Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Роль актин-связывающего белка кортактина в регуляции эпителиальных натриевых каналов (ENaC)

Диссертация: Роль актин-связывающего белка кортактина в регуляции эпителиальных натриевых каналов (ENaC)
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Илатовская Д. В., Павлов Т. С., Левченко В. В., Негуляев Ю. А., Старущенко А. В. Актин-связывающий белок кортактин регулирует эпителиальные натриевые каналы при участии комплекса Агр2/3. 15-я международная школа-конференция молодых ученых «Биология — наука XXI века», Пущино, Сборник тезисов, с. 129—130, 2011. Активность Е№С, нативно экспрессирующихся в иммортализованных и свежевыделенных клетках… Читать ещё >

Содержание

  • ВВЕДЕНИЕ
    • 1. 1. Актуальность исследования
    • 1. 2. Цели и задачи исследования
    • 1. 3. Основные положения, выносимые на защиту
    • 1. 4. Научная новизна
    • 1. 5. Теоретическое и практическое значение работы
    • 1. 6. Апробация работы
    • 1. 7. Публикации и личный вклад автора
    • 1. 8. Объем и структура диссертации
    • 1. 9. Финансовая поддержка
  • 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 2. 1. Транспорт натрия в собирательных трубочках почки
      • 2. 1. 1. Общая структура нефрона. Собирательные трубочки почки
      • 2. 1. 2. Транспорт натрия в собирательных трубочках почки
    • 2. 2. Эпителиальные натриевые каналы: молекулярная организация, биофизические характеристики и физиологическая роль
      • 2. 2. 1. Суперсемейство дегенерины/эпителиальные натриевые каналы
      • 2. 2. 2. Физиологическая значимость ЕЫаС и болезни, опосредованные патологиями в структуре/регуляции канала
      • 2. 2. 3. Молекулярная организация эпителиальных натриевых каналов
      • 2. 2. 4. Стехиометрия эпителиальных натриевых каналов
      • 2. 2. 5. Биофизические характеристики эпителиальных натриевых каналов: селективность, кинетика, фармакология, взаимодействие с блокирующими агентами
    • 2. 3. Некоторые механизмы регуляции эпителиальных натриевых каналов
      • 2. 3. 1. Альдостерон-зависимая регуляция эпителиальных натриевых каналов
      • 2. 3. 2. Модуляция активности эпителиальных натриевых каналов посредством убиквитинирования и деубиквитинирования
      • 2. 3. 3. Роль протеолитического расщепления в регуляции эпителиальных натриевых каналов
      • 2. 3. 4. Механочувствительность эпителиальных натриевых каналов
    • 2. 4. Регуляция натриевых каналов посредством актинового цитоскелета
      • 2. 4. 1. Роль кортикального актина в регуляции натриевых каналов в клетках миелоидной лейкемии К
      • 2. 4. 2. Роль актинового цитоскелета в регуляции эпителиальных натриевых каналов
    • 2. 5. Актин-связывающий белок кортактин и комплекс Агр2/
      • 2. 5. 1. Участие кортактина в регуляции ионных каналов
      • 2. 5. 2. Белковый комплекс Агр2/3 и его химические ингибиторы
  • МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 3. 1. Клеточные культуры
    • 3. 2. Реагенты и антитела
      • 3. 2. 1. Антитела
      • 3. 2. 2. Реагенты и плазмиды
    • 3. 3. Выделение собирательных трубочек почки крысы
    • 3. 4. Электрофизиологические методы
      • 3. 4. 1. Метод патч-кламп
      • 3. 4. 2. Измерение трансэпителиального потенциала
      • 3. 4. 3. Растворы, использованные в электрофизиологических экспериментах
    • 3. 5. Молекулярно-биохимические методы
      • 3. 5. 1. Измерение цитотоксичности
      • 3. 5. 2. Выделение белков
      • 3. 5. 3. Коиммунопреципитация
      • 3. 5. 4. Выделение белков плазматической мембраны
      • 3. 5. 5. Электрофорез и иммуноблотинг
      • 3. 5. 6. Иммуногистохимическое окрашивание ткани почки крысы
      • 3. 5. 7. Окрашивание актинового цитоскелета
    • 3. 6. Работа с бактериями, временная и постоянная трансфекции
      • 3. 6. 1. Приготовление компетентных бактериальных клеток
      • 3. 6. 2. Трансформация бактерий, выделение и очистка плазмид
      • 3. 6. 3. Временная трансфекция монослойной культуры
      • 3. 6. 4. Создание постоянных клеточных линий с пониженной экспрессией целевого белка методом лентивирусной трансфекции
    • 3. 7. Микроскопия
      • 3. 7. 1. Флуоресцентная микроскопия фиксированных препаратов и обработка изображений
      • 3. 7. 2. Электронная микроскопия
      • 3. 7. 3. Статистические расчеты
  • РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 4. 1. Исследование роли разборки Б-актина в регуляции эпителиальных натриевых каналов
      • 4. 1. 1. Влияние разрушения актинового цитоскелета на активность эпителиальных натриевых каналов, экспрессированных в клетках СНО и НЕК293-Т
      • 4. 1. 2. Активация эндогенных эпителиальных натриевых каналов в клетках собирательных трубочек почки в ответ на разрушение актиновых микрофилам ентов
      • 4. 1. 3. Изучение изменения доли эпителиальных натриевых каналов в мембране при разборке актинового цитоскелета
    • 4. 2. Определение влияния актин-связывающего белка кортактина на активность эпителиальных натриевых каналов
      • 4. 2. 1. Исследование влияния кортактина на ток, опосредованный эпителиальными натриевыми каналами, в модели трансфицированных клеток
      • 4. 2. 2. Экспрессия и локализация кортактина в почке крысы и иммортализованных клеточных линиях собирательных трубочек почки
      • 4. 2. 3. Роль кортактина в реабсорбции натрия в клетках собирательных трубочек почки
      • 4. 2. 4. Действие кортактина на вероятность открытого состояния эпителиальных натриевых каналов (Р0)
      • 4. 2. 5. Кортактин ассоциирован с субъединицами ЕШС
    • 4. 3. Изучение механизма кортактин-зависимой регуляции эпителиальных натриевых каналов
      • 4. 3. 1. Роль белкового комплекса Агр2/3 в регуляции эпителиальных натриевых каналов кортактином
      • 4. 3. 2. Влияние разборки актиновых микрофиламентов и ингибирования комплекса Агр2/3 на ассоциацию между субъединицами эпителиального натриевого канала и кортактином
  • 5. ОБСУЖДЕНИЕ
  • ВЫВОДЫ

Роль актин-связывающего белка кортактина в регуляции эпителиальных натриевых каналов (ENaC) (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

1.1 Актуальность исследования.

