Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Разработка эффективного способа получения рекомбинантного белка проинсулина человека из тел включения штамм-продуцента E.coli

Диссертация: Разработка эффективного способа получения рекомбинантного белка проинсулина человека из тел включения штамм-продуцента E.coli
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Исследовано влияние окислительно-восстановительных пар на протекание ренатурации. Использование глутатиона при различных соотношениях восстановленной и окисленной форм не привело к увеличению выхода на-тивного РБ. Для окислительно-восстановительной пары цистеин/цистин определено оптимальное соотношение, составившее от 0.1/0.5 мМ до 0.5/0.1 мМ при общей концентрации тиолов 1.0 мМ, что позволило… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ
  • ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР
  • 1. Образование тел включения
    • 1. 1. Особенности биосинтеза рекомбинантных эукариотических белков в бактериальных клетках
    • 1. 2. Выделение тел включения
    • 1. 3. Растворение тел включения
    • 1. 4. Очистка растворенных белков тел включения
  • 2. Ренатурация белков тел включения
    • 2. 1. Удаление денатуранта
    • 2. 2. Хроматографическая ренатурация
      • 2. 2. 1. Эксклюзионная хроматография
      • 2. 2. 2. Адсорбционная ренатурация
      • 2. 2. 3. Ренатурация с иммобилизированными катализаторами фолдинга
    • 2. 3. Ренатурация белков с дисульфидными связями
    • 2. 4. Влияние физических факторов на ренатурацию
    • 2. 5. Ренатурация с низкомолекулярными добавками
    • 2. 6. Ренатурация, имитирующая процесс in vivo
      • 2. 6. 1. Природные шапероны
      • 2. 6. 2. Мицеллярные системы
      • 2. 6. 3. Жидкий парафин как псевдолипидний бислой
  • 3. Получение генноинженерног инсулина человека из ТВ E. col
    • 3. 1. Методы получения рекомбинантных блков проинсулина
    • 3. 2. Фолдинг рекомбинантных белков проинсулина
      • 3. 2. 1. Восстановление
      • 3. 2. 2. Сульфитолиз
      • 3. 2. 3. Метод мини-проинсулина
  • ОБСУЖДЕНИЕ И РЕЗУЛЬТАТЫ
  • 1. Постановка задачи
  • 2. Разработка внутрипроизводственного контроля содержания мономера РБ в растворах
    • 2. 1. Получение стандартного образца мономера РБ
    • 2. 2. Подбор условий аналитического разделения мономера РБ и его мультимерных форм
      • 2. 2. 1. Подвижная фаза
      • 2. 2. 2. Определение оптимальной скорости элюции
    • 2. 3. Валидация метода анализа
      • 2. 3. 1. Линейность определения концентрации РБ
      • 2. 3. 2. Правильность и точность
      • 2. 3. 3. Пред ел обнаружения и предел количественной оценки
      • 2. 3. 4. Специфичност ь
      • 2. 3. 5. Устойчивость метода
    • 2. 4. Выводы
  • 3. Денатурация РБ
    • 3. 1. Денатурация РБ: влияние хаотропного агента
    • 3. 2. Денатурация РБ: рН и буферная система
    • 3. 3. Денатурация РБ: концентрация восстанавливающего агента и концентрация РБ
  • 4. Ренатурация восстановленного РБ
    • 4. 1. Ренатурация РБ: определение максимального выхода
    • 4. 2. Ренатурация РБ: влияние внешних факторов
    • 4. 3. Ренатурация РБ: концентрация РБ
    • 4. 4. Ренатурация РБ: низкомолекулярные добавки
    • 4. 5. Ренатурация РБ: окислительно-восстановительные пары
  • 5. Масштабирование результатов до препаративного уровня
  • МАТЕРИАЛЫ, МЕТОДЫ И ПРИБОРЫ
  • 1. Материалы
    • 1. 1. Реактивы
    • 1. 2. Хроматографические сорбенты и колонны
  • 2. Приборы
    • 2. 1. Хроматографические системы
    • 2. 2. Оборудование
  • 3. Методы
    • 3. 1. Контроль содержания мономера РБ методом SEC
    • 3. 2. Получение рабочего стандарта РБ
      • 3. 2. 1. Выделение РБ из ТВ
      • 3. 2. 2. Проведение ионообменной очистки
      • 3. 2. 3. Проведение ВЭЖХ-очистки
    • 3. 3. Валидация SEC-анализарекомбинантного белка
      • 3. 3. 1. Линейность определения концентрации РБ
      • 3. 3. 2. Правильность и точность
      • 3. 3. 3. Специфичность
      • 3. 3. 4. Устойчивость метода
  • 4. Оптимизация денатурации-восстановления РБ
    • 4. 1. Влияние хаотропного агента
    • 4. 2. Влияние рН среды и буферного агента
    • 4. 3. Влияние концентрации восстанавливающего агента и РБ
  • 5. Оптимизация ренатурации восстановленного РБ
    • 5. 1. Определение максимального выхода ренатурации
    • 5. 2. Определение влияния внешних факторов на ренатурацию
    • 5. 3. Определение влияния концентрации РБ на ренатурацию
    • 5. 4. Влияние низкомолекулярных добавок
    • 5. 5. Влияние окислительно-восстановительных пар
  • 6. Масштабирование результатов до препаративного уровня
  • ВЫВОДЫ
  • СПИСОК ОПУБЛИКОВАННЫХ РАБОТ

