson, B.M., Wilkins, J.F., Yoshida, T. and Bitensky, M.W. (1996). Regulation of phosducin phosphorylation in retinal rods by Ca27calmodulin-dependent adenylyl cyclase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 1475−1479.
  64. Gorodovikova E.N., Senin I.I. and Philippov P.P. (1994). Calcium-sensitive control of rhodopsin phosphorylation in the reconstituted system consisting of photoreceptor membranes, rhodopsin kinase and recoverin. FEBS Lett. 353, 171−172.
  65. Gorodovikova E.N., Gimelbrant A.A., Senin I.I. and Philippov P.P. (1994). Recoverin mediates the calcium effect upon rhodopsin phosphorylation and cGMP hydrolysis in bovine retina rod cells. FEBS Lett. 349, 187−190.
  66. , S. (1993). Rhodopsin phosphorylation as a mechanism of cyclic GMP phosphodiesterase regulation by S-modulin. Nature 362, 855 857.
  67. Chen, C.-K., Inglese, J., Lefkowitz, R.J. and Hurley, J.B. (1995). Ca2±dependent interaction of recoverin with rhodopsin kinase. J. Biol. Chem. 270, 18 060−18 066.
  68. Klenchin, V.A., Calvert, P.D. and Bownds, M.D. (1995). Inhibition of rhodopsin kinase by recoverin. Further evidence for a negative feedback system in phototransduction. J. Biol. Chem. 270, 16 147−16 152.
  69. Kawamura, S., Hisatomi, O., Kayada, S., Tokunaga, F. and Kuo, C.H. (1993). Recoverin has S-modulin activity in frog rods. J. Biol. Chem. 268, 14 579−14 582.
  70. Gorodovikova EN, Philippov PP. (1993). The presence of a calcium-sensitive p26-containing complex in bovine retina rod cells. FEBS Lett. 335, 277−279.
  71. Senin, I.I., Zargarov, A.A., Alekseev, A.M., Gorodovikova, E.N., Lip-kin, V.M. and Philippov, P.P. (1995). N-myristoylation of recoverin enhances its efficiency as an inhibitor of rhodopsin kinase. FEBS Lett. 376, 87−90.
  72. Dean, K.R. and Akhtar, M. (1993). Phosphorylation of solubilized dark-adapted rhodopsin. Insights into the activation of rhodopsin kinase. Eur. J. Biochem. 21, 881−890.
  73. Fowles, C., Sharma, R. and Akhtar, M. (1988). Mechanistic studies on the phosphorylation of photoexcited rhodopsin. FEBS Lett. 238, 56−60.
  74. Brown, N.G., Fowles, C., Sharma, R. and Akhtar, M. (1992). Mechanistic studies on rhodopsin kinase. Light-dependent phosphorylation of C-terminal peptides of rhodopsin. Eur. J. Biochem. 208, 659−657.
  75. , S.E. (1977). FEBS Lett. 148, 179−191.
  76. Binder, B.M., OConnor, T.M., Bownds, M.D., Arshavsky, V.Y. (1996). Phosphorylation of non-bleached rhodopsin in intact retinas and living frogs. J. Biol. Chem. 271, 19 826−19 830.
  77. Herzberg, O. and James, M.N. (1988). Refined crystal structure of troponin С from turkey skeletal muscle at 2.0A resolution. J. molec. Biol. 203, 761−779.
  78. Skelton, N.J., Korder, J., Akke, M., Forsen, S. and Chazin, W.J. (1994).1. Л I
  79. Signal transduction versus buffering activity in Ca -binding proteins. Nature struct. Biol. 1, 239−245.
  80. Finn, B.E., Drakenberg, T. and Forsen, S. (1993). The structure of apocalmodulin: a 1H NMR examination of the carboxy-terminal domain. FEBS Lett. 336, 368−374.
  81. Nef, P. (1996). Neuron-specific calcium sensors (the NCS subfamily). Guidebook to the calcium-binding proteins. Oxford University Press, New York, 94−98.
  82. Crivici, A. and Ikura, M. (1995). Molecular and structural basis of target recognition by calmodulin. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 24, 85−116.
  83. A.M., Некрасова Э. Н., Филиппов П. П. (1991). Новый специфичный для фоторецепторных клеток белок с молекулярной массой 26 кДа, способный связываться с иммобилизованным делипидизированным родопсином. Биохимия 56, 225−229.