В современном мире одной из основных причин смертности являются патологии сердечно-сосудистой системы, в основе которых лежит гипертония — заболевание, при котором наблюдается хроническое повышение давления крови (соотношение более 140/90 мм. рт. ст. считается повышенным и представляет опасность для развития хронических сердечно сосудистых заболеваний). Вероятность развития заболевания возрастает у пожилых людей. По данным ВОЗ 63% населения в мире старше 45 лет имеет повышенное давление.

Одной из основных причин гипертонии является нарушение солевого гомеостаза организма. Центральным фактором, регулирующим объем и давление крови, является реабсорбция ионов натрия в почке. Окончательная стадия реабсорбции натрия происходит в дистальном отделе нефрона, и управляется различными эндокринными стимулами. Транспорт ионов натрия из мочи в кровь в данном сегменте нефрона регулируется эпителиальными натриевыми каналами (ENaC) (Ashkroft, 2000). Таким образом, ENaC играет одну из определяющих ролей в гомеостазе соли на уровне всего организма (Alvarez de la Rosa D. et al., 2000). Исследование функционирования этих каналов напрямую относится к изучению регуляции давления крови и пониманию причин заболеваний, связанных с нарушением баланса жидкости в организме (Hansson et al., 1995bHansson et al., 1995aRossier et al., 2002; Rossier, Schild, 2008). Физиологическое значение ENaC на уровне организма подчеркивается тем, что мутации в субъединицах канала и его регуляторах вызывают тяжелые наследуемые формы сердечнососудистых заболеваний человека (Lifton, 1995; Lifton et al., 2001). Например, мутация, отвечающая за частичную потерю функции ENaC, приводит к псевдогипоальдостеронизму первого типа, характеризующемуся слабой реабсорбцией соли (Chang et al., 1996), а мутации, повышающие активность канала, напротив, — к синдрому Лиддла, тяжелой форме гипертонии (Hansson et al., 1995аLifton, 1995; Lifton et al., 2001).

Ранее было показано, что активность ENaC частично регулируется элементами актинового цитоскелета (Cantiello et al., 1991; Cantiello, 1995). Кроме того, существуют данные о том, что F-актин и альфа-субъединица ENaC колокализуются в субапикальной области цитоплазмы эпителиальных клеток и взаимодействуют за счет сайта связывания на альфа-субъединице ENaC (Mazzochi et al., 2006aMazzochi et al., 2006b). Эти данные подтвердили гипотезы о том, что цитоскелет играет важную роль в регуляции активности ENaC. Однако, несмотря на то, что регуляция ENaC вследствие изменений динамики цитоскелета была показана, механизм этого явления остается неизвестным. Кроме того, на данный момент не идентифицированы белки, вовлеченные в регуляцию ENaC актиновым цитоскелетом.

Ассоциированный с кортикальным актином белок кортактин был открыт в качестве основного субстрата тирозин-киназы v-Src (Wu, Parsons, 1993). Позже было показано, что он имеет широкий спектр действия — напрямую взаимодействует с актиновым цитоскелетом, фосфорилируется разнообразными киназами, активирует комплекс Агр2/3, который потенциирует ветвление актина и участвует в эндоцитозе, связываясь с динамином (Cosen-Binker, Kapus, 2006). Недавно было показано, что кортактин также участвует в регуляции эпителиальных ионных каналов — Kvl.2 и кальций-активируемого калиевого канала ВК (Tian et al., 2006; Williams et al., 2007). Таким образом, учитывая уже имеющиеся в научной литературе данные о вовлечении кортактина в регуляцию ионных каналов, представлялось необходимым изучение внутриклеточных механизмов цитоскелет-зависимой регуляции ENaC и роли кортактина в этом процессе.

Регуляция ENaC, обусловленная перестройками актинового цитоскелета, представляет собой сложный процесс, который модулируется многими факторами. Несмотря на интенсивные исследования, в том числе и с использованием метода патч-кламп, до представленной работы мало что было известно о детальных механизмах регуляции эпителиальных натриевых каналов при перестройках F-актина и цитоскелет-связывающих белках, вовлеченных в этот процесс. В работе получены обладающие научной новизной результаты, позволяющие охарактеризовать некоторые пути регуляции ENaC при разборке F-актина и определить вовлечение в этот процесс цитоскелет-связывающих белков кортактина и комплекса Агр2/3, что дает основания для дальнейших исследований в этой области и более глубокого изучения многоуровневого пути цитоскелет-зависимой регуляции Е№С и других ионных каналов.

6 выводы.

1. Активность Е№С, нативно экспрессирующихся в иммортализованных и свежевыделенных клетках эпителия собирательных трубочек почки, а также восстановленных в клетках млекопитающих методом трансфекции, повышается при разборке актинового цитоскелета.

2. Актин-связывающий белок кортактин участвует в регуляции функциональной активности Е№С: подавление экспрессии кортактина повышает активность каналов.

3. Кортактин снижает вероятность нахождения эпителиальных натриевых каналов в открытом состояниисодержание субъединиц канала в плазматической мембране клетки при этом остается неизменным.

4. Белковый комплекс Агр2/3 вовлечен в регуляцию ЕЫаС и, вероятно, опосредует ингибирующее действие кортактина.

7 СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ.

Статьи в рецензируемых журналах.

1. Ilatovskaya D.V., Levchenko V., Pavlov T.S., Negulyaev Yu.A., and Staruschenko A. Cortical actin binding protein cortactin regulates ENaC activity via Arp2/3 complex. FASEB J. 25(8):2688−2699, 2011.

2. Karpushev A.V., Levchenko A., Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S., Staruschenko A. Novel role of Racl/WAVE signaling mechanism in regulation of the Epithelial Na+ channel. Hypertension. 57:996−1002, 2011.

3. Илатовская Д. В., Павлов T.C., Негуляев Ю. А., Старущенко А. В. Механизмы регуляции эпителиальных натриевых каналов кортактином: вовлечение динамина. Цитология. 53(11):903−910, 2011.

4. Karpushev A.V., Ilatovskaya D.V., Staruschenko A. The actin cytoskeleton and small G protein RhoA are not involved in flow-dependent activation of ENaC. BMC Res Notes. 3(1):210, 2010.