Разработка эффективного способа получения рекомбинантного белка проинсулина человека из тел включения штамм-продуцента E.coli (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Инсулин является одним из наиболее изученных гормонов. Этот полипептид синтезируется специализированными кластерами ß—клеток поджелудочной железы, называемых островками Лангерганса. Инсулин выполняет в организме ряд важных функций контроля метаболизма и гомеостаза глюкозы, оказывая влияние на экспрессию генов, вовлеченных в эти процессы [1]. Дефицит инсулина, который может быть вызван различными факторами, сопровождается развитием тяжелых патологических состояний организма, характеризующихся повышением уровня глюкозы в плазме крови, получивших название сахарного диабета (diabetes mellitus). По оценкам Всемирной организации здравоохранения, более 220 млн. человек во всем мире больны диабетом [2]. К 2030 году эта цифра, вероятно, более чем удвоится. Инсулиновая терапия интенсивно применяется для лечения больных инсули-нозависимым сахарным диабетом типа I (около 10% от общего числа больных сахарным диабетом), а также используется для коррекции тех больных диабетом типа II, у которых нарушена секреция инсулина. Исходя из того, что средняя ежедневная доза инсулина в терапии сахарного диабета типа I лежит в пределах -1.4 — 2.1 мг (40−60 ME). Легко подсчитать, что ежегодная потребность в инсулине составляет ~11 тонн только для больных сахарным диабетом I типа, и эта потребность ежегодно увеличивается на -3 — 4% [3]. В связи с этим проводятся интенсивные исследования, направленные на улучшение методов производства инсулина, получение производных с требуемыми потребительскими свойствами и совершенствование средств и способов его доставки.

Длительное время (с момента открытия в 1920 году) инсулин получали, в основном, экстракцией из поджелудочных желез животных. Такой подход сдерживал развитие терапии диабета, поскольку из одной поджелудочной железы свиньи можно выделить -150 мг этого гормона. Кроме того, использование недостаточно очищенного инсулина животных часто сопровождалось развитием у пациентов осложнений в виде иммунного ответа на гетеро-логичный пептид, к тому же содержащий примеси проинсулина. Поскольку молекулы инсулина свиней и человека различаются только одним аминокислотным остатком (А1а/ТЬг в положении ВЗО) (рис.1), был разработан полусинтетический метод изменения последовательности свиного инсулина с использованием ферментативной реакции транспептидации [4]. Значительный прогресс в производстве инсулина, как и других терапевтических белков, был достигнут с применением генно-инженерных методов для создания соответствующих трансгенных микроорганизмов.

Главный успех генной инженерии заключается в разработке бактериальных экспрессионных систем, в частности на основе штамм-продуцента E. coli, способных производить большие количества белка при помощи технологии рекомбинантных ДНК [6, 7]. Как правило, запас большинства белков, имеющих потенциальное клиническое или промышленное значение, ограничивается их малой природной доступностью. В свете этого кажется очевидным использование данной технологии как гаранта неограниченного запаса рекомбинантных белков. Так в 80-е годы XX века американской компанией Genentech разработана технология производства генно-инженерного инсулина человека (ГИЧ), которая впоследствии была коммерциализирована корпорацией Eli Lilly [8]. К лидирующим производителям ГИЧ относятся такие за рубежные фирмы, как Eli Lilly (США), Sanofi-Aventis (Германия-Франция), Novo Nordisk (Дания). В нашей стране исследования в области генной инженерии и молекулярной биологии позволили Институту биоорганической химии им. академиков М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова Российской академии наук (ИБХ РАН) при финансовой поддержке Правительства города Москвы, впервые выпустить на фармацевтический рынок наиболее востребованные лекарственные формы инсулина.

