Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Изменение поверхностных характеристик мембраны эритроцитов при встраивании липополисахаридов грамотрицательных бактерий

Диссертация: Изменение поверхностных характеристик мембраны эритроцитов при встраивании липополисахаридов грамотрицательных бактерий
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

ЛПС грамотрицательных бактерий различаются количеством остатков 2-кето-З-дезокси-Б-манно-октулозоновой кислоты (КДО) и остатков фосфорной кислоты (Barclay et al., 1987; Ohno et al., 1989; Muller-Loennies et al., 2003), а также по катионному составу (Coughlin et al., 1983; 1983a), что отражается на общем заряде каждого ЛПС. Кроме того, ЛПС обладают разной длиной кора и полисахаридного фрагмента… Читать ещё >

Содержание

  • Список условных сокращений
  • Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Физико-химическая характеристика липополисахаридов грам отрицательных бактерий
      • 1. 1. 1. О-специфическая цепь (О-антиген)
      • 1. 1. 2. Состав и структура кора
      • 1. 1. 3. ЛипидА
      • 1. 1. 4. Конформация мономеров эндотоксинов
      • 1. 1. 5. Роль температуры, катионов и рН среды в р, а фазовом переходе липида А
    • 1. 2. Химический состав и заряд мембраны эритроцитов
      • 1. 2. 1. Молекулярная организация мембраны эритроцитов человека
      • 1. 2. 2. Заряд поверхности эритроцитов
    • 1. 3. Роль белков, фосфолипидов мембраны и заряда поверхности клетки при взаимодействии с ЛПС
      • 1. 3. 1. Специфическое взаимодействие ЛПС с мембраной эритроцитов
      • 1. 3. 2. Липиды как рецепторы эндотоксинов
    • 1. 4. Влияние встраивания ЛПС на физико-химические свойства мембраны эритроцитов человека
      • 1. 4. 1. Эластичность мембраны клеток при встраивании липида А
      • 1. 4. 2. Влияние эндотоксинов на текучесть мембраны
      • 1. 4. 3. Эффекты ЛПС на морфологию мембраны эритроцитов
      • 1. 4. 4. Модификация заряда клеточной мембраны эндотоксинами
  • Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
  • Объекты и методы исследования
    • 2. 1. Определение хемотипа бактерий методом агглютинации клеток клеток по Линдбергу
    • 2. 2. Получение ЛПС из Rb. capsulatus
    • 2. 3. Определение чистоты препарата ЛПС
    • 2. 4. Определение содержания КДО в препаратах ЛПС по реакции с 2-тиобарбитуровой кислотой (Karkhanis et al., 1978- Osborn et al. 1979)
    • 2. 5. Определение качественного состава ЛПС методом электрофореза по Крауссе (Krauss et al., 1988)
    • 2. 6. Определение содержания катионов металлов в ЛПС
    • 2. 7. Получение флуоресцентных форм эндотоксинов
    • 2. 8. Встраивание ЛПС в мембраны теней эритроцитов и нативных клеток
    • 2. 9. Исследование содержания ЛПСи,.ся/". и ЛПС?.сой.в мембранах теней эритроцитов с помощью карбоцианового красителя
    • 2. 10. Определение электрофоретической подвижности эритроцитов (ЭФП)
    • 2. 11. Модификация мембраны эритроцитов ферментами
    • 2. 12. Исследование способности полимиксина В взаимодействовать с ЛПСДЙ. caps.> встроенным в мембрану эритроцитов
  • Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Сравнительная характеристика ЛПС из Rhodobacter capsulatus PG и из Escherichia col
    • 3. 2. Исследование способности ЛПСдй. ся/и. и ЛПСe. coU к насыщению мембран эритроцитов человека
    • 3. 3. Влияние ЛПС на электроповерхностные характеристики эритроцитов
      • 3. 3. 1. Исследование влияния ЛПСд/,.ст/", и ШЮе. соИ на заряд клеточной поверхности
      • 3. 3. 2. Исследование роли гидрофильного фрагмента ЛПС в изменении ЭФП эритроцитов при встраивании эндотоксинов
    • 3. 4. Влияние поверхностных белков и заряда мембраны эритроцитов на взаимодействие с эндотоксинами
    • 3. 5. Исследование способности полимиксина взаимодействовать с ЛПСяь. сар^ встроенными в мембрану эритроцитов
  • ВЫВОДЫ

Изменение поверхностных характеристик мембраны эритроцитов при встраивании липополисахаридов грамотрицательных бактерий (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. Взаимодействие липополисахаридов (ЛПС, эндотоксинов) грамотрицательных бактерий с клетками млекопитающих приводит к синтезу биологически активных соединений, избыточное высвобождение которых является причиной эндотоксинового шока. Статистические данные свидетельствуют о том, что эндотоксиновый шок занимает 13 место в списке наиболее частых причин смертности людей. Высокий уровень смертности и развитие тяжелых осложнений при эндотоксиновом шоке связаны с отсутствием специфической терапии. Одним из перспективных направлений предупреждения эндотоксинового шока является применение ЛПС из Rhodobacter capsulatus PG (Ш?вь.сарв), который способен блокировать сайты связывания эндотоксически активных молекул ЛПС на поверхности мембраны клеток-мишеней, и тем самым проявлять антагонистическое действие.

Эритроциты представляют преобладающую популяцию клеток крови и, в первую очередь, подвергаются действию эндотоксинов в кровотоке. Вовлечение клеток крови, особенно эритроцитов, в процессы, связанные с патологией кровеносной системы, обусловлено влиянием ЛПС на морфологию и эластичность мембраны, а также на заряд поверхности этих клеток. В процессе жизнедеятельности клетки, а также при различных патологических состояниях мембрана эритроцитов претерпевает биохимические изменения, способные оказывать влияние на взаимодействие с ЛПС (Рязанцева с соавт., 2003; Piagnerelli, 2003; Степовая с соавт., 2004; Рязанцева с соавт., 2004). В кровеносном русле эритроциты с встроенными в мембрану молекулами ЛПС способны взаимодействовать с нейтрофилами, приводя к их активации (Troelstra et al., 1999). Очевидно, что события, развивающиеся на поверхности мембраны клеток крови после взаимодействия с эндотоксинами, определяются составом и физико-химическими свойствами встроившихся молекул ЛПС.