5. Karpushev A.V., Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S., Negulyaev Yu.A., Staruschenko A. Intact cytoskeleton is required for small G protein dependent activation of the epithelial Na+ channel. PLoS One. 5(l):e8827, 2010.

6. Вачугова (Илатовская) Д.В. и Морачевская Е. А. Механочувствительность натриевых каналов суперсемейства DEG/ENaC. Цитология. 51(10):806−814, 2009.

Тезисы конференций.

1. Илатовская Д. В., Павлов Т. С., Левченко В. В., Негуляев Ю. А., Старущенко А. В. Актин-связывающий белок кортактин регулирует эпителиальные натриевые каналы при участии комплекса Агр2/3. 15-я международная школа-конференция молодых ученых «Биология — наука XXI века», Пущино, Сборник тезисов, с. 129—130, 2011.

2. Илатовская Д. В., Павлов Т. С., Левченко В. В., Негуляев Ю. А., Старущенко А. В. Комплекс Агр2/3 участвует в регуляции эпителиальных натриевых каналов. Цитология. 53(9):704−705, 2011.

3. Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S., Levchenko V., Negulyaev Yu.A., Staruschenko A. Key role for the cortical actin binding protein cortactin in the regulation of ENaC by actin cytoskeleton. 7th International Symposium on Aldosterone and the ENaC/Degenerin Family of Ion Channels: Molecular Mechanisms and Pathophysiology abstract book, pp. 22, 2011.

4. Staruschenko A., Karpushev A.V., Levchenko V., Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S. Novel role of Racl/WAVE signaling mechanism in regulation of the epithelial Na+ channel (ENaC). FASEB J. 25:1039.1, 2011.

5. Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S., Levchenko V., Negulyaev Yu.A., Staruschenko A. Cortactin regulates ENaC via Arp2/3 complex. SICI/RECI III: Trends and challenges in ion channel research meeting. Tenerife, Spain, 0−8.5, p. 56, 2011.

6. Ilatovskaya D.V., Karpushev A.V., Pavlov T.S., Levchenko V., Negulyaev Yu.A., Staruschenko A. Role of the cortical actin and cortactin in regulation of ENaC activity. J Am Soc Nephron, 21: PO 638, 2010.

7. Staruschenko A.V., Ilatovskaya D.V., Karpushev A.V., Pavlov T.S., Levchenko V., Negulyaev Yu.A. Role of cortical actin and cortactin in regulation of ENaC activity. FASEB conference: Renal Hemodynamics: Mechanisms to Understand Disease, abstract 8, 2011.

8. Ilatovskaya D.V., Vinnakota K.C., Pavlov T.S., Staruschenko A.V. An essential role of cortactin in the regulation of ENaC. Experimental Biology'2010, Anaheim, USA. FASEB J. 24:606.2, 2010.