В настоящее время предпринимаются попытки повысить эффективность процесса получения инсулина, однако высокий уровень биосинтеза рекомби-нантного белка в E. coli приводит к образованию нерастворимых и неактивных агрегатов, называемых телами включения (inclusion bodies, ТВ) [9, 10, 11]], в состав которых входят не только целевые рекомбинантные белки (РБ), но и ряд бактериальных («балластных») белков. Поэтому для получения целевого компонента в нативном виде требуются определенные шаги для растворения таких агрегатов, выделения из них белка и его ренатурации. Способы проведения этих процедур во многом определяют специфику всего производства биофармацевтических белков и имеют существенное влияние на производственные затраты.

Основной целью данной работы была разработка эффективной отечественной технологической схемы выделения рекомбинантного белка проинсулина человека из тел включения E. coli, ее оптимизация и разработка соответствующего метода контроля.

В соответствии с поставленной. целью были определены следующие задачи исследования:

1. Разработать и валидировать метод контроля содержания мономера РБ в растворах.

2. Изучить и оптимизировать процесс денатурации рекомбинантного белка из ТВ.

2.1. Определить тип хаотропного агента;

2.2. Определить оптимальное значение рН среды и тип буферной системы;

2.3. Определить концентрацию восстанавливающего агента и концентрацию РБ.

3. Исследовать и оптимизировать процесс ренатурации восстановленного РБ.

3.1. Определить максимального выхода нативного РБ;

3.2. Определить влияние внешних факторов (температура, рН);

3.3. Определить оптимальную концентрацию РБ;

3.4. Исследовать влияние низкомолекулярных добавок (Ь-аргинин, ЭД-ТА);

3.5. Исследовать влияние окислительно-восстановительных пар;

4. Масштабировать полученные результаты от аналитического до препаративного уровня.

Литературный обзор

Выводы.

1. Разработан и валидирован метод контроля содержания мономера РБ в растворах. Метод основан на эксклюзионной хроматографии. Достоверность результатов анализа была доказана валидационной процедурой, в ходе которой оценивались линейность, правильность, точность, предел обнаружения, нижний предел количественной оценки, специфичность, устойчивость к изменению температуры и составу подвижных фаз.

2. Изучен и оптимизирован процесс денатурации рекомбинантного белка проинсулина человека из тел включения E.coli.

2.1. Определен хаотропный агент — 8 М мочевина, — наиболее подходящий для денатурации РБ.

2.2. Определен состав буферной системы для растворения ТВ: 0.15% об. NH4OH (pH -9.5).

2.3. Определено оптимальное соотношение ТВ / солюбилизирующий раствор, составившее 1/3. При этом концентрация мономера РБ составляет -25 г/л.

2.4. Определена оптимальная концентрация восстанавливающего агента ди-тиотреитола, составившая 10 мМ.

3. Исследован и оптимизирован процесс ренатурации восстановленного РБ.

3.1. При ренатурации восстановленного рабочего стандарта РБ был определен максимальный выход нативного РБ, составивший 70%.

3.2. Изучено влияние внешних факторов на ренатурацию РБ. Определено оптимальное значение pH ренатурирующего раствора, которое составило 10.0. Оценена оптимальная температура для проведения ренатурации, составившая температура: +6 ± 1 °C.

3.3. Определена оптимальная концентрация РБ, составившая 1.0 мг/мл.

3.4. Исследовано влияние низкомолекулярных добавок (L-аргинин и ЭДТА) на протекание ренатурации. Несмотря на то, что наиболее часто используемой низкомолекулярной добавкой является Ь-аргинин, он не оказал никакого положительного эффекта на ренатурацию в диапазоне рекомендуемых концентраций 1 до 10 М. Определена оптимальная концентрация ЭДТА в рена-турирующем растворе, которая составила 0.1 мМ.

3.5. Исследовано влияние окислительно-восстановительных пар на протекание ренатурации. Использование глутатиона при различных соотношениях восстановленной и окисленной форм не привело к увеличению выхода на-тивного РБ. Для окислительно-восстановительной пары цистеин/цистин определено оптимальное соотношение, составившее от 0.1/0.5 мМ до 0.5/0.1 мМ при общей концентрации тиолов 1.0 мМ, что позволило увеличить выход ренатурированного мономера РБ до 85%.

4. Полученные результаты масштабированы до препаративного уровня, что позволило получить раствор ренатурированного мономера РБ концентрацией 0.91 г/л с выходом 82.4%.

Разработанная технология выделения РБ из тел включения Е. соИ позволила увеличить количество получаемого ренатурированного мономера РБ на 30%. При этом суммарный выход АФС инсулину увеличился со 210 до 300 г инсулина / м3 культуральной жидкости.

Разработанная технология в настоящее время успешно реализуется на Опытном биотехнологическом производстве Учреждения российской академии наук Института биоорганической химии им. академиков М'.М.Шемякина и Ю. А. Овчинникова.