ЛПС грамотрицательных бактерий различаются количеством остатков 2-кето-З-дезокси-Б-манно-октулозоновой кислоты (КДО) и остатков фосфорной кислоты (Barclay et al., 1987; Ohno et al., 1989; Muller-Loennies et al., 2003), а также по катионному составу (Coughlin et al., 1983; 1983a), что отражается на общем заряде каждого ЛПС. Кроме того, ЛПС обладают разной длиной кора и полисахаридного фрагмента (Barclay et al., 1987; Ohno et al., 1989). Способность эндотоксинов взаимодействовать с поверхностью клеток и вызывать большинство биологических ответов связана с гидрофобной частью ЛПСлипидом А. Липиды, А агонистических и антагонистических ЛПС различаются химическим составом и конформацией молекул. Влияние агонистических форм ЛПС на заряд поверхности эритроцитов описано в некоторых работах (Мирошников с соавт., 1986), тогда как данных об эффекте антагонистических форм ЛПС в литературе нет. В связи с тем значением, которое играют рассматриваемые формы ЛПС в новых лекарственных препаратах против эндотоксемии, представлялось актуальным и обоснованным сравнительное изучение влияния состава антагонистических и агонистических форм ЛПС на поверхностные свойства мембраны эритроцитов при ее взаимодействии с ЛПС.

В связи с вышесказанным, была сформулирована цель настоящего исследования.

Цель и задачи исследования

Изучить изменение поверхностных характеристик мембраны эритроцитов человека после взаимодействия клеток с эндотоксинами разного состава.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Определить способность различных по составу ЛПС из Rhodobacter capsulatus и Escherichia coli к встраиванию в мембраны эритроцитов человека.

2. Сравнить влияние встраивания ЛПС Rhodobacter capsulatus и ЛПС Escherichia coli на электрофоретическую подвижность эритроцитов.

3. Изучить роль гидрофильного фрагмента ЛПС, встроившихся в мембрану эритроцитов, в изменении электроповерхностных характеристик клеток.

4. Оценить роль заряда и поверхностных белков мембраны эритроцитов на встраивание эндотоксина из Escherichia coli.

5. Выявить способность катионных антибиотиков взаимодействовать с ЛПСм. сд/м., встроенными в мембрану эритроцитов.

Научная новизна и практическая значимость. В настоящей работе впервые с помощью методов конфокальной лазерной микроскопии и спектрофотометрии показана способность JlllCnb.caps. к встраиванию в мембраны эритроцитов человека.

Впервые установлено, что в отличие от токсического высокоактивного S-ЛПС Escherichia coli (ЛПС?.со—) насыщение мембраны исследуемых клеток ЛПСяь. СЯ/и. практически не влияет на заряд ее поверхности. Практическая значимость полученного результата заключается в том, что взаимодействие JlTiCRb.caps. при его введении в кровоток с эритроцитами не будет являться причиной агрегации клеток, вызванной изменением заряда поверхности мембраны.

В экспериментах in vitro впервые обнаружено, что катионный антибиотик полимиксин В взаимодействует с ЛПСдй. с"рл" встроенным в мембрану эритроцитов, вызывая высвобождение внутриклеточного гемоглобина. Полученные результаты имеют важное практическое значение в рекомендациях совместного применения антагонистов эндотоксинов и катионных антибиотиков при лечении грамотрицательного сепсиса.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Степень насыщения мембран эритроцитов липополисахаридами из Rhodobacter capsulatus и Escherichia coli зависит от состава их липидов А.

2. Изменение поверхностных свойств эритроцитов зависит от длины коровой и полисахаридной составляющих ЛПС, встроившихся в мембрану клетки.

3. Белки поверхности мембраны являются определяющими факторами взаимодействия эритроцитов с эндотоксинами и их последующего встраивания.

4. Катионный антибиотик — полимиксин В взаимодействует с ЯИСяь.сарз., встроенным в мембраны эритроцитов, и вызывает частичное высвобождение внутриклеточного гемоглобина.

Апробация работы. Результаты исследований по теме диссертации были представлены и обсуждены на: научно-практической конференции «Инфекционные болезни на рубеже XXI века» (Москва, 2000) — VII Пущинской школе-конференции молодых ученых (Пущино, 2003) — XVI зимней молодежной научной школе «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии» (Москва, 2004) — Третьем Российском конгрессе по патофизиологии (Москва, 2004) — VIII международной школе-конференции молодых ученых «Биология-наука XXI века» (Пущино, 2004) — III конференции молодых ученых России с международным участием «Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины» (Москва, 2004) — I международной конференции «Молекулярная медицина и биобезопасность» (Москва, 2004) — IX Всероссийской научно-практической конференции «Молодые ученые в медицине» (Казань, 2004) — «The 2004 Younger European Chemists' Conference» (Italy, 2004) — IX международной школе-конференции молодых ученых (Пущино, 2005) — «International Sarcoma Meeting Stuttgart» (Germany, 2005).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 18 печатных работ.

Объем и структура диссертации.

Диссертационная работа изложена на84страницах машинописного текста, содержит18таблиц и22рисунка и состоит из5разделов: введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов и их обсуждения, выводов, а также списка цитируемой литературы, включающего 187 источника.

выводы.

1. Состав липида, А липополисахаридов из Rhodobacter capsulatus PG и Escherichia coli 055: B5 определяет степень насыщения мембран при их встраивании.

2. S-форма липополисахарида из Escherichia coli 055: В5 при встраивании в мембрану вызывает более выраженные изменения электроповерхностных свойств эритроцитов, чем SR-форма липополисахарида из Rhodobacter capsulatus PG.

3. Значительное снижение ЭФП эритроцитов при встраивании липополисахаридов обусловлено полисахаридным фрагментом, маскирующим собственный отрицательный заряд клетки.

4. Определяющую роль во взаимодействии липополисахарида из Escherichia coli 055: В5 с эритроцитами играют поверхностные белки клетки, тогда как роль сиаловых кислот — не столь значительна.

5. Впервые установлено, что катионный антибиотик — полимиксин В взаимодействует с липополисахаридом из Rhodobacter capsulatus PG, встроенным в мембраны эритроцитов, и вызывает частичное высвобождение внутриклеточного гемоглобина. Этот результат важен в связи с комбинированным лечением сепсиса антагонистами эндотоксинов и антибиотиками.

В течение жизни каждый взаимодействует с людьми, мировоззрение и жизненный опыт которых оказывает влияние на формирование личности человека. Эти люди объединяются под общим понятием — учитель. Человеку, испытывающему недостаток в учителях, и, следовательно, в знаниях, трудно найти верный и достойный путь в жизни. В этом отношении мне очень повезло. Представляемая к защите диссертация является этому доказательством. В связи с этим мне хочется выразить благодарность и назвать имена тех людей, которые оказывали помощь и поддержку в процессе выполнения и оформления этой работы.