9. Вачугова (Илатовская) Д. В. Разработка экспериментальной модели для исследования свойств натриевых каналов (ENaC). Молодые ученыепромышленности Северо-Западного региона. Политехнический симпозиум. Сборник тезисов. Санкт-Петербург, Россия. С. 53, 155, 2007.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Д.В., Морачевская Е. А. 2009. Механочувствительность натриевых каналов суперсемейства DEG/ENaC. Цитология, 51(10): 806−814.
  2. Д.В., Павлов Т. С., Негуляев Ю. А., Старущенко А. В. 2011. Механизмы регуляции эпителиальных натриевых каналов кортактином: вовлечение динамина. Цитология, 53(11): 903−910.
  3. А.В., Крутецкая З. И., Лебедев О. Е. 2006. Структурно-функциональная организация транспорта в эпителиальных системах. I. Эпителиальные натриевые каналы. 48(10): 817−840.
  4. А.В., Васильева И. О., Морачевская Е. А., Негуляев Ю. А. 2012. Молекулярная и функциональная идентификация натриевых каналов в клетках К562. Цитология. 54 (7): 573−579
  5. Aim Y.J., Brooker D.R., Kosari F., Harte B.J., Li J., Mackler S.A., and Kleyman T.R. 1999. Cloning and functional expression of the mouse epithelial sodium channel. Am.J.Physiol. 277: F121-F129
  6. Alvarez de la Rosa D., Canessa C.M., Fyfe G.K., and Zhang P. 2000. Structure and regulation of amiloride-sensitive sodium channels. Annu.Rev.Physiol. 62: 573−594
  7. Anantharam A. and Palmer L.G. 2007. Determination of epithelial Na+ channel subunit stoichiometry from single-channel conductances. J Gen.Physiol. 130: 55−70
  8. Ash/croft F.M. 2000. Ion channels and Disease. San Diego, CA: Academic Press, pp. 1502.
  9. Babilonia E., Li D., Wang Z., Sun P., Lin D.H., Jin Y, and Wang W.H. 2006. Mitogen-activated protein kinases inhibit the ROMK (Kir l. l)-like small conductance К channels in the cortical collecting duct. J.Am.Soc.Nephrol. 17: 2687−2696
  10. D.J. 1982. Amiloride: a molecular probe of sodium transport in tissues and cells. Am.J.Physiol. 242: C131-C145
  11. Benos D.J., Awayda M.S., Ismailov I.I., and Johnson J.P. 1995. Structure and function of amiloride-sensitive Na+ channels. J.Membr.Biol. 143: 1−18
  12. Benos D.J. and Stanton B.A. 1999. Functional domains within the degenerin/epithelial sodium channel (Deg/ENaC) superfamily of ion channels. J Physiol. 520 Pt 3: 631−644
  13. Bens M., Chassin C., and Vandewalle A. 2006. Regulation of NaCl transport in the renal collecting duct: lessons from cultured cells. Pflugers Arch. 453: 133−146
  14. Bens M. and Vandewalle A. 2008. Cell models for studying renal physiology. Pflugers Arch. 457: 1−15
  15. Berdiev B.K., Latorre R., Benos D.J., and Ismailov II. 2001. Actin modifies Ca2+ block of epithelial Na+ channels in planar lipid bilayers. Biophys.J. 80: 2176−2186
  16. Berdiev B.K., Prat A. G., Cantiello H.F., Ausiello D.A., Fuller C.M., Jovov B., Benos D.J., and Ismailov I.I. 1996. Regulation of epithelial sodium channels by short actin filaments. J Biol.Chem. 271: 17 704−17 710
  17. Bhalla V. and Hallows K.R. 2008. Mechanisms of ENaC regulation and clinical implications. J Am Soc Nephrol. 19: 1845−1854
  18. Blanchoin L. and Boujemaa-Paterski R. 2009. Inhibitors target actin nucleators. Chem.Biol. 16: 1125−1126
  19. Botero-Velez M, Curtis J.J., and Warnock D.G. 1994. Brief report: Liddle’s syndrome revisited—a disorder of sodium reabsorption in the distal tubule. N.Engl.J Med. 330: 178 181
  20. Bounoutas A. and Chalfie M. 2007. Touch sensitivity in Caenorhabditis elegans. Pflugers Arch. 454: 691−702
  21. Bradford MM 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal.Biochem. 72: 248−254
  22. Brown D., Hirsch S., and Gluck S. 1988. Localization of a proton-pumping ATPase in rat kidney. J Clin Invest. 82: 2114−2126
  23. Brown D., Paunescu T.G., Breton S., and Marshansky V. 2009. Regulation of the V-ATPase in kidney epithelial cells: dual role in acid-base homeostasis and vesicle trafficking. J.Exp.Biol. 212: 1762−1772
  24. Butterworth M.B., Edinger R.S., Frizzell R.A., and Johnson J.P. 2009. Regulation of the epithelial sodium channel by membrane trafficking. Am J Physiol Renal Physiol. 296: F10-F24
  25. Butterworth M.B., Edinger R.S., Ovaa H., Burg D., Johnson J.P., and Frizzell R.A. 2007. The deubiquitinating enzyme UCH-L3 regulates the apical membrane recycling of the epithelial sodium channel. J Biol.Chem. 282: 37 885−37 893
  26. Campbell D.H., Sutherland R.L., and Daly R.J. 1999. Signaling pathways and structural domains required for phosphorylation of EMSl/cortactin. Cancer Res. 59: 5376−5385
  27. Canessa C.M., Horisberger J.D., and Rossier B.C. 1993. Epithelial sodium channel related to proteins involved in neurodegeneration. Nature. 361: 467−470
  28. Canessa C.M., Merillat A.M., and Rossier B.C. 1994a. Membrane topology of the epithelial sodium channel in intact cells. Am J Physiol. 267: C1682-C1690
  29. Canessa C.M., SchildL., Buell G., Thorens B., Gautschi I., Horisberger J.D., and Rossier
  30. B.C. 1994b. Amiloride-sensitive epithelial Na+ channel is made of three homologous subunits. Nature. 367: 463−467
  31. H.F. 1995. Role of the actin cytoskeleton on epithelial Na+ channel regulation. Kidney Int. 48: 970−984
  32. Cantiello H.F., Stow J.L., Prat A.G., and Ausiello D.A. 1991. Actin filaments regulate epithelial Na+ channel activity. Am.J.Physiol. 261: C882-C888
  33. Cao H., Thompson H.M., Krueger E. W., and McNiven M.A. 2000. Disruption of Golgi structure and function in mammalian cells expressing a mutant dynamin. J Cell Sci. 113: 1993−2002
  34. Carattino M.D., Sheng S., and Kleyman T.R. 2005. Mutations in the pore region modify epithelial sodium channel gating by shear stress. J Biol.Chem. 280: 4393−4401
  35. Carattino M.D., Sheng S., and Kleyman T. R. 2004. Epithelial Na+ channels are activated by laminar shear stress. J.Biol.Chem. 279: 4120−4126
  36. Cheng C., Prince L. S., Snyder P.M., and Welsh M.J. 1998. Assembly of the epithelial Na+ channel evaluated using sucrose gradient sedimentation analysis. J Biol.Chem. 273: 22 693−22 700