Список опубликованных работ.

Опубликованные статьи:

1. V. Gusarova, T. Vorobjeva, D. Gusarov, V. Lasman, D. Bayramashvili / Size-exclusion Chromatography Based on Silica-diol for the Analysis of the Proinsulin Fusion Protein I I Journal of Chromatography A, 2007, v. 1176, pp. 157−162.

2. Гусаров Д. А., Гусарова В. Д., Баирамашвши Д. И., Миронов А. Ф. / Генно-инженерный инсулин и его фармацевтические аналоги // Биомедицинская Химия. 2008. Т.54. № 6. С.624−642.

3. Гусаров ДА., Гусарова В. Д., Михалев A.B., Ласман В. А., Баирамашвили Д. И.,.Миронов А. Ф., Сенаторова Н. К., Сенаторов A.B. / Валидация метода контроля производства генно-инженерного инсулина человека // Биоорганическая Химия. 2009. Т.35. № 1. С.55−61.

4. Гусаров ДА., Гусарова В. Д., Миронов А. Ф., Баирамашвили Д. И. / Инсу-лины Пролонгированного Действия: Структура и Фармакологический Эффект// Биофармацевтический Журнал. 2009. Т.1. № 1. С.3−11.

5. Гусарова В. Д., Гусаров Д. А., Миронов А. Ф., Баирамашвили Д. И., Ми-рошников А.И. / Оптимизация Промышленного Получения Рекомби-нантного Предшественника Инсулина Человека // Биоорганическая Химия. 2009. Т.35. № 4. С.510−518.

6. Воробьева Т. В., Гусарова В Д., Ласман В. А., Миронов А. Ф., Баирамашвили ДИ / Контроль производства рекомбинантного препроинсулина с помощью электрофореза в полиакриламидном геле // Биофармацевтический Журнал. 2009. Т.1. № 3, С.36−43.

7. Gusarov D., Nekipelova V., Gusarova V., Lasman V., Bayramashvili D., /Displacement Effect During HPLC Preparative Purification of Human Insulin//J. Chromatogr. B, 2009, v. 877, pp. 1216−1220.

8. Гусарова В. Д., Миронов А. Ф. / Выделение рекомбинантных белков из тел включения бактериальных продуцентов // Биофармацевтический Журнал. 2010. Т.2. № 1, С. 14−29.

9. Гусарова В. Д., Михалев A.B., Воробьева Т. В., Гусаров Д. А. /Разработка аналитического контроля производства мономера рекомбинантного препроинсулина // Биофармацевтический Журнал. 2010. Т.2. № 5, С. 1624.

Опубликованные тезисы докладов и конференций:

1. Гусарова В. Д. / Оптимизация процесса получения генноинженерного инсулина человека из препроинсулина в производстве активной субстанции // XVI Менделеевская конференция молодых ученых, материалы конференции, Уфа, 2006. I.

2. Гусарова В. Д., Гусаров Д. А., Воробьева Т. В., Ласман В. А., Баирамашви-лиД.И. / Оптимизация фолдинга и рефолдинга рекомбинантного препроинсулина // Пятый Московский Международный Конгресс «Биотехнология: состояние и перспективы развития», материалы конференции, Москва, 2009.

3. Gusarova V., Gusarov D., Bairamashvili D. / Application of SE HPLC as a main method of recombinant proteins in-process control // SPICA, материалы конференции, Стокгольм, 2010.