Выражаю глубочайшую благодарность моему научному руководителю — доктору биологических наук Изабелле Рувимовне Прохоренко за большое внимание и всестороннюю помощь в работе, которая не только организовывала и направляла мою работу, но и ободряла меня в моменты неудач и сомнений. Я благодарен Изабелле Рувимовне за чуткое отношение и корректировку моих научно-философских взглядов на изучаемую проблему, за результаты экспериментов, специально поставленных ею в Институте генетики культурных растений (Германия), которые являются частью настоящей работы. Я искренне признателен Изабелле Рувимовне за то, что она открыла для меня мир настоящей фундаментальной науки и является для меня истинным учителем.

Сердечно благодарю Александра Юсуповича Иванова за предоставленную возможность совместного исследования влияния эндотоксинов на заряд поверхности клеток, за интерпретацию и обсуждение полученных результатов, за под держку и содействие в работе, за научные идеи, за помощь в написании статей и настоящей диссертации.

Я глубоко признателен рецензентам моей диссертационной работы: доктору биологических наук, профессору Юрию Евдокимовичу Ерохину и доктору физико-математических наук Ивану Игоревичу Проскурякову за внимательное рассмотрение работы и проявленный интерес к решаемым в ней вопросам, а также за доброжелательность, отзывчивость, ценные критические замечания и помощь автору.

Отдельное спасибо доктору биологических наук Вере Константиновне Опанасенко, которая первая ознакомилась с представляемой к защите работой, оценила ее уровень и дала ей право на существование.

Искренне благодарю Татьяну Викторовну Русанову за привитые эстетические и стилистические навыки в оформлении статей и презентации, за чуткое отношение к научной работе автора, за неоценимую помощь в написании диссертации.

Глубоко признателен доктору медицинских наук Нелли Ивановне Косяковой за активное участие и помощь нашей лаборатории, и, в частности, диссертанту.

От всей души признателен всем сотрудникам лаборатории «Молекулярной биомедицины» за сотрудничество, помощь и поддержку.