  37. Copeland S.J., Berdiev B.K., Ji H. L., Lockhart J., Parker S., Fuller C.M., and Benos D.J. 2001. Regions in the carboxy terminus of alpha-bENaC involved in gating and functional effects of actin. Am J Physiol Cell Physiol. 281: C231-C240
  38. Coscoy S., Lingueglia E., Lazdunski M., and Barbry P. 1998. The Phe-Met-Arg-Phe-amide-activated sodium channel is a tetramer. J.Biol.Chem. 273: 8317−8322
  39. Cosen-Binker L.I. and Kapus A. 2006. Cortactin: the gray eminence of the cytoskeleton. Physiology (Bethesda.). 21: 352−361
  40. R.J. 2004. Cortactin signalling and dynamic actin networks. Biochem.J. 382: 13−25
  41. Debonneville C., Flores S.Y., Kamynina E., Plant P.J., Tauxe C., Thomas M.A., Munster
  42. C., Chraibi A., Pratt J.H., Horisberger J.D., Pearce D., Loffing J., and Staub O. 2001. Phosphorylation of Nedd4−2 by Sgkl regulates epithelial Na (+) channel cell surface expression. EMBO J. 20: 7052−7059
  43. DijkinkL., HartogA., van Os C.H., andBindels R.J. 2002. The epithelial sodium channel (ENaC) is intracellularly located as a tetramer. Pflugers Arch. 444: 549−555
  44. Dinudom A., Fotia A.B., Lefkowitz R.J., Young J.A., Kumar S., and Cook D.I. 2004. The kinase Grk2 regulates Nedd4/Nedd4−2-dependent control of epithelial Na+ channels. Proc.Natl. Acad. Sci.U. S .A. 101: 11 886−11 890
  45. Driscoll M. and Chalfie M. 1991. The mec-4 gene is a member of a family of Caenorhabditis elegans genes that can mutate to induce neuronal degeneration. Nature. 349: 588−593
  46. Drummond H.A., Grifoni S.C., and Jernigan N.L. 2008. A new trick for an old dogma: ENaC proteins as mechanotransducers in vascular smooth muscle. Physiology (Bethesda.). 23: 23−31
  47. Drummond H.A., Welsh M.J., and Abboud F.M. 2001. ENaC subunits are molecular components of the arterial baroreceptor complex. Ann.N.Y.Acad.Sci. 940: 42−47
  48. Duleh S.N. and Welch M.D. 2010. WASH and the Arp2/3 complex regulate endosome shape and trafficking. Cytoskeleton (Hoboken.). 67: 193−206
  49. Edinger R.S., Lebowitz J., Li H., Alzamora R., Wang H., Johnson J.P., and Hallows K.R. 2009. Functional regulation of the epithelial Na+ channel by IkappaB kinase-beta occurs via phosphorylation of the ubiquitin ligase Nedd4−2. J Biol.Chem. 284: 150−157
  50. Eladari D., Chambrey R., Frische S., Vallet M., and Edwards A. 2009. Pendrin as a regulator of ECF and blood pressure. Curr.Opin.Nephrol.Hypertens. 18: 356−362
  51. Emtage L., Gu G., Hartwieg E., and Chalfie M. 2004. Extracellular proteins organize the mechanosensory channel complex in C. elegans touch receptor neurons. Neuron. 44: 795 807
  52. Eskandari S., Snyder P.M., Kreman M., Zampighi G.A., Welsh M.J., and Wright E.M. 1999. Number of subunits comprising the epithelial sodium channel. J Biol.Chem. 274: 27 281−27 286
  53. Fejes-Toth G and Naray-Fejes-Toth A. 1993. Differentiation of intercalated cells in culture. Pediatric Nephrology. 7: 780−784
  54. Firsov D., Gautschi I., Merillat A.M., Rossier B.C., and Schild L. 1998. The heterotetrameric architecture of the epithelial sodium channel (ENaC). EMBO J. 17: 344 352
  55. H. 1994. Molecular properties of epithelial, amiloride-blockable Na+ channels. FASEB J. 8: 522−528
  56. Garty H. and Palmer L.G. 1997. Epithelial sodium channels: function, structure, and regulation. Physiol Rev. 77: 359−396
  57. Geller D S., Rodriguez-Soriano J., Vallo B. A., Schifter S., Bayer M., Chang S.S., and Lifton R. P. 1998. Mutations in the mineralocorticoid receptor gene cause autosomal dominant pseudohypoaldosteronism type I. Nat.Genet. 19: 279−281
  58. Gumz M.L., Cheng K.Y., Lynch I.J., Stow L.R., Greenlee M.M., Cain B.D., and Wingo C.S. 2010. Regulation of alphaENaC expression by the circadian clock protein Period 1 in mpkCCD (cl4) cells. Biochim.Biophys.Acta. 1799: 622−629
  59. Hallows K.R., Mount P.F., Pastor-Soler N.M., and Power D.A. 2010. Role of the energy sensor AMP-activated protein kinase in renal physiology and disease. Am. J Physiol Renal Physiol.
  60. Hamill O.P., Marty A., Neher E., Sakmann B., and Sigworth F.J. 1981. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391: 85−100
  61. Head J.A., Jiang D., Li M., Zorn L.J., Schaefer E.M., Parsons J.T., and Weed S.A. 2003. Cortactin tyrosine phosphorylation requires Racl activity and association with the cortical actin cytoskeleton. Mol.Biol.Cell. 14: 3216−3229
  62. Hebert S.C., Desir G., Giebisch G., and Wang W.2005. Molecular diversity and regulation of renal potassium channels. Physiol Rev. 85: 319−371
  63. Higgs H.N. and Pollard T.D. 2001. Regulation of actin filament network formation through ARP2/3 complex: activation by a diverse array of proteins. Annu.Rev.Biochem. 70: 649−676
  64. Hoy W.E., Hughson M.D., Bertram J.F., Douglas-Denton R., and Amann K. 2005. Nephron number, hypertension, renal disease, and renal failure. J Am Soc Nephrol. 16: 2557−2564
  65. Huang C., Liu J., Haudenschild C.C., and Zhan X. 1998. The role of tyrosine phosphorylation of cortactin in the locomotion of endothelial cells. J Biol.Chem. 273: 25 770−25 776
  66. Huang C., Ni Y., Wang T., Gao Y., Haudenschild C.C., and Zhan X. 1997. Down-regulation of the filamentous actin cross-linking activity of cortactin by Src-mediated tyrosine phosphorylation. J.Biol.Chem. 272: 13 911−13 915
  67. Hughey R.P., Carattino M.D., and Kleyman T.R. 2007. Role of proteolysis in the activation of epithelial sodium channels. Curr.Opin.Nephrol.Hypertens. 16: 444−450
  68. Jasti J., Furukawa H., Gonzales E.B., and Gouaux E. 2007. Structure of acid-sensing ion channel 1 at 1.9 A resolution and low pH. Nature. 449: 316−323
  69. Jovov B., Tousson A., Ji H.L., Keeton D., Shlyonsky V., Ripoll P.J., Fuller C.M., and Benos D.J. 1999. Regulation of Epithelial Na+ Channels by Actin in Planar Lipid Bilayers and in the Xenopus Oocyte Expression System. J.Biol.Chem. 274: 37 845−37 854
  70. Kabra R., Knight K.K., Zhou R., and Snyder P.M. 2008. Nedd4−2 induces endocytosis and degradation of proteolytically cleaved epithelial Na+ channels. J Biol.Chem. 283: 6033−6039