Показать весь текст

Список литературы

  1. R., Pessin J.E. eds / Mechanism of 1. sulin Action. // Springer NY 2007. P.214.2 http://wvvw.who.int/mediacentre/factsheets/fs312/ru/
  2. T. / Yeast secretory expression of insulin precursors // Appl Microbiol Biotechnol. 2000. V.54(3). P.277−286.
  3. Ю.А. Овчинников / Биоорганическая химия // M: «Просвещение» 1987. стр. 41 -42, 67−68, 247−249.
  4. F. Sanger / Chemistry of insulin// Science 1959. V.129, P. 1340−1344.
  5. J.F., Hartley D.L. / Properties of inclusion bodies from recombinant Escherichia coli. // Biochem Soc Trans. 1988. V.16(2). P.101−102.
  6. Marston F.A. O. / The purification of eukaryotic polypeptides synthesized in Escherichia coli.//Biochem J. 1986. V.240(l). P. l-12.
  7. Middelberg A.P.J. / Preparative protein refolding // Trends Biotech. 2002. V.20(10). P.437−443.
  8. Taylor G., Hoare M, Gray D. R., Marston F. A. O. / Size and density of protein inclusion bodies // Bio/Technol 1986. V.4. P.553−557.
  9. С. / Solubility as a function of protein structure and solvent components // Biotechnology (NY). 1990. V.8(4). P.308−317.
  10. Staehelin Т., Hobbs D. S., Kung H.-F., Pestka S. / Purification of recombinant human leukocyte interferon (IFLrA) with monoclonal antibodies // Methods Enzymol. 1981. V.78(Pt A). P.505−512.
  11. Misawa S., Kumagai L / Refolding of therapeuyic proteins produced in Escherichia coli as inclusion bodies // Biopolimers (Peptide Science) 1999. V.51. Р.297−307/
  12. Л.И. Патрушев / Искусственные генетические системы, т.1 Генная и белковая инженерия // М: «Наука». 2004.
  13. Ming Li, Zhi-Guo Su, and Janson J.-C. / In vitro protein refolding by chromatographic procedures // Protein Expression and Purification 2004. V.33. P. l-10.
  14. A. / Inclusion bodies and purification of proteins in biologically active forms. //Adv Biochem Eng Biotechnol. 1997. V.56. P.61−109.
  15. Fischer, В.- Sumner, /.- Goodenough, P. / Isolation, renaturation, and formation of disulfide bonds of eukaryotic proteins expressed in Escherichia coli as inclusion bodies. // Biotechnol Bioeng. 1993. V.41(l). P.3−13.
  16. Datar, R. V.- Cartwright, Т.- Rosen, C.-G. / Process economics of animal cell and bacterial fermentations: a case study analysis of tissue plasminogen activator//Biotechnology (N Y) 1993. V. ll (3). P.349−357.
  17. Gross, G.- Hollatz, I. / Coliphage lambda to terminator lowers the stability of messenger RNA in Escherichia coli hosts // Gene 1988. V.72(l-2). P.119−128.
  18. G., Jarsch M. / Alternative regulation principles for the production of recombinant proteins in Escherichia coli // Appl Microbiol Biotechnol. 1996. V.46(l). P.1−9.
  19. GoldL., Stormo G. D. / High-level translation initiation // Methods En-zymol. 1990. V.185. P.89−93.
  20. S. / Minimizing proteolysis in Escherichia coli: genetic solutions // Methods Enzymol. 1990. V.185. P. l 19−129.
  21. Nygren P.-A., Sthl S., Uhlen M. / Engineering proteins to facilitate bio-processing//Trends Biotechnol. 1994. V.12(5). P.184−188.
  22. C. / Solubility as a iiinction of protein structure and solvent of protein structure and solvent components. // Bio/Technology 1990. V.8. P.308−317/
  23. Kane J. F., and Hartley D. L. / Formation of recombinant protein inclusion bodies in Escherichia coli // Tibtech 1988. V.6. P.95−101.
  24. Wilkinson D. L., and Harrison R. G. / Predicting the solubility ofrecom-binant proteins in Escherichia coli. // Bio/Technology 1991. V.9. P.443−448.
  25. Gribskov M. and Burgess R. R. / Overexpression and purification of the sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase. // Gene 1983. V.26. P.109−118
  26. Kiefliaber T., Rudolph R., Kohler H.-H., and Buchner J. / Protein aggregation in vitro and in viva: a quantitative model of the kinetic competition between folding and aggregation. //Bio/Technology 1991. V.9. P.825−829.
  27. Kopetzki, E., Schumacher, C., and Bucket, P. / Control of formation of active soluble or inactive insoluble baker’s yeast alpha-glucosidase PI in Escherichia coli by induction and growth conditions. // Mol. Gen. Genet. 1989. V.216. P.149−155.
  28. S. / Growth at sub-optimal temperatures allows the production of functional antigen-binding Fab fragments in Escherichia coli. // Gene 1989. V.85. P.553−557.