Отдельное спасибо — моей маме Валентине Михайловне Кабановой и бабушке Зинаиде Ивановне Нарыковой, которые на протяжении всего моего жизненного пути верили в меня и способствовали моим успехам, без которых и не было бы как меня, так и настоящей диссертации.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Васильева Е. М, Баканов М. И, Гордеева Г. Ф, Поддубная А. Е, Шор Т.А.
  2. Фосфолипидный состав эритроцитов при неврологических нарушениях у детей- влияние сопутствующей патологии. Медицинский научный и учебно-методический журнал. 2001- № 2, С. 92−109.
  3. Винокуров М. Г, Прохоренко И. Р, Юринская М. М, Прохоренко C.B., Грачев C.B.
  4. Влияние липополисахаридов разной структуры на адгезию и генерацию активных форм кислорода нейтрофилами человека. Доклады академии наук 2003- Т. 393 № 2, С. 273−275.
  5. Владимиров Ю. А, Добрецов Г. Е. // Флуоресцентные зонды в исследованияхбиологических мембран. М, 1980. — 197 с.
  6. Горошинская И. А, Голотина Л. Ю, Горло Е. И, Ровда Т. А, Бордюшков Ю.Н.
  7. Изменение микровязкости мембран лимфоцитов и эритроцитов крови у онкологических больных. Вопросы медицинской химии. 1999- № 1, С. 4−9.
  8. Э.В. Сфинголипиды и злокачественный рост. Биохимия 1995- № 60,1. С. 843−850.
  9. .В. Эритроцитарные диагностикумы. Изд-во «Медицина», Москва, 1976.
  10. Книрель Ю. А, Кочетков Н. К. Строение липополисахаридов грамотрицательныхбактерий. Биохимия. 1993- Т. 63, вып. 2, С. 166−181.
  11. Козинец Г. И, Зоделава М. М, Борзова Л. В, Кульман P.A. Электрофорез клетокгемопоэтической ткани. Изд-во «Сабчота Сакартвело» Тбилиси 1986- 52 е.
  12. Кулыпин В. А, Яковлев А. П, Аваева С. Н, Дмитриев Б. А. Улучшенный методвыделения липополисахаридов из грамотрицательных бактерий. Мол. Генетика 1987- № 5, С. 44−46.
  13. Львов Д. К, Забережный А. Д, Алипер Т. И. Вирусы гриппа: события и прогнозы.
  14. Т.А., Корепанова Е. А., Куликова Н. С., Владимиров Ю.А.
  15. Потенцирование действия полимиксина на ионную проницаемость эритроцитов и БЛМ из липидов эритроцитов. Биофизика 1994- Т. 39, вып. 6, С. 1025−1028.
  16. И.Р. Особенности биологической активности липополисахарида изфотосинтезирующей бактерии Rhodobacter capsulatus: Дисс. д-ра биол. Наук. -М., 1999.
  17. И.Р., Кустанова Г. А., Гражданкин Е. Б., Кабанов Д. С., Мурашев А.Н.,
  18. C.B., Грачев C.B. Влияние липополисахаридов разной структуры на сердечно-сосудистую систему крыс Wistar. Доклады академии наук 2005- Т. 402, № б, С. 838−840.
  19. Н.В., Новицкий В. В. Взгляд на закономерности изменениймолекулярной организации мембраны и функциональных свойств эритроцитов при невротических расстройствах. Российский физиологический журнал им. И. М. Сеченова. 2003- № 2, С. 129−138.
  20. Н.В., Новицкий В.В" Степовая Е. А., Ткаченко С. Б. Эритроцит припатологии: размышления у электронного микроскопа. Архив патологии. 2004- № 3,С. 53−61.
  21. Е.А., Новицкий В. В., Гольдберг В. Е., Рязанцева Н. В., Ткаченко С.Б.,
  22. М.В. Особенности состояния мембран и метаболизма эритроцитов у больных раком легкого. Вопросы онкологии 2004- Т. 50, № 1, С. 63−67.
  23. Е.А., Новицкий В. В., Рязанцева Н. В., Ткаченко С. Б., Гольдберг В.Е.,
  24. М.В. Белковый состав мембран эритроцитов у больных раком желудка, толстой и прямой кишки. Клиническая лабораторная диагностика 2004- № 5, С. 50−53.
  25. A.C. Спектрофотометрическое определение суммарного количествануклеиновых кислот. Биохимия 1958- Т. 23. № 5, С. 656−662. 21. Черницкий Е. А., Воробей A.B. Структура и функции эритроцитарных мембран. Изд-во «Наука и техника», Минск, 1981,15 с.
  26. Г., Шютт В., Унгер Р. Результаты использования автоматизированногомикроскопа для электрофореза частиц «Пармоквант». Йенское обозрение. 1978- 5: 232−235.
  27. AndersonR.A, LovrienR.E. Erythrocyte membrane sidedness in lectin control of the
  28. Ca2±A23187-mediated discocyte echinocyte conversion. Nature (London) 1981- 292: 158−161.
  29. Avruch J, Fairbanks G. Demonstration of a phosphopeptide intermediate in the Mg++dependent, Na± and K±stimulated adenosine triphosphatase reaction of the erythrocyte membrane. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 1972- 69: 1216−1220.
  30. Barclay G. R, Scott B.B. Serological relationships between Escherichia coli and
  31. Salmonella smooth- and rough-mutant lipopolysaccharides as revealed by enzyme-linked immunosorbent assay for human immunoglobulin G antiendotoxin antibodies. Infection and Immunity 1987- 55: 2706−2714.
  32. Basse F, Stout J. G, Sims P. J, Wiedmer T. Isolation of an erythrocyte membrane proteinthat mediates Ca2±dependent transbilayer movement of phospholipid. The American Society for Biochemistry and Molecular Biology, Inc. 1996- 271: 1 720 517 210.
  33. Bellhorn M. B, Blumenfeld O. O, Gallop P.M. Acetylcholinesterase of the humanerythrocyte membrane. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1970- 39: 267−273.
  34. Besancon F, Ankel H. Binding of interferon to gangliosides. Nature (London) 1974- 252:478.480.
  35. Blunck R, Seydel U. New insights into endotoxin-induced activation of macrophages: involvement of a K+ channel in transmembrane signaling. J. of Immunol. 2001- 166: 1009−1015.
  36. Bodemann H, Passow H. Factors controlling the resealing of the membrane of humanerythrocyte ghosts after hemolysis. J. Membr. Biol. 1972- 8:1−26.
  37. Brandenburg K, Seydel U. Investigation into the fluidity of lipopolysaccharide and freelipid A membrane systems by Fourier-transform infrared spectroscopy and differential scanning calorimetry. Eur. J. Biochem. 1990- 191: 229−236.
  38. Brandenburg K, Mayer H, Koch M.N.J. Influence of the supramolecular structure offree lipid A on its biological activity. Eur. J. Biochem. 1993- 218: 555−563.
  39. Brandenburg K, Seydel U, Schramm A. B, Loppnow H, Koch M.N.J, Rietschel E.T.
  40. Conformation of lipid A, the endotoxic center of bacterial lipopolysaccharide. J. Endotoxin Research 1996- 3: 173−178.
  41. Brandenburg K., Kusumoto S., Seydel U. Conformational studies of synthetic lipid Aanalogues and p artial s tructures b y infrared spectroscopy. BBA 1 997- 1329: 193 201.
  42. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantitiesof protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 1976- 72: 248−254.
  43. Bratosin D., Tissier J.P., Estaquier J., Huart J.J., Ameisen J.S., Aminoff D., Montreuil J.