  84. Dizhoor, A.M., Ray, S., Kumar, S., Niemi, G., Spencer, M., Brolley, D., Walsh, K.A., Philipov, P.P., Hurley, J.B., Stryer, L. (1991). Recoverin: a calcium sensitive activator of retinal rod guanylate cyclase. Science 251, 915−918.
  85. Lambrecht, H.-G. and Koch, K.-W. (1991). Light-dependent phosphorylation a 26 kd calcium binding protein from bovine rod outer segments. FEBS Lett. 317, 45−48.
  86. Korf, H.W., White, B.H., Schaad, N.C. and Klein, D.C. (1992). Recoverin in pineal organs and retinae of various vertebrate species including man. Brain Research 595, 57−66.
  87. Milam, A.H., Dacey, D.M. and Dizhoor, A. (1993). Recoverin immu-noreactivity in mammalian cone bipolar cells. Vis. Neurosci. 10, 1−12.
  88. Wiechmann, A.F. and Hammarback, J.A. (1993). Expression of recoverin mRNA in the human retina: localization by in situ hybridization. Exp. Eye Res. 57, 763−769.
  89. De Raad, S., Comte, M., Nef, P., Lenz, S.E., Gundelfinger, E.D. and Cox, J.A. (1995). Distribution pattern of three neural calcium-binding proteins (NSC-1, VILIP and recoverin) in chicken, bovine and rat retina. His-tochem. J. 27, 524−535.
  90. McGinnis, J.F., Stepanik, P.L., Jariangprasert, S. and Lerious, V. (1997). Functional significance of recoverin localization in multiple retina cell types. J. Neurosci. Res. 50, 487−495.
  91. Dalil-Thiney, N., Bastianelli, E., Pochet, R., Reperant, J. and Versaux-Botteri, C. (1998). Recoverin and hippocalcin distribution in the lamprey (Lampreta fluviatilis) retina. Neurosci. Lett. 247, 163−166.
  92. Bazhin, A.V., Poplinskaya, V.A., Tikhomirova, N.K. et al. (2003) Immunochemical localization of calcium-binding protein recoverin in retina of newt Pleurodeles wait. Biol. Bull. (Moscow), (in press).
  93. Bastianelli, E. and Pochet, R. (1994). Calbindin-D28k, calretinin, and recoverin immunoreactivities in developing chick pineal gland. J. Pineal. Res. 17,103−111.
  94. Bastianelli, E., Polans, A.S., Hidaka, H. and Pochet R. (1995). Differential distribution of six calcium-binding proteins in the rat olfactory epithelium during postnatal development and adulthood. J. Comp. Neurol. 354, 395−409.
  95. Wiechmann, A.F. and Hammarback, J.A. (1993). Molecular cloning and nucleotide sequence of a cDNA encoding recoverin from human retina. Exp. Eye Res. 56, 463−470.
  96. Wiechmann, A.F., Akots, G., Hammarback, J.A., Pettenati, M.J., Rao, P.N. and Bowden, D.W. (1994). Genetic and physical mapping of human recoverin: a gene expressed in retinal photoreceptors. Invest. Ophtalmol. Vis. Sci. 35, 325−331.
  97. Ray, S., Zozulya, S., Niemi, G.A., Flaherty, K.M., Brolley, D., Dizhoor, A.M., McKay, D.B., Hurley, J.B. and Stryer, L. (1992). Cloning, expression, and crystallization of recoverin, a calcium sensor in vision. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 89, 5705−5709.
  98. Sanada, K., Kokame, K., Yoshizawa, T., Takao, T., Shimonishi, Y. and Fukada, Y. (1995). Role of heterogeneous N-terminal acylation of recoverin in rhodopsin phosphorylation. J. Biol. Chem. 270, 15 459−15 462.
  99. Johnson, R.S., Ohguro, H., Palczewski, K., Hurley, J.B., Walsh, K.A. and Neubert, T.A. (1994). Heterogeneous N-acylation is a tissue- and species-specific posttranslational modification. J. Biol. Chem. 269, 2 106 721 071.
  100. Ames, J.B., Porumb, T., Tanaka, T., Ikura, M. and Stryer, L. (1995). Amino-terminal myristoylation induces cooperative calcium binding to re-coverin. J. Biol. Chem. 270, 4526−4533.