  29. Fahey R. C., Hunt, J. S. and Windham, C. C. / On the cysteine and cystine content of proteins. Differences between intracellular and extracellular proteins. // J. Mol. Evol. 1977. V.10. P.155−163.
  30. Rudolph R., and Fuch, 1. / Influence of glutathione on the reactivation of enzymes containing cysteine. // Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem. 1983. V/364. P.813−820.
  31. Derman A. I., Prinz W., Belin D., andBeclcwith J. / Mutations that allow disulfide bond formation in the cytosol of Escherichia coli. // Science 1993. V.262. P. 1744−1747.
  32. Skerra A., and Pluckthun A. / Assembly of a functional immunoglobulini
  33. Fv fragment in Escherichia coli. // Science 1988. V.240. P.1038−1042.
  34. A. / Antibody engineering: Advances from the use of Escherichia coil expression systems. // Bio/Technology 1991. V.9. P.545−551.
  35. Bardwel, J. C. A., McGovem K., and Beckwith J. / Identification of a protein required for disulfide bond formation in viva. // Cell 1991. V.67. P.581−589.
  36. Missiakas D., Schwager F., and Raina S. / Identification and characterization of a new disulfide isomerase-like protein (DsbD) in Escherichia coli. // EMBO J. 1995. V.14. P.3415−3424.
  37. R. / Successful protein folding on an industrial scale. In Protein Engineering: Principles and Practices // (Cleland J. L., and Craik Ch. S., eds) John Wiley & Sons (NY) P.283−298.
  38. Kuhelj R., Dolinar M., Pungerrcar J., and Turk V. / The preparation of catalytical active human cathepsin B from its precursor expressed in Escherichia coli in the form of inclusion bodies. // Eur. J. Biochem. 1995. V.229. P.533−539.
  39. Hejnaes K. R., Bayne S., Norskoy L., Sorensen H. H., Thomsen J., Schaff er L., Wollmer A., and Skriver L. / Development of an optimized refolding process for recombinant Ala-Clu-IGF-1. // Protein Eng. 1992. Y.8. P.797−806.
  40. L.F., Rinas U. / Strategies for the recovery of active proteins through refolding of bacterial inclusion body proteins // Microbial Cell Factories 2004. V.3 P. l 1.
  41. Hart R. A., Rinse U., and Bailey J. E. / Protein composition of Vitreo-sciiia hemoglobin inclusion bodies produced in Escherichia coli. // J. Biol. Chem. 1990. V.265. P.12 728−12 733.
  42. Valax P. and Georgiou G. / Molecular characterization of beta-lactamase inclusionbodies produced in Escherichia coli. 1. Composition. // Biotechnol. Prog. 1993. V.9. P.539−547.
  43. Oberg K., ChrunykA., Wetzel R., and Fink A. / Native-like secondary structure in interleukin-1 inclusion bodies by attenuated total reflectance FTIR. //Biochemistry 1994. V.33. P.2628−2634.
  44. Przybycien T. M., Dunn J. P., Valax, P. and Ceorgiou, C. / Secondary structure characterization of -lactamase inclusion bodies. // Protein Eng. 1994. V.l.P.131−136.
  45. Hagel P., Gerding J.J. T., Fieggen W., Bloemendal H. / Cyanate formation in solutions of urea I. Calculation of cyanate concentrations at different temperature and pH. // Biochim Biophys Acta 1971. V.243. P.366−373.
  46. Cejka J., Vodrazka Z, SalakJ. / Carbamylation of globin in electrophoresis and chromatography in the presence of urea. // Biochim Biophys Acta 1968. V.154. P.589−591.
  47. Iwakura M., Ohara K, Kokubu T., Ohashi S., Izutsu H. / Expression and purification of growth hormone-releasing factor with the aid of dihydrofolate reductase handle. //J Biochem (Tokyo) 1992. V.112. P57−62.
  48. A.K., Mukhopadhyay R., Mukhija R., Krishnan A., Garg L. C., Panda A.K. / Optimization of inclusion body solubilization and renaturation of recombinant human growth hormone from Escherichia coli. // Protein Expr Purif 2000. V.18. P.182−192.
  49. D.R., Hitchcock A. / Protein folding in biotechnology. In Mechanisms of protein refolding Edited by: Pain HR. // Oxford: Oxford University Press 1994. P.229−254.
  50. Stockei J., Doring K., MalotkaJ., J ahnig F., Dornmair K. I Pathway of detergent-mediated and peptide ligand-mediated refolding of heterodimeric class II major histocompatibility complex (MHC) molecules. // Eur J Bio- • chem. 1997. V.248(3). P.684−691.
  51. M., Puri N.K., Brandon M.R. / Comparing the refolding and reoxidating of recombinant porcine growth hormone from a urea denaturated state and from Escherichia coli inclusion bodies // Biochemistry 1995. V.34. P.5773−5794.