  71. Kaissling B. and Kriz W. (1992). In: Handbook of Physiology, Section 8: Renal Physiology. Morphology of the Loop of Henle, Distal Tubule, and Collecting Duct. (New York, NY: Oxford University Press).
  72. Kanner S.B., Reynolds A.B., Vines R.R., and Parsons J.T. 1990. Monoclonal antibodies to individual tyrosine-phosphorylated protein substrates of oncogene-encoded tyrosine kinases. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 87: 3328−3332
  73. Kapus A., Di C.C., Sun J., Zhan X., Kim L., Wong T.W., and Rotstein O.D. 2000. Cell volume-dependent phosphorylation of proteins of the cortical cytoskeleton and cell-cell contact sites. The role of Fyn and FER kinases. J.Biol.Chem. 275: 32 289−32 298
  74. Kapus A., Szaszi K, Sun J., Rizoli S., and Rotstein O.D. 1999. Cell shrinkage regulates Src kinases and induces tyrosine phosphorylation of cortactin, independent of the osmotic regulation ofNa+/H+ exchangers. J.Biol.Chem. 274: 8093−8102
  75. Karpushev A.V., Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S., Negulyaev Y.A., and Staruschenko A. 2010. Intact cytoskeleton is required for small G protein dependent activation of the epithelial Na channel. PLoS ONE. 5: e8827
  76. Karpushev A. V., Ilatovskaya D.V., and Staruschenko A. 2010c. The actin cytoskeleton and small G protein RhoA are not involved in flow-dependent activation of ENaC. BMC. Res Notes. 3: 210
  77. Karpushev A. V., Levchenko V., Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S., and Staruschenko A. 2011. Novel role of Racl/WAVE signaling mechanism in regulation of the epithelial Na+ channel. Hypertension. 57: 996−1002
  78. Kelleher J.F., Atkinson S.J., and Pollard T.D. 1995. Sequences, structural models, and cellular localization of the actin-related proteins Arp2 and Arp3 from Acanthamoeba. J. Cell Biol. 131: 385−397
  79. Kellenberger S. and Schild L. 2002. Epithelial sodium channel/degenerin family of ion channels: a variety of functions for a shared structure. Physiol Rev. 82: 735−767
  80. Keller G., Zimmer G., Mall G., Ritz E., and Amann K. 2003. Nephron number in patients with primary hypertension. N.Engl.J Med. 348: 101−108
  81. Kitamura K and Tomita K. 2010. Regulation of renal sodium handling through the interaction between serine proteases and serine protease inhibitors. Clinical and Experimental Nephrology. 14: 405−410
  82. Kleyman T.R., Carattino M.D., and Hughey R.P. 2009. ENaC at the cutting edge: regulation of epithelial sodium channels by proteases. J Biol.Chem. 284: 20 447−20 451
  83. Kleyman T.R.and Cragoe E.J., Jr. 1988. Amiloride and its analogs as tools in the study of ion transport. J.Membr.Biol. 105: 1−21
  84. Koefoed-Johnsen V. and Ussing H.H. 1958. The nature of the frog skin potential. Acta Physiol Scand. 42: 298−308
  85. Ma H.P. 2011. Hydrogen Peroxide Stimulates the Epithelial Sodium Channel through a Phosphatidylinositide 3-Kinase-dependent Pathway. J.Biol.Chem. 286: 32 444−32 453
  86. Machesky L.M. and Insall R.H. 1998. Scarl and the related Wiskott-Aldrich syndrome protein, WASP, regulate the actin cytoskeleton through the Arp2/3 complex. Curr.Biol. 8: 1347−1356
  87. Madsen KM., Verlander J. W., and Tisher C.C. 1988. Relationship between structure and function in distal tubule and collecting duct. J Electron Microsc.Tech. 9: 187−208
  88. Malik B., Price S.R., Mitch W.E., Yue Q., and Eaton D.C. 2006. Regulation of epithelial sodium channels by the ubiquitin-proteasome proteolytic pathway. Am.J.Physiol Renal Physiol. 290: F1285-F1294
  89. Mall M., Grubb B.R., Harkema J.R., O’Neal W.K., and Boucher R.C. 2004. Increased airway epithelial Na+ absorption produces cystic fibrosis-like lung disease in mice. Nat.Med. 10: 487−493
  90. Martinez-Quiles N., Ho H.Y., Kirschner M. W., Ramesh N., and Geha R.S. 2004. Erk/Src phosphorylation of cortactin acts as a switch on-switch off mechanism that controls its ability to activate N-WASP. Mol. Cell Biol. 24: 5269−5280
  91. Maximov A.V., Vedernikova E.A., Hinssen H., Khaitlina S.Y., and Negulyaev Y.A. 1997. Ca-dependent regulation of Na±selective channels via actin cytoskeleton modification in leukemia cells. FEBS Lett. 412: 94−96
  92. Mazzochi C., Benos D.J., and Smith P.R. 2006a. Interaction of epithelial ion channels with the actin-based cytoskeleton. Am.J.Physiol Renal Physiol. 291: F1113-F1122
  93. Mazzochi C., Bubien J.K., Smith P.R., and Benos D.J. 2006b. The carboxyl terminus of the alpha-subunit of the amiloride-sensitive epithelial sodium channel binds to F-actin. J.Biol.Chem. 281: 6528−6538
  94. McCormick J.A., Bhalla V, Pao A.C., and Pearce D. 2005. SGK1: a rapid aldosterone-induced regulator of renal sodium reabsorption. Physiology (Bethesda.). 20: 134−139
  95. McNicholas C.M. and Canessa C.M. 1997. Diversity of channels generated by different combinations of epithelial sodium channel subunits. J Gen.Physiol. 109: 681−692
  96. Meneton P., Loffing J., and Warnock D.G. 2004. Sodium and potassium handling by the aldosterone-sensitive distal nephron: the pivotal role of the distal and connecting tubule. Am J Physiol Renal Physiol. 287: F593-F601
  97. Mettlen M., Pucaduil T., Ramachandran R., and Schmid S.L. 2009. Dissecting dynamin’s role in clathrin-mediated endocytosis. Biochemical Society Transactions. 37: 1022−1026
  98. Mooren O.L., Kotova T.I., Moore A.J., and Schafer D.A. 2009. Dynamin2 GTPase and cortactin remodel actin filaments. J.Biol.Chem. 284: 23 995−24 005
  99. Morimoto T., Liu W., Woda C., Carattino M.D., Wei Y, Hughey R.P., Apodaca G., Satlin L.M., and Kleyman T.R. 2006. Mechanism underlying flow stimulation of sodium absorption in the mammalian collecting duct. Am J Physiol Renal Physiol. 291: F663-F669
  100. Nakamura Y., Wood C.L., Patton A.P., Jaafari N., Henley J.M., Mellor JR., and Hanley J.G. 2011. PICK1 inhibition of the Arp2/3 complex controls dendritic spine size and synaptic plasticity. EMBO J. 30: 719−730