  101. Zozulya, S. and Stryer, L. (1992). Calcium-myristoyl protein switch. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89, 11 569−11 573.
  102. , R.H. (1980). Structure and evolution of calcium-modulated proteins. CRC Crit. Rev. Biochem. 8, 119−174.
  103. Flaherty, K.M., Zozulya, S., Stryer, L. and McKay, D.B. (1993). Three-dimensional structure of recoverin, a calcium sensor in vision. Cell 75, 709−716.
  104. Hughes, R.E., Brzovic, P. S., Klevit, R.E. and Hurley, J.B. (1995). Calcium-dependent solvation of the myristoyl group of recoverin. Biochemistry 34, 11 410−11 416.
  105. Kretsinger, R.H., Rudnick, S.E. and Weissman, L.J. (1986). Crystal structure of calmodulin. J. Inorg. Biochem. 28, 289−302.
  106. Babu, Y.S., Bugg, C.E. and Cook, W.J. (1988). Three-dimensional structure of calmodulin refined at 2.2 A resolution. J. Molec. Biol. 204, 191−204.
  107. Ames, J.B., Ishima, R., Tanaka, T., Gordon, J.I., Stryer, L. and Ikura, M. (1997) Molecular mechanics of calcium-myristoyl switches. Nature 389, 198−202.
  108. Tachibanaki, S., Nanda, K., Sasaki, K., Ozaki, K. and Kawamura, S. (2000) Amino acid residiues of S-modulin responsible for interaction with rhodopsin kinase. J. Biol. Chem. 275, 3313−3319.
  109. Palczewski, K., Subbaraya, I., Gorczyca, W.A., Helekar, B.S., Ruiz, C.C., Ohguro, H., Huang, J., Zhao, X., Crabb, J.W., Johnson, R.S., Waish,
  110. K.A., Gray-Keller, M.P., Detwiler, P.B. and Baehr, W. (1994). Molecular cloning and characterization of retinal photoreceptor gyanylyl cyclase-activating protein. Neuron 13, 395−404.
  111. Surgucheva, I., Dizhoor, A.M., Hurley, J.B., Palczewski, K. and Baehr, W. (1997). Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 38, S477.
  112. Semple-Rowland, S.L., Gorczyca, W.A., Buczylko, J., Helekar, B.S., Ruiz, C.C., Subbaraya, I., Palczewski, K. and Baehr, W. (1996). Expression of GCAP1 and GCAP2 in the retinal degeneratiom mutant chicken retina. FEBS Lett. 385,47−52.
  113. Dizhoor, A.M. and Hurley, J.B. (1999). Regulation of photoreceptor membrane guanylyl cyclases by guanylyl cyclase activator proteins. Methods 19, 521−531.
  114. Dizhoor, A.M. and Hurley, J.B. (1996). Inactivation of EF-hand makes GCAP-2 (p24) a constitutive activator of photoreceptor guanylyl cyclase by preventing a Ca induced activator-to-inhibitor transition. J. Biol. Chem. 271, 19 346−19 350.
  115. Olshevskaya, E.V., Ermilov, A.N. and Dizhoor, A.M. (1999). Dimeri-zation of guanylyl cyclase-activating protein and a mechanism of photoreceptor guanylyl cyclase activation. J. Biol. Chem. 274, 25 583−25 587.
  116. Krishnan, A., Goraczniak, R.M., Duda, T. and Sharma, R.K. (1998). Third calcium-modulated rod outer segment membrane guanylate cyclase transduction mechanism. Mol. Cell Biochem. 178, 251−259.
  117. Braunewell, K.-H. and Gundelfinger, E.D. (1999). Intracellular neuronal calcium sensor proteins: a family of EF-hand calcium-binding proteins in search of a function. Cell. Tissue Res. 295, 1−12.
  118. Okazaki, K., Watanabe, M., Ando, Y., Hagiwara, M., Terasawa, M., Hidaka, H. (1992). Full sequence of neurocalcin, a novel calcium-binding protein abundant in central nervous system. Biochem. Biophys. Res. Commun. 185, 147−153.
  119. Kumar, S.V. and Kumar, V.D. (1999). Crystal structure of recombinant neurocalcin. Nature Struct. Biol. 6, 80−88.
  120. , D. (1995). Calcium and membrane binding properties of bovine neurocalcin delta expressed in Escherichia coli. J. Biol. Chem. 270, 3179−3185.