  52. Puri N. K. et. al. / Solubisation of growth hormone and other recombinant proteins from Escherichia coli inclusion bodies by using a cationic surfactant// Biochem. J. 1992. V.285. P.871−879.
  53. R.R. / Purification of overproduced Escherichia coli RNA polymerase sigma factors by solubilizing inclusion bodies and refolding from sar-cosyl // Methods Enzymol. 1996. V.273. P.145−149.
  54. L.M., Lacy J.E., Thompson K.F., Rockwell A.L., Watnick P.I. / Conformations of model peptides in membrane-mimetic environments // Bio-phy. J. 1982. V.37. P.275−284.
  55. Tsumoto K., EjimaD., Kumagai I., Arakawa T. / Practical considerations in refolding proteins from inclusion bodies // Protein Expression and Purification 2003. V2.8. P. l-8.
  56. N.S., Panchal S. C., Mittal R., Hosur R. V. / NMR identification of local structure preferences I HIV protease tethered heterodimer in 6M gua-nidine hydrochloride // FEBS Lett. 2001. V.509. P.218−224.
  57. T., Philo J., Kenney W.C. / Structure and solubility of inter-leukin-2 in sodium dodecyl sulfate // Int. J. Pept. Protein Res. 1994. V.43. P.583−587.
  58. SchoemakerJ. M, Brasnett A. H., and Marston F. A. O. / Examination of calf prochymotrypsin accumulation in Escherichia coli: disulphide linkages are a structural component of prochymotrypsmn-containing inclusion bodies. // EMBO J. 1985. V.4. P.775−780.
  59. Hart R. A., Lester P. M., Reifsnyder D. H" Ogez J. R., and Builder S. E. / Isolation of non-native ICF-I by aqueous two-phase extraction. // Bio/Technology 1994. V.12. P. l 113−1117.
  60. Jaenicke R., Rudolph R., andHeider I. / Specificity in the subunit assembly of oligomeric enzymes. Synchronous reconstitution of mammalian lactic and malic dehydrogenases. // Biochem. Int. 1981. V.l. P.23−31.
  61. Maachupalli-Reddy J., Kelley B.D., De Bernardez Clark E. I Effect of inclusion body contaminants on the oxidative renaturation of hen egg white ly-sozyme. //Biotechnol. Prog. 1997. V.13. P. 144−150.
  62. Tran-Moseman A., Schauer N., De Bernardez ClarkE. / Renaturation of Escherichia coli-derived recombinant human macrophage colony-stimulating factor. // Protein Expr. Purif. 1999. V.16. P. 181−189.
  63. D.R., Hitchcock A. / Protein folding in biotechnology. In Mechanisms of protein refolding Edited by: Pain HR. // Oxford: Oxford University Press. 1994. P.229−254
  64. Hochuli E., Dobeli H and Schacher A. / New metal chelate adsorbent selective for proteins and peptides containing neighboring histidine residues. // J. Chromatography 1987. V.411. P. 177−184.
  65. Maeda Y., Koga H., YamadaH., Ueda T., Imoto T. / Effective renaturation of redused lysozyme by gentle removal of urea // Protein Eng., 1995. V.8. P.201−205.
  66. WestS.M., Chaudhari J.B., Howell J.A. / Improved protein refolding using hollow-fibre membrane dialysis // Biotechnol. Bioeng.1998. Y.57. P.590−599.
  67. Yoshii H., Furuta T., Yonehara T., Ito D., Linko Y.-Y., Linko P. / Refolding of denaturated/redused lysozyme at high concentration with diafiltration // Biosci. Biotechnol. Biopchem. 2000. V.64. P. 1159−1165.
  68. J.P., Smith T., Rosenblum C.I., Vongs A., Murphy B.A., Nunes C., Meilin T.N., King J. J., Burgess B. V. / Production of leptin in Escherichia coli: a comparison of methods // Protein Expr. Purif. 1998. V.14. P.335−342.
  69. UmetsuM., Tsumoto K., HaraM., Ashish K., Goda .S, Adschiri T., Ku-magai I. / How Additives Influence the Refolding of Immunoglobulin-folded Proteins in a Stepwise Dialysis System // The Journal Of Biological Chemistry 2003. V.278. No.ll. P.8979−8987.
  70. S.M., Chaudhuri J.B., Howell J.A. / Improved protein refolding using hollow-fibre membrane dialysis // Biotechnol. Bioeng. 1998. V.57. P.590−599.
  71. D.L., Clark E.B. / Oxidative renaturation of lysozyme at high concentrations //Biotechnol. Bioeng. 1997. V.54. P.221−230.
  72. Hamada K,. Shiraki / L-Argininamide improves the refolding more effectively then L-arginine // Journal of Biotechnology 2007. V.130. P.153−165.
  73. J., Lilie H., Rudolph R. / Recombinant expression and in vitro folding of pro insulin are stimulated by the synthetic dithiol Vectrase-P // FEMS Microbiology Letters 2002. V.213. P.225−230.