  101. Negulyaev Y.A., Khaitlina S.Y., Hinssen H., Shumilina E.V., and Vedernikova E.A. 2000. Sodium channel activity in leukemia cells is directly controlled by actin polymerization. J.Biol.Chem. 275: 40 933−40 937
  102. Nielsen S., DiGiovanni S.R., Christensen E.I., Knepper M.A., and Harris H.W. 1993. Cellular and subcellular immunolocalization of vasopressin-regulated water channel in rat kidney. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 90: 11 663−11 667
  103. Nolen B.J., Tomasevic N., Russell A., Pierce D. W., Jia Z., McCormick C.D., Hartman J., Sakowicz R., and Pollard T.D. 2009. Characterization of two classes of small molecule inhibitors of Arp2/3 complex. Nature. 460: 1031−1034
  104. L.G. 1992. Epithelial Na channels: function and diversity. Annu.Rev.Physiol. 54: 51−66
  105. Passero C.J., Hughey R.P., and Kleyman T.R. 2010. New role for plasmin in sodium homeostasis. Curr.Opin.Nephrol Hypertens. 19: 13−19
  106. Pochynyuk O., Bugaj V., and Stockand J.D. 2008. Physiologic regulation of the epithelial sodium channel by phosphatidylinositides. Curr.Opin.Nephrol.Hypertens. 17: 533−540
  107. Pochynyuk O., Medina J., Gamper N., Genth H., Stockand J.D., and Staruschenko A. 2006. Rapid translocation and insertion of the epithelial Na+ channel in response to RhoA signaling. J Biol.Chem. 281: 26 520−26 527
  108. Praetorius H.A. and Spring K.R. 2005. A physiological view of the primary cilium. Annu. Rev Physiol. 67: 515−529
  109. Prat A.G., Bertorello A.M., Ausiello D.A., and Cantiello H.F. 1993. Activation of epithelial Na+ channels by protein kinase A requires actin filaments. Am J Physiol. 265: C224-C233
  110. Puelles V.G., Hoy W.E., Hughson M.D., Diouf B., Douglas-Denton R.N., and Bertram J.F. 2010. Glomerular number and size variability and risk for kidney disease. Curr.Opin.Nephrol Hypertens.
  111. Qualmann B. and Kessels M.M. 2009. New players in actin polymerization—WH2-domain-containing actin nucleators. Trends Cell Biol. 19: 276−285
  112. Rohatgi R., Ma L., Miki H., Lopez M., Kirchhausen T., Takenawa T., and Kirschner M. W. 1999. The interaction between N-WASP and the Arp2/3 complex links Cdc42-dependent signals to actin assembly. Cell. 97: 221−231
  113. B.C. 2002. Hormonal regulation of the epithelial sodium channel ENaC: N or P (o)? J Gen.Physiol. 120: 67−70
  114. Rossier B.C., Pradervand S., SchildL., andHummler E. 2002. Epithelial sodium channel and the control of sodium balance: interaction between genetic and environmental factors. Annu.Rev.Physiol. 64: 877−897
  115. Rossier B.C. and Schild L. 2008. Epithelial sodium channel: mendelian versus essential hypertension. Hypertension. 52: 595−600
  116. RotinD., Bar-Sagi D., O’Brodovich H., Merilainen J., Lehto V.P., Canessa C.M., Rossier B.C., and Downey G.P. 1994. An SH3 binding region in the epithelial Na+ channel (alpha rENaC) mediates its localization at the apical membrane. EMBO J. 13: 4440−4450
  117. Rotin D. and Kumar S. 2009. Physiological functions of the HECT family of ubiquitin ligases. Nat Rev Mol Cell Biol. 10: 398−409
  118. Rotin D. and Schild L. 2008. ENaC and its regulatory proteins as drug targets for blood pressure control. Curr. Drug Targets. 9: 709−716
  119. Rotin D. and Staub O. 2011. Role of the ubiquitin system in regulating ion transport. Pflugers Archiv European Journal of Physiology. 461: 1−21
  120. Rouiller I., Xu X.P., Amann K.J., Egile C., Nickell S., Nicastro D., Li R., Pollard T.D., Volkmann N., and Hanein D. 2008. The structural basis of actin filament branching by the Arp2/3 complex. J. Cell Biol. 180: 887−895
  121. Sanchez-Perez A., Kumar S., and Cook D.I. 2007. GRK2 interacts with and phosphorylates Nedd4 and Nedd4−2. Biochem.Biophys.Res.Commun. 359: 611−615
  122. D.A. 2002. Coupling actin dynamics and membrane dynamics during endocytosis. Curr.Opin.Cell Biol. 14: 76−81
  123. Schafer D.A., Weed S.A., Binns D., Karginov A. V., Parsons J.T., and Cooper J.A. 2002. Dynamin2 and cortactin regulate actin assembly and filament organization. Curr.Biol. 12: 1852−1857
  124. L. 2004. The epithelial sodium channel: from molecule to disease. Rev. Physiol Biochem.Pharmacol. 151: 93−107
  125. Schild L., Schneeberger E., Gautschi I., and Firsov D. 1997. Identification of amino acid residues in the alpha, beta, and gamma subunits of the epithelial sodium channel (ENaC) involved in amiloride block and ion permeation. J.Gen.Physiol. 109: 15−26
  126. Shimkets R.A., Lifton R.P., and Canessa C.M. 1997. The activity of the epithelial sodium channel is regulated by clathrin-mediated endocytosis. J.Biol.Chem. 272: 25 537−25 541
  127. Shumilina E.V., Negulyaev Y.A., Morachevskaya E.A., Hinssen H., and Khaitlina S.Y. 2003. Regulation of sodium channel activity by capping of actin filaments. Mol.Biol.Cell. 14: 1709−1716
  128. P.M. 2005. Regulation of epithelial Na+ channel trafficking. Endocrinology. 146: 5079−5085
  129. P.M. 2002. The epithelial Na+ channel: cell surface insertion and retrieval in Na+ homeostasis and hypertension. Endocr.Rev. 23: 258−275
  130. Snyder P.M., Cheng C., Prince L.S., Rogers J.C., and Welsh M.J. 1998. Electrophysiological and biochemical evidence that DEG/ENaC cation channels are composed of nine subunits. J Biol.Chem. 273: 681−684
  131. Snyder P.M., Olson D.R., Kabra R., Zhou R., and Steines J.C. 2004. cAMP and serum and glucocorticoid-inducible kinase (SGK) regulate the epithelial Na (+) channel through convergent phosphorylation of Nedd4−2. J Biol.Chem. 279: 45 753−45 758
  132. Snyder P.M., Price M.P., McDonald F.J., Adams C.M., Volk K.A., Zeiher B.G., Stokes J.B., and Welsh M.J. 1995. Mechanism by which Liddle’s syndrome mutations increase activity of a human epithelial Na+ channel. Cell. 83: 969−978
  133. S.H. 2009. Grab your partner with both hands: cytoskeletal remodeling by Arp2/3 signaling. Sci.Signal. 2: e5
  134. A. 2012. Regulation of transport in the connecting tubule and cortical collecting duct. Compr.Physiol. 2: 1541−1584
  135. Staruschenko A., Adams E., Booth R.E., and Stockand J.D. 2005a. Epithelial Na+ channel subunit stoichiometry. Biophys.J. 88: 3966−3975