  44. Cellular and molecular mechanisms of senescent erythrocyte phagocytosis by macrophages. A review. Biochemie. 1998- 80: 173−195.
  45. Brown D.A., Rose J. K, Sorting of GPI-anchored proteins to glycolipid-enrichedmembrane subdomains during transport to the apical cell surface. Cell 1992- 68: 533−544.
  46. Brown D.A., London E. Functions of lipid rafts in biological membranes. Annu. Rev.
  47. Cell. Dev. Biol. 1998- 14: 111−136.
  48. Brown P.A., Fainstein M.B., Sha’afi R.I. Membrane proteins related to water transport inhuman erythrocytes. Nature 1975- 254: 523−525.
  49. Brzeszczynska J., Gwozdzinski K. Erythrocyte membrane damage induced by tbutylhydroperoxide. Curr. Top. Biophys. 1998- 22: 27−32.
  50. J., Gwozdzinski K. /-butylhydroperoxide-induced alterations inerythrocyte components. Curr. Top, Biophys. 1999- 23: 113−118.
  51. Bufler P., Stiegler G., Schuchmann M., Hess S., Kruger C., Stelter F. Solublelipopolysaccharide receptor (CD 14) is released via two different mechanisms from human monocytes and CD14 transfectants. Eur. J. Immunol. 1995- 25:604−610.
  52. Butterfield D.A., Sun B., Bellary S., Arden W.A., Anderson K.W. Effect of endotoxin onlipid order and motion in erythrocyte membranes. BBA 1994- 1225: 231−234.
  53. Cabantchik Z.J., Rothstein A. Membrane proteins related to anion permeability of humanred blood cells. I. Localization of disulfonic stilbene binding sites in proteins involved in permeation. J. Membr. Biol. 1974- 15: 207−226.
  54. Carr C., Morrison D.C. Lipopolysaccharide interaction with rabbit erythrocytemembranes. Infection and Immunity 1984- 43: 600−606.
  55. Carr C., Morrison D.C., Mechanism of polymyxin B-mediated lysis of LPS-treatederythrocytes. Infection and Immunity 1985- 49: 84−89.
  56. Cartron J.P., Colin Y. Structural and functional diversity of blood group antigens.
  57. Transfus. Clin. Biol. 2001- 8:163−199.
  58. Cavaillon J.-M., Marie C., Caroff M. CD14/LPS receptor exhibits lectin-like properties.
  59. J. Endotoxin Res. 1996- 3: 471−480.
  60. Chaby R., Morelec M.-J., Ensergueix D., Girard R. Membrane glycolipid andphospholipid composition of lipopolysaccharide-responsive and -nonresponsive murine B limphocytes. Infection and Immunity 1986- 52: 777−785.
  61. Chosh A.S., Kar A.K., Kundu M. Impaired imipenem uptake associated with alterationsin outer membrane proteins and lipopolysaccharides in imipenem-resistant Shigella dysenteriae. J. of Antimicrobial Chemotherapy 1999- 43: 195−201.
  62. Christ W.J., Osamu Asano, Robidoux A.L.C., Perez M., Yuan Wang, Dubuc G.R., Gavin
  63. Ciznar I., Shands J.W.JR. Effect of alkali-treated lipopolysaccharide on erythrocytemembrane stability. Infection and Immunity 1971- 4: 362−367.
  64. Colin Y. Gerbich blood groups and minor glycophorins of human erythrocytes. Transfus.
  65. Clin. Biol. 1995−2:259−268.
  66. Corfield T. Bacterial sialidases roles in pathogeniciy and nutrition. Glycobiology 1992−2: 509−521.
  67. Coughlin R.T., Haug A., McGroarty E.J. Physical properties of definedlipopolysaccharide salts. Biochemistry 1983- 22: 2007−2013.
  68. Coughlin R.T., Tonsager S., McGroarty E.J. Quantitation of metal cations bound tomembranes and extracted lipopolysaccharide of Escherichia coli. Biochemistry 1983- 22: 2002−2007.
  69. Cross G.A.M. Glycolipid anchoring of plasma membrane proteins. Ann. Rev. Cell. Biol.1990- 6: 1−39.
  70. Da Silva P.P., Nicolson G.L. Freeze-etch localization of concanavalin A receptors to themembrane intercalated particles of human erythrocyte ghost membranes. BBA 1974- 363: 311−319.
  71. Dierich M.P., Bitter-Suermann D., Koning W. Analysis of bypass activation of C3 byendotoxic LPS and loss of this potency. Immunology 1973- 24: 721−733.
  72. Dodge J.T., Mitchell C., Hanahan D.J. The preparation and chemical characteristics ofhemoglobin-free ghosts of human erythrocytes. Arch. Biochem. Biophys. 1963- 100: 119−130.
  73. Dumont F. Effect of stimulation with bacterial lipopolysaccharide on the surface-chargeof mouse B-lymphocytes. Ann. Immunol. (Paris) 1975- 126: 453−459.
  74. El-Mashak E.M., Tocanne J.F. Polymyxin B-phosphatidylglycerol interactions. BBA1980- 596: 165−179.
  75. Emmerling G., Henning U., Gulik-Krzywicki T. Order-disorder conformational transitionof hydrocarbon chains in lipopolysaccharides. Eur. J. Biochem. 1977- 78: 503.
  76. Evans D.G., Kaqalainen T.K., Evans D.J.Jr., Graham D.Y., Lee C.H. Cloning, nucleotidesequence, and expression of a gene encoding an adhesion subunit protein of Helicobacter pylori. J. Bacteriol. 1993- 175: 674−683.
  77. Falla T.J., Karunaratne D.N., Hancock R.E.W. Mode of antimicrobial peptide indolicidin.
  78. J. Biol. Chem. 1996- 271: 19 298−19 303.
  79. Fra A.M., Williamson E., Simons K., Parton R.G. De novo formation of caveolae inlymphocytes by expression of VTP21-caveolin. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1995- 92: 8655−8659.
  80. Fukuoka S., Brandenburg K., Mtiller M., Lindner B., Koch M.H.J., Seydel U. Physicochemical analysis of lipid A fractions of lipopolysaccharide from Erwinia carotovora in relation to bioactivity. BBA 2001- 1510: 185−197.
  81. Fumarola D., Jirillo E., Monno R, Monno I., De Santis A. Effect of some bacterialproducts on platelet electrophoretic mobility. Boll. 1st. Sieroter. Milan 1977- 56: 391−396.
  82. Furthmayr H. Glycophorins A, B and C are a family of syaloglycoproteins. Isolation andpreliminary characterization of trypsin derived peptides. J. Supramol. Struct. 1978- 9: 79−95.
  83. Galanos C., Luderitz O. Lipopolysaccharide: properties of an amphipathic molecule, in
  84. Handbook of Endotoxin, V. 1, Rietschel E.T., Ed., Elsevier, Amsterdam, 1984, 46 p.
  85. Glaser M. Lipid domains in biological membranes. Curr. Opin. Struct. Biol. 1993- 3:475.481.
  86. Gedde M.M., Yang E., Huestis W.H. Shape response of human erythrocyte to altered cellpH. Blood 1995- 86: 1595−1599.
  87. Godin D.V., Tucker J.M., Garnett M.E. Studies on the interaction of Escherichia coliendotoxin with erythrocyte membranes. Can. J. Pharmacol. 1982- 60: 977−984.
  88. Golenbock D.T., Qureshi N., Raetz C.R.H. Lipid A-like molecules that antagonize theeffects of endotoxins on human monocytes. J. of Biol. Chem. 1 991- 266: 1 949 019 496.
  89. Gutsmann T., Schromm A.B., Koch M.H.J., Kusumoto S., Fukase K., Oikawa M., Seydel