  121. Faurobert, E., Chen, C.K., Hurley, J.B. and Teng, D.H. Drosophila9. Jneurocalcin, a fatty acylated, Ca -binding protein that associates with membranes and inhibits in vitro phosphorylation of bovine rhodopsin. J. Biol. Chem. 271, 10 256−10 262.
  122. Hendricks, K. B, Wang, B.Q., Schnitders, E.A. and Thorner, J. (1999). Yeast homologue of neuronal frequenin is a regulator of phosphatidylinosi-tol-4-OH kinase. Nat. Cell Biol. 1, 234−241.
  123. McFerran, B., Graham, M.E. and Burgoyne, R.D. (1998). Lack of bioeffects of ultrasound energy after intravenous administration of FS069 (Optison) in the anesthetized rabbit. J. Biol. Chem. 273, 22 768−22 772.
  124. Olafsson, P., Soares, H.D., Herzog, K.H., Wang, T., Morgan, J.I. and Lu, B. (1997). The Ca2±binding protein, frequenin is a nervous system-specific protein in mouse preferentially localized in neurites. Brain Res. Mol. Brain Res. 44, 73−81.
  125. Olafsson, P., Wang, T. and Lu, B. (1995). The Ca2±binding protein, frequenin is a nervous system-specific protein in mouse preferentially localized in neurites. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92, 8001−8005.
  126. Bourne, Y., Dannenberg, J., Pollmanni, V., Marchot, P. and Pongsi, O. (2001). Immunocytochemical localization and crystal structure of human frequenin (neuronal calcium sensor 1). J. Biol. Chem. 276, 11 949−11 955.
  127. Towler, D.A., Gordon, J.I., Adams, S.P. and Glaser, L. (1988). The biology and enzymology of eukaryotic protein acylation. Annu. Rev. Bio-chem. 57, 69−99.
  128. Nakamura, T.Y., Pountney, D.J., Ozaita, A., Nandi, S., Ueda, S., Rudy, B. and Coetzee, W.A. (2001). A role for frequenin, a Ca2±binding protein, as a regulator of Kv4 K±currents. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98, 12 808−12 813.
  129. De Castro, E., Nef, S., Fiumelli, H., Lenz, S.E., Kawamura, S. and Nef, P. (1995). Regulation of rhodopsin phosphorylation by a family of neuronal calcium sensors. Biochem. Biophys. Res. Commun. 216, 133−140.
  130. Ames, J.B., Hendricks, K.B., Strahl, T., Huttner, I.G., Hamasaki, N. and Thorner, J. (2000). Structure and calcium-binding properties of Frql, a novel calcium sensor in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Biochemistry 39, 12 149−12 161.
  131. An, W.F., Bowlby, M.R., Betty, M., Cao, J., Ling, H.P., Mendoza, G., Hinson, J.W., Mattsson, K.I., Strassle, B.W., Trimmer, J.S. and Rhodes, K.J. (2000). Modulation of A-type potassium channels by a family of calcium sensors. Nature 403, 553−556.
  132. Takimoto, K., Yang, E.K. and Conforti, L. (2002). Palmitoylation of KChIP splicing variants is required for efficient cell surface expression of Kv4.3 channels. J. Biol. Chem. 277, 26 904−26 911.
  133. Bahring, R., Dannenberg, J., Peters, H.C., Leicher, T., Pongs, O. and Isbrandt, D. (2001). Conserved Kv4 N-terminal domain critical for effects of Kv channel-interacting protein 2.2 on channel expression and gating. J. Biol. Chem. 276, 23 888−23 894.
  134. Buxbaum, J.D., Choi, E.K., Luo, Y., Lilliehook, C., Crowley, A.C., Merriam, D.E. and Wasco, W. (1998). Calsenilin: a calcium-binding protein that interacts with the presenilins and regulates the levels of a presenilin fragment. Nat. Med. 4, 1177−1181.
  135. Carrion, A.M., Link, W.A., Ledo, F., Mellstrom, B. and Naranjo, J.R. (1999). DREAM is a Ca2+ -regulated transcriptional repressor. Nature 398, 80−84.