  136. Staruschenko A., Negulyaev Y.A., and Morachevskaya E.A. 2005b. Actin cytoskeleton disassembly affects conductive properties of stretch-activated cation channels in leukaemia cells. Biochim.Biophys.Acta. 1669: 53−60
  137. Staruschenko A., Nichols A., Medina J.L., Camacho P., Zheleznova N.N., and Stockand J.D. 2004a. Rho small GTPases activate the epithelial Na (+) channel. J.Biol.Chem. 279: 49 989−49 994
  138. Staruschenko A., Patel P., Tong Q., Medina J.L., and Stockand J.D. 2004b. Ras activates the epithelial Na (+) channel through phosphoinositide 3-OH kinase signaling. J.Biol.Chem. 279: 37 771−37 778
  139. Staruschenko A., Pochynyuk O., and Stockand J.D. 2005d. Regulation of epithelial Na+ channel activity by conserved serine/threonine switches within sorting signals. J Biol.Chem. 280: 39 161−39 167
  140. Staub O., Abriel H., Plant P., Ishikawa T., Kanelis V., Saleki R., Horisberger J.D., Schild L., and Rotin D. 2000. Regulation of the epithelial Na+ channel by Nedd4 and ubiquitination. Kidney Int. 57: 809−815
  141. Staub O., Dho S., Henry P., Correa J., Ishikawa T., McGlade J., and Rotin D. 1996. WW domains of Nedd4 bind to the proline-rich PY motifs in the epithelial Na+ channel deleted in Liddle’s syndrome. EMBO J. 15: 2371−2380
  142. Staub O., Gautschi I, Ishikawa T., Breitschopf K, Ciechanover A., Schild L., and Rotin D. 1997. Regulation of stability and function of the epithelial Na+ channel (ENaC) by ubiquitination. EMBO J. 16: 6325−6336
  143. Staub O. and Verrey F. 2005. Impact of Nedd4 proteins and serum and glucocorticoid-induced kinases on epithelial Na+ transport in the distal nephron. J.Am.Soc.Nephrol. 16: 3167−3174
  144. J.D. 2010. Vasopressin regulation of renal sodium excretion. Kidney Int. 78: 849−856
  145. Stockand J.D., Staruschenko A., Pochynyuk O., Booth R.E., and Silverthorn D.U. 2008. Insight toward epithelial Na+ channel mechanism revealed by the acid-sensing ion channel 1 structure. IUBMB.Life. 60: 620−628
  146. Sun S.C., Wang Z.B., Xu Y.N., Lee S.E., Cui X.S., and Kim N.H. 2011. Arp2/3 complex regulates asymmetric division and cytokinesis in mouse oocytes. PLoS.One. 6: el8392
  147. Svenningsen P., Friis U.G., Bistrup C., Buhl KB., Jensen B.L., and Skott O. 2011. Physiological regulation of epithelial sodium channel by proteolysis. Curr.Opin.Nephrol Hypertens.
  148. Tian L., Chen L., McClafferty H., Sailer C.A., Ruth P., Knaus H.G., and Shipston M.J. 2006. A noncanonical SH3 domain binding motif links BK channels to the actin cytoskeleton via the SH3 adapter cortactin. FASEB J. 20: 2588−2590
  149. Tian L., McClafferty H., Chen L., and Shipston M.J. 2008. Reversible tyrosine protein phosphorylation regulates large conductance voltage- and calcium-activated potassium channels via cortactin. J Biol.Chem. 283: 3067−3076
  150. Uruno T., Liu J., Zhang P., Fan Y, Egile C., Li R., Mueller S.C., and Zhan X. 2001. Activation of Arp2/3 complex-mediated actin polymerization by cortactin. Nat. Cell Biol. 3: 259−266
  151. Vallet V., Chraibi A., Gaeggeler H.P., Horisberger J.D., and Rossier B.C. 1997. An epithelial serine protease activates the amiloride-sensitive sodium channel. Nature. 389: 607−610
  152. Vallet V., Pfister C., Loffing J., and Rossier B.C. 2002. Cell-surface expression of the channel activating protease xCAP-1 is required for activation of ENaC in the Xenopus oocyte. J Am Soc.Nephrol. 13: 588−594
  153. Verrey F., Fakitsas P., Adam G., and Staub O. 2008. Early transcriptional control of ENaC (de)ubiquitylation by aldosterone. Kidney Int. 73: 691−696
  154. Volkmann N., Amann K.J., Stoilova-McPhie S., Egile C., Winter D.C., Hazelwood L., Heuser J.E., Li R., Pollard T.D., and Hanein D. 2001. Structure of Arp2/3 complex in its activated state and in actin filament branch junctions. Science. 293: 2456−2459
  155. Wade J.B., Stanton B.A., and Brown D. 1992. Structural Correlates of Transport in Distal Tubule and Collecting Duct Segments. New York, NY: Oxford University Press.
  156. Waldmann R., Champigny G., Bassilana F., Voilley N., and Lazdunski M. 1995. Molecular cloning and functional expression of a novel amiloride-sensitive Na+ channel. J Biol Chem. 270: 27 411−27 414
  157. Warnock D.G. and Rossier B.C. 2005. Renal sodium handling: the role of the epithelial sodium channel. J Am Soc Nephrol. 16: 3151−3153
  158. Weed S.A., Karginov A.V., Schafer D.A., Weaver A.M., Kinley A.W., Cooper J.A., and Parsons J.T. 2000. Cortactin localization to sites of actin assembly in lamellipodia requires interactions with F-actin and the Arp2/3 complex. J Cell Biol. 151: 29−40
  159. Weed S.A. and Parsons J.T. 2001. Cortactin: coupling membrane dynamics to cortical actin assembly. Oncogene. 20: 6418−6434
  160. Wiemuth D., Ke Y., Rohlfs M., and McDonald F.J. 2007. Epithelial sodium channel (ENaC) is multi-ubiquitinated at the cell surface. Biochem.J. 405: 147−155
  161. Williams M.R., Markey J.C., Doczi M.A., and Morielli A.D. 2007. An essential role for cortactin in the modulation of the potassium channel Kvl.2. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 104: 17 412−17 417
  162. Wu H. and Parsons J.T. 1993. Cortactin, an 80/85-kilodalton pp60src substrate, is a filamentous actin-binding protein enriched in the cell cortex. J. Cell Biol. 120: 1417−1426
  163. Yang Q., Zhang X.F., Pollard T.D., and Forscher P. 2012. Arp2/3 complex-dependent actin networks constrain myosin II function in driving retrograde actin flow. J. Cell Biol. 197: 939−956
  164. Zhou R. and Snyder P.M. 2005. Nedd4−2 phosphorylation induces serum and glucocorticoid-regulated kinase (SGK) ubiquitination and degradation. J.Biol.Chem. 280: 4518−4523
  165. Zuckerman J.B., Chen X., Jacobs J.D., Hu B., Kleyman T.R., and Smith P.R. 1999. Association of the epithelial sodium channel with Apx and alpha-spectrin in A6 renal epithelial cells. J Biol.Chem. 274: 23 286−23 295
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?