  90. U., Brandenburg K. Lipopolysaccharide-binding protein-mediated interaction of lipid A from different origin with phospholipid membranes. Phys. Chem. Chem. Phys. 2000- 2: 4521−4528.
  91. Gutsmann T., Seydel U. Dual role of LPS-binding protein in neutralization of LPS andenhancement of LPS-indused activation of mononuclear cells. Infection and Immunity 2001- 69: 6942−6950.
  92. Gwozdzinski K., Pieniazek A., Sudak B., Kaca W. Alterations in human red blood cellmembrane properties induced by the lipopolysaccharide from Proteus mirabilis SI959. Chemico-Biological Interactions 2003- 146: 73−80.
  93. Hadengue A.L., Del-Pino M., Simon A., Levenson J. Erythrocyte disaggregation shearstress, sialic acid, and cell aging in humans. Hypertension 1998- 32: 324−330.
  94. Halevy R., Rozek A., Kolusheva S., Hancock R.E.W., Jelinek R. Membrane binding andpermeation by indolicidin analogs studied by a biomimetic lipid/polydiacetylene vesicle assay. Peptides 2003- 24: 1753−1761.
  95. Haywood A.M. Characteristics of Sendai virus receptors in a model membrane. J. Mol.1. Biol. 1974- 83: 427−436.
  96. Hino Y., Kumashiro R., Sata M., Nihi J., Ogura R., Tanikawa K. Hydroxyl radicalgeneration and membrane fluidity of erythrocytes treated with lipopolysaccharide. Free Radical Res. Commun. 1993- 19: 177−184.
  97. Janda J., Work E. A colorimetric estimation of lipopolysaccharides. FEBS Lett. 1971- 4:343.345.
  98. Kabir S., Rosenstreich D.L. Binding of bacterial endotoxin to murine spleenlymphocytes. Infection and Immunity 1977- 15: 156−164.
  99. Kastowsky M., Gutberlet T., Bradaczek H. Molecular modelling of the three-dimensionalstructure and conformational flexibility of bacterial lipopolysaccharide. J. Bacteriol. 1992- 174: 4798−4806.
  100. Kay M.M.B. Aging of cell membrane molecules leads to appearance of an aging antigenand removal of senescent cells. Gerontology 1985- 31: 215−219.
  101. Kirikae T., S chade F.U., Zahringer U., Brade HKusumoto SKusama TRietschel
  102. E.T. The significance of the hydrophilic backbone and the hydrophobic fatty acid regions of lipid A for macrophage binding and cytokine induction. FEMS Immunol. Med. Microbiol. 1994- 8: 13−26.
  103. Kohn L. Relationship in the structure and function of cell surface receptors for glycoprotein hormones, bacterial toxins and interferon, p. 221−222- In Clarke F.H., Annual reports in Medicinal chemistry 1977, vol. 12, Academic Press, Inc., New York.
  104. Krauss J.H., Weckesser J., Mayer H. Electrophoretic analysis of lipopolysaccharides ofpurple nonsulfur bacteria. Intern. J. Systematic. Bacteriol. 1988- 38: 157−163.
  105. Krauss J.H., Seydel U., Weckesser J., Mayer H. Structural analisis of the nontoxic lipid Aof Rhodobacter capsulatus 37b4. Eur. J. Biochem. 1989- 180: 519−526.
  106. Kroner E.E., Peskar B.F., Fischer H., Ferber E. Control of arachidonic acid accumulationin bone marrow-derived macrophages by acyltransferases. J. Biol. Chem. 1981- 256: 3690−3697.
  107. Kusumoto S., Fukase K., Kataoka M., Yoshizaki H., Sato K., Oikawa M., Suda Y.
  108. Structural b asis for endotoxic and antagonistic activities: investigation with novel synthetic lipid A analogs. J. Endotoxin Res. 2003- 9: 361−366.
  109. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head ofbacteriophage T4. Nature (London) 1970- 227: 680−685.
  110. Laude-Sharp M., Haeffher-Cavaillon N., Caroff M. Dissociation between the interleukin1 inducing capacity and limulus reactivity of lipopolysaccharides from gramnegative bacteria. Cytokine 1990- 2: 253−258.
  111. Lee A.G. Lipid-protein interactions in biological membranes: a structural perspective.1. BBA2003- 1612: 1−40.
  112. Leffler H., Svanborg-Eden C. Chemical identification of glycosphingolipid receptor for
  113. Escherichia coli attaching to human urinary tract epithelial cells and agglutinating human erythrocytes. FEMS Microbiol. Lett. 1980- 8: 127−134.
  114. Leffler H., Svanborg-Eden C. Glycolipid receptors for uropathogenic Escherichia colion human erythrocytes and uroepithelial cells. Infection and Immunity 1981- 34: 920−929.
  115. Lentschat A., Ulmer A.J. The internalization time course of a given lipopolysaccharidechemotype does not correspond to its activation kinetics in monocytes. Infection and Immunity 1999- 67: 2515−2521.
  116. Lindahl M., Brossmer R., Wadstrom T. Sialic acid and N-acetylgalactosamine specificbacterial lectins of enterotoxigenic Escherichia coli (ETEC). Adv. Exp. Med. Biol. 1988- 228:123−152.
  117. Lindberg A.A. Rought mutants of Salmonella typhimurium immunochemical andstructural analysis of lipopolysaccharides from rfa H mutants. J. Gen. Microbiol. 1980- 116: 25−32.
  118. Linns W., Pilgrim C., Feuerstein H. How thick is the glycocalyx of human erythrocytes?
  119. ActaHistochem. 1991- 91: 101−104.
  120. Lisowska E., Duk M., Dahr W. Comparison of alkali-labile oligosaccharide chains of Mand N blood-group glycopeptides from human erythrocyte membrane. Carbohydr. Res. 1980- 79: 103−113.
  121. Liu M.-S., Onji T., Snelgnove N.E. Changes in phase transition temperature ofphospholipids induced by endotoxin. BBA 1982- 710: 248−251.
  122. Lynn M., Wong Y.N., Wheeler J.L., Kao R.J., Perdomo C.A., Noveck R., Vargas R.,
  123. DAngelo T., Gotzkowsky S., McMahon F.G., Wasan K.M., Rossignol D.P. Extended in vivo pharmacodynamic activity of E5564 in normal volunteers with experemental endotoxemia. J. ofPharmacol. Exp. Ther. Fast Forward 2004- 308: 175−181.
  124. Marchesi V.T., Furthmayr H. The red cell membrane. Annual Review of Biochemistry1976- 45:667−698.
  125. Masoud H., Lindner B., Weckesser J., Mayer H. The structure of the lipid A componentof Rhodocyclus gelatinosus Dr2 lipopolysaccharide. Syst. Appl. Microbiol. 1990- 13: 227−233.
  126. H., Krauss J.H., Yokota A., Weckesser J. (1990) Endotoxin (Friedman H., Klein
  127. T.W., Nakano M., Nowotny A.) pp. 45−70, Plenum Press New York and London.
  128. Miller I.R., Bach D., Teuber M. Effect of polymyxin B on the structure and the stabilityof lipid layers. J. Membrane Biol. 1978- 39: 49−56.
  129. Momoi T., Tokunaga T., Nagai Y. Specific interaction of peanut agglutinin with theglycolipid asialo GMi- FEBS Lett. 1982- 141: 6−10.