  136. Kuhn, H. and Dreyer, W.J. (1972). Light dependent phosphorylation of rhodopsin by ATP. FEBS Lett. 20, 1−6.
  137. Shichi, H. and Somers, R.L. (1978). Light-dependent phosphorylation of rhodopsin. J. Biol. Chem. 253, 7040−7046.
  138. Neubert, T.A., Walsh, K.A., Hurley, J.B. and Johnson, R.S. (1997). Monitoring calcium-induced conformational changes in recoverin by elec-trospray mass spectroscopy. Protein Sci. 6, 843−850.
  139. , M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, 248−254.
  140. Dean, K.R. and Akhtar, M. (1996). Novel mechanism for the activation of rhodopsin kinase: Implications for other G protein-coupled receptor kinases (GRK's). Biochemistry 35, 6164−6172.
  141. Kawamura, S., Cox, J.A. and Nef, P. (1994). Inhibition of rhodopsin phosphorylation by non-myristoylated recombinant recoverin. Biochem. Biophys. Res. Comm. 203, 121−127.
  142. Anderson, R.E. and Maude, M.B. (1970). Phospholipids of bovine outer segments. Biochemistry 9, 3624−3628.
  143. , U.K. (1970). Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227, 680−685.
  144. Strynadka, N.C.J, and James, M.N.G. (1989) Crystal structures of the helix-loop-helix calcium-binding proteins. Annu. Rev. Biochem. 58, 951 998.
  145. Moncrief, N.D., Kretsinger, R.H. and Goodman, M. (1990). Evolution of EF-hand calcium-modulated proteins. I. Relationships based on amino acid sequences. J. Mol. Evol. 30, 522−562.
  146. , R.J. (1993). G protein-coupled receptor kinase. Cell 74, 409−412.
  147. Polans, A.S., Buczylko, J., Crabb, J. and Palczewski, K. (1991). A photoreceptor calcium binding protein is recognized by autoantibodies obtained from patients with cancer-associated retinopathy. J. Cell. Biol. 112, 981−989.
  148. Kawamura, S., Takamatsu, K. and Kitamura, K. (1992). Purification and characterization of S-modulin, a calcium-dependent regulator on cGMP phosphodiesterase in frog rod photoreceptors. Biochem. Biophys. Res. Commun. 186, 411−417.
  149. Senin, I.I., Koch, K.-W., Akhtar, M. and Philippov, P.P. (2002). Ca2±dependent control of rhodopsin phosphorylation: recoverin and rhodopsin kinase. Photoreceptors and Calcium, 24−32.
  150. Calvert, P., Klenchin, V. and Bownds, M. (1995). Rhodopsin kinase inhibition by recoverin. J. Biol. Chem. 270, 24 127−24 129.
  151. Stenberg, E., Persson, H., Roos, H. and Urbaniczky, C. (1991). Quantitative determination of surface concentration of protein with surface plas-mon resonance by using radiolabeled proteins. J. Colloid Interface Sci. 143,513−526.
  152. Lange, C. and Koch, K.-W. (1997). Calcium-dependent binding of recoverin to membranes monitored by surface plasmon resonance spectroscopy in real time. Biochemistry 36, 12 019−12 026.
  153. Tanaka, T., Ames, J.B., Harvey, T.S., Stryer, L. and Ikura, M. (1995). Sequestration of the membrane-targeting myristoyl group of recoverin in the calcium-free state. Nature 376, 444−447.
  154. Ames, J.B., Hamasaki, N. and Molchanova, T. (2002). Structure and calcium-binding studies of a recoverin mutant (E85Q) in an allosteric intermediate state. Biochemistry 41, 5776−5787.
  155. Sitaramayya, A. and Liebman, P.A. (1983). Mechanism of ATP quench of phosphodiesterase activation in rod disc membranes. J. Biol. Chem. 68, 1205−1209.
  156. Aton B. and Litman B.J. (1984). Activation of rod outer segment phosphodiesterase by enzymatically altered rhodopsin: a regulatory role for the carboxyl terminus of rhodopsin. Exp. Eye Res. 38, 547−559.
  157. Miller, J.L. and Dratz, E.A. (1984). Phosphorylation at sites near rhodopsin’s carboxyl-terminus regulates light initiated cGMP hydrolysis. Vision Res. 24, 1509−1521.
  158. Автор также благодарен своим друзьям и родителям за заботуи тёплое отношение.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?