  130. Mori A., Okubo K., Kang D., Hamasaki N. A structural study of the carboxyl terminalregion of the human erythrocyte band 3 protein. J. Biochem. (Tokyo) 1995- 118: 1192−1198.
  131. Morrison D.C., Oades Z.G., DiPietro D. Endotoxin-initiated membrane changes inrabbit platelets. P. 47−64. In Majde J.A. and Person R.J. Pathophysiological effects of endotoxins at the cellular level. Alan R. Liss, Inc., New York 1981.
  132. Mueller M., Schramm A.B., Seydel U. Aggregates are the biologically active units ofendotoxin. J. Biol. Chem. 2004- 279: 26 307−26 313.
  133. Mueller M., Brandenburg K., Dedrick R., Schromm A.B., Seydel U. Phospholipidsinhibit lipopolysaccharide (LPS)-induced cell activation: a role for LPS-binding protein. J. Immunol. 2005- 174: 1091−1096.
  134. Murata M., Peranen J., Schreiner R., Wieland F., Kurzchalia T.V., Simons K.
  135. VIP21/caveolin is a cholesterol-binding protein. Proc. Natl. Acad. Sei. U. S. A. 1995- 92: 10 339−10 343.
  136. Murphy S.C., Samuel B.U., Harrison T., Speicher K.D., Speicher D.W., Reid M.E.,
  137. Prohaska R., Low P. S., Tanner M.J., Mohandas N., Haldar K. Erythrocytedetergent-resistant membrane proteins: their characterization and selective uptake during malarial infection. Blood 2004- 103: 1920−1928.
  138. Nickells M. W, Seya T, Holers V. M, Atkinson J.P. Analysis of C3b/C4b receptor
  139. CR1) polymorphic variants by tryptic peptide mapping. Mol. Immunol. 1986- 23: 661−668. J. Biochem. (Tokyo) 1995- 118: 1192−1198.
  140. Nikaido H, Takeuchi Y, Ohnishi S.-I, Nakae T. Outer membrane of Salmonellatyphimurium. Electron spin resonance studies. BBA 1977- 465: 152−164.
  141. Ohno N, Morrison D.C. Lipopolysaccharide interactions with lysozyme. J. Biol. Chem.1989- 264:4434−4441.
  142. OKeefe E, Cuastecasas P. Cholera toxin and membrane gangliosides: binding andadenylate ceclase activation in normal and transformed cells. J. Membr. Biol. 1978- 42:61−79.
  143. Onji T, Liu M.-S. Changes in surface charge density on liposomes induced by
  144. Escherichia coli endotoxin. BBA 1979- 558: 320−324.
  145. Onji T, Liu M. Effect of Escherichia coli endotoxin on the leakage of 14C-sucrose fromphosphatidylcholine liposomes. Circ. Shock 1981- 8:403−410.
  146. Osborn M.J. Biosynthesis and assembly of lipopolysaccharide of the outer membrane.1.: «Bacterial outer membranes, biogenesis and functions» (El. Inouye M.), John Willey and Sons, New York 1979- p. 15−34.
  147. Pappenheimer J.R. Uber die permeabilitat der glomerulummembranen in der niere.
  148. Klin. Wschr. 1955- 33: 362.
  149. Peterson A. A, McGroarty E.J. High-molecular-weight components inlipopolysaccharides of Salmonella typhimurium, Salmonella minnesota, and Escherichia coli. J. Bacteriol. 1985- 162: 738−745.
  150. Petrova R, Stoev S, Vassileva A, Doukova P, Nicolov N. Surface electric charge oferythrocytes in rebbits during endotoxin shock. Agressologie 1982- 23: 105−108.
  151. Piagnerelli M. Alterations of red blood cell shape and sialic acid membrane content inseptic patients. Crit. Care Med. 2003- 31: 2156−2162.
  152. Poschl J.M.B, Linderkamp O. Effect of lipid A on the deformability, membrane rigidityand geometry of human adult red blood cells. Eur. J. Clin. Invest. 1992- 22: 625 629.
  153. Poschl J.M.B, Ruef P, Schnauffer M, Linderkamp O. The effect of different
  154. Escherichia coli endotoxins on red blood cell deformability. Clinical Hemorheology 1995- 15: 749−753.
  155. Poschl J.M.B, Leray C, Ruef P, Cazenave J. P, Linderkamp O. Endotoxin binding toerythrocyte membrane and erythrocyte deformability in human sepsis and in vitro. Crit. Care Med. 2003- 31: 924−928.
  156. Prinetti A, Chigorno V, Tettamanti G, Sonnino S. Sphingolipid-enriched membranedomains from rat cerebellar granule cells differentiated in culture, a compositional study. J. Biol. Chem. 2000- 275:11 658−11 665.
  157. Pugin J, Lee J.-D, Ulevitch R. J, Tobias P. S. Cell activation mediated byglycosylphosphatidylinositol-anchored or transmembrane forms of CD 14. Infection and Immunity 1988- 66: 1174−1180.
  158. Qureshi N, Honovich J. P, Hara H, Cotter R. J, Takayama K. Location of fatty acids inlipid A obtained from lipopolysaccharide of Rhodopseudomonas sphaeroides ATCC 17 023. J. Biol. Chem. 1988- 263: 5502−5504.
  159. Raetz C.R.H. Bacterial endotoxins: Extraordinary lipids that activate eucaryotic signaltransduction. J. Bacteriol. 1993- 175: 5745−5753.
  160. Rau H, Seydel U, Freudenberg M, Weckesser J, Mayer H. Lipopolysaccharide of thephototrophic bacterium Rhodospirillum fulvum. System. Appl. Microbiol. 1995- 18: 154−163.
  161. Rietschel E. T, Sidorczyk Z, Zahringer U, Wollenweber H.-W, Liideritz O. Analysisof the primary structure of lipid A. ACS Symp. Ser. 1983- 231: 214.
  162. Rietschel E. T, Brade H, Brade L, Brandenburg K. et al. Lipid A, the endotoxic centerof bacterial lipopolysaccharides: relation of chemical structure to biological activity. Prog. Clin. Biol. Res. 1987- 231:25.
  163. Rietschel E.T. Bacterial endotoxins: molecular relationships of structure to activity andfunction. FASEB J 1994- 8: 217−225.
  164. Rietschel E. T, Brade L, Shade U. Surface structures of microorganisms and theirinteractions with the mammalian hosts. Weinheim: Verlag chemie, 1998- p.1−41.
  165. Rodgers W, Glaser M. Characterization of 1 ipid domains in erythrocyte membranes.
  166. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1991- 88: 1364−1368.
  167. Roth R. I, Levin F. C, Levin J. Distribution of bacterial endotoxin in human and rabbitblood and effect of stroma-free hemoglobin. Infection and Immunity 1993- 61: 3209−3215.
  168. Rottem S. The effect of lipid A on the fluidity and permeability properties ofphospholipid dispersions. FEBS Lett. 1978- 95: 121−124.
  169. Salzer U., Prohaska R. Stomatin, flotillin-1 and flotillin-2 are major integral proteins oferythrocyte lipid rafts. Blood 2001- 97: 1141−1143.
  170. Schromm A.B., Brandenburg K., Rietschel E.T., SeydelU. Do endotoxin aggregatesintercalate into phospholipid membranes in a nonspecific, hydrophobic manner? J. Endotoxin Research 1995- 2: 313−323.
  171. Schromm A.B., Brandenburg K., Rietschel E.Th. Lipopolysaccharide-bindingproteinmediates CD14-independent intercalation of LPS into phospholipid membranes. FEBS Letters 1996- 399: 267−271.
  172. Schromm A.B., Brandenburg K. The charge of endotoxin m olecules influences theirconformation and IL-6-inducing capacity. J. Immunol. 1998- 161: 5464−5471.
  173. Schromm A.B., Brandenburg K., Rietschel E.T. Biological activities of LPSs aredetermined by the shape of their lipid A portion. Eur. J Biochem 2000- 267:20 082 013.
  174. Schroder G., Brandenburg K., Seydel U. Polymyxin B induces transient permeabilityfluctuations in asymmetric planar lipopolysaccharide/phospholipid bilayers. Biochemistry 1992- 31: 631−638.
  175. Seamann G.V.F., Cook G.M.W. Modification of the electrophoretic behaviour of theerythrocyte by chemical and enzymatic methods. Cell electrophoresis 1965- N.Y. Ambrose E.I.
  176. Seamann G.V.F. Electrokinetic behavior of red cells. In The red blood cell. Surgenor
  177. D.M. editor. Academic Press, New York. 1975- p. 1135−1229.
  178. Serhan Sakarya, SalahaldinRifat, JieZhou, BannermanD.D., StamatosN.M., Cross
  179. A.S., Goldblum S. E. Mobilization of neutrophil sialidase activity desialylates the pulmonary vascular endothelial surface and increases resting neutrophil adhesion to and migration across the endothelium. Glycobiology 2004- 14: 481−494.
  180. Seydel U., Brandenburg K. Conformations of endotoxin and their relationship tobiological activity. In: Novotny A., Spitzer J.J., Ziegler E. J. Eds. Cellular and Molecular Aspects of Endotoxin Reactions. Amsterdam: Elsevier, 1990- p. 61−71.
  181. Seydel U., Brandenburg K. Supramolecular structure of lipopolysaccharides and lipid
  182. A. In: Morrison D.C., Ryan J. Eds. Bacterial Endotoxic Lipipolysaccharides. Bota Racon: CRC Press, 1992- p. 225−250.
  183. Seydel U., Labischinski H., Kastowsky M., Brandenburg K. Phase behaviour, supramolecular structure, and molecular conformation of lipopolysaccharide. Immunobiology 1993- 187: 191−211.
  184. Seydel U., Oikawa M., Fukase K. Intrinsic conformation of lipid A is responsible foragonistic and antagonistic activity. Eur. J. Biochem 2000- 267: 3032−3039.
  185. Seydel U. Chemical structure, molecular conformation and bioactivity of endotoxins.
  186. Chem. Immunol. 2000- 74: 5−24.
  187. Shands J.W., Graham J.A., Nath KJ. The morphologic structure of isolated bacteriallipopolysaccharide. J. Mol. Biol. 1967- 25: 15−21.
  188. Sheetz M.P., Singer S.J. Biological membranes as bilayer couples. A molecularmechanism of drug-erythrocyte interactions. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1974- 71: 4457−4461.
  189. Sheetz M.P., Painter R.G., Singer S.J. Biological membranes as bilayer couples. III.
  190. Compensatory shape changes induced in membranes. J. Cell Biol. 1976- 70: 193 203.
  191. Sidorczyk Z., Zahringer U., Rietschel E.T. Chemical structure of the lipid A componentof the lipopolysaccharide from a Proteus mirabilis Re-mutant. Eur. J. Biochem. 1983- 137: 15−22.
  192. Spiegel S., Kassis S., Wilchek M., Fishman P. Direct visualization of tedistribution andcapping of fluorescent gangliosides on lymphocytes. J. Cell. Biol. 1984: 99: 15 751 581.
  193. Springer G.F., Adye J.C., Bezkorovainy A., Jirgensons B. Properties and activity of thelipopolysaccharide-receptor from human erythrocytes. Biochemistry 1974- 13: 1379−1389.
  194. Tan L., Grewal P. S. Comparison of two silver staining techniques for detectinglipopolysaccharides in polyacrylamide gels. J. Clin. Microbiol. 2002- 40: 43 724 374.
  195. Tanner M.J. The structure and function of band 3 (AE1): recent developments (review).
  196. Mol. Membr. Biol. 1997- 14: 155−165.
  197. Teuber M., Miller I.R. Selective binding of polymyxin B to negatively charged lipidmonolayers. BBA 1977- 467: 280−289.
  198. Thieblemont N., Thieringer R., Wright S.D. Innate immune recognition of bacteriallipopolysaccharide: dependence on interactions with membrane lipids and endocytic movement. Immunity 1998- 8: 771−777.
  199. Thomas D.B. Structural studies on human erythrocyte glycoproteins: alkali-labileoligosaccharides. J. Biol. Chem. 1969- 244: 5943−5946.
  200. Troelstra A., Lia A.M. de Graaf-Miltenburg LPS-coated erythrocytes activate humanneutrophils via CD14 while subsequent binding is through CDlllyCD18. J. Immunol. 1999- 162: 4220−4225.
  201. Tsai C.-M., Frasch C.E. A sensitive silver stain for detecting lipopolysaccharides in
  202. Polyacrylamide gels. Anal. Biochem. 1982- 119:115−119. • • ^ 1
  203. Van Alphen L., Verkleij A. P Nuclear magnetic resonance and freeze-fracture electronmicroscopy studies of Escherichia coli (LPS and LPS-phospholipid complexes). BBA 1980- 597: 502−517.
  204. Van Lenten B.J., Fogelmann A.M., Haberland M.E. The role of lipoproteins andreceptor-mediated endocytosis in the transport of bacterial lipopolysaccharide. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 1986- 83: 2704−2708.
  205. Vaz W.L.C., Almeida P.F.F. Phase topology and percolation in multi-phase lipidbilayers: is the biological membrane a domain mosaic? Curr. Opin. Struct. Biol. 1993- 3:482−488.
  206. Warren J.R., Kowalski M.M., Wallas C.H. Effect of alkali-treated lipopolysaccharide onthe intracellular cations of human erythrocytes. Infection and Immunity 1977- 17: 389−394.
  207. Warren J.R., Harris A.S., Wallas C.H. Transformation of human erythrocyte shape byendotoxic lipopolysaccharide. Infection and Immunity 1983- 39: 431−434.
  208. Weckesser J., Mayer H. Different lipid A types in lipopolysaccharides of photo trophicand related non-phototrophic bacteria. FEMS Microbiology 1988- 54: 143−154.
  209. Westphal O., Luderitz O., Bister F. Uber die Extraktion von Bakterien mit
  210. Phenol/Wasser. Z. Naturforsch. 1952- 7B: 148−155.
  211. Woese C.R. Bacterial evolution. Microbiol. Rev. 1987- 51: 221−271.
  212. Wright S.D., Tobias P. S., Ulevitch R.J., Ramos R.A. Lipopolysaccharide (LPS) bindingprotein opsonizes LPS-bearing particles for recognition by a novel receptor on macrophages. J. Expert. Med. 1989- 170: 1231−1241.
  213. Yamakawa T., Nagai Y. Glycolipids at the cell surface and their biological functions.
  214. Trends. Biochem. Sci. 1978- 3: 128−131.
  215. Yoshima H., Furthmayr H., Kobata A. Structures of the osparagine-linked sugar chainsof glycophorin A. J. Biol. Chem. 1980- 255: 9713−9718.
  216. Yuan F.F., Bryant J.A., Fletcher A. Protease-modified erythrocytes: CD55 and CD59deficient PNH-like cells. Immunol. Cell. Biol. 1995- 73: 66−72.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?