  74. S., Katoh Y. / Continuous refolding of lysozyme with fedbatch addition of denatured protein solution // Process Biochem. 2000 V.35. P. 11 191 124./
  75. Winter J., Lilie H., and Rudolph RJ Renaturation of human proinsulin—a study on refolding and conversion to insulin // Analytical Biochemistry 2002. V.310. P.148−155.
  76. De Bernardez Clark E., Schwarz E., Rudolph R. / Inhibition of aggregation side reactions during in vitro protein folding // Methods Enzymol 1999. V.309. P.217−236.
  77. Amons R., Schrier P. L / Removal of sodium dodecyl sulfate from proteins and peptides by gel filtration // Anal. Biochem. 1981. V. l 16. P .439−443.
  78. Werner M.H., Clore G.M., Gronenborn A. M, Kondoh A., Fisher R.J. / Refolding proteins by gel filtration chromatography // FEBS Lett. 1994. V.345. P.125−130.
  79. B., Chaudhuri J.B. / Protein refolding at high concentration using size-exclusion chromatography // Biotechnol. Bioeng. 1996. V.50. P. 16−23.
  80. B., Chaudhuri J.B. / Consideration of sample application and elu-tion during size-exclusion chromatography-based protein refolding // J. Chromatogr. A 1999. V.864. P.229−236.
  81. B., Jones H.R., Chaudhuri J.B. / Studies of the hydrodynamic volume changes that occur during refolding of lysozyme using size-exclusion chromatography // J. Chromatogr. A 1997. V.766. P.109−119.
  82. E.M., Chaudhuri J.B. / Molecular characterization of size exclusion chromatography refolded urokinase-plasminogen activator // Chem. Eng. Sci. 2001. V.56. P.4971−4978.
  83. Gu Z., Su Z., Janson J.-C. / Urea gradient size-exclusion chromatography enhanced the yield of lysozyme refolding // J. Chromatogr. A 2001. V.918.1. P.311−318.
  84. GuZ., Weidenhaupt M., Ivanova N., Pavlov M, Xu B" Su Z., Janson J.-C. / Chromatographic methods for the isolation of, and refolding of proteins from Escherichia coli inclusion bodies // Protein Expr. Purif. 2002. V.25.1. P. 174−179.
  85. Lanckriet H., Middelberg A.P.J. / Continuous chromatographic protein refolding // Journal of Chromatography A 2004. V.1022. P. 103−113.
  86. G., Goldberg M.E. / The renaturation of reduced chymotrypsino-gen A in guanidine-HCl // J. Biol. Chem. 1978. V.253. P.3453- 3458.
  87. C.J., Anfinsen C.B. / The reversible reduction of disulfide bonds in trypsin and ribonuclease coupled to carboxymethyl cellulose // J. Biol. Chem. 1962. V.237. P.2175−2179.
  88. A.L. / Protein solubility, protein modifications, and protein folding // Bio/Techniques 1983. V.3. P.298−305.
  89. Stempfer G, Holl-Neugebauer B, Kopetzki E, Rudolph R. / Improved refolding of an immobilised fusion protein //Nat. Biotechnol. 1996. V.14. P.329−334.
  90. Kogl H., Kosemund K., Kufehlbrandt W., Collinsonl. / Refolding of Escherichia coli produced membrane protein inclusion bodies immobilized by nickel chelating chromatography // FEBS Lett. 1998. V.432. P.21−26.
  91. Berdichersky Y., Lamed R., Frenkel D., Gphna V., Bayer E.A., Yaron S., Shoham Y., Benharl. / Matrix-assisted folding of singlechain Fv cellulose binding domain fusion proteins // Protein Expr. Purif. 1999. V.17. P.249−259.
  92. T.E. / Folding of proteins adsorbed reversibly to ionexchange resins, in: D.L. Oxender (Ed.): UCLA Symposia on Molecular and Cellular Biology New York, 1986. V.39. P.249−257.
  93. Guo L. / Simultaneous purification and renaturation of recombinant human interferon alpha expressed by E. coli by highperformance hydrophobic interaction chromatography // Chin. J. Chromatogr. 2001. V.19. P.301−303.
  94. LingM., XuX., Shi F., Zhu Y., LongN. / Refolding of recombinant human interleukin-2 by reverse phase high performance liquid chromatography //Chin. J. Biotechnol. 1997. V. 13. P. 180- 183.
  95. J., Nanak E., Brzobohaty B. / Expression, single-step purification, and matrix-assisted refolding of a maize cytokinin glucoside-specific b-glucosidase//Protein Expr. Purif. 1999. V.17. P.153−162.
  96. Li M, Zhang G.F., Su Z. / Dual gradient ion-exchange chromatography improved refolding yield of lysozyme // J. Chromatogr. A 2002. V.959.1. P. l 13−120.
  97. S., Aoshima M., Takaku H., Matsumoto M., Hayashi H. / Highlevel expression of mycoplasma arginine deiminase in Escherichia coli and its efficient renaturation as an anti-tumor enzyme // J. Biotechnol. 1994. V.36.1. P.145−155/
  98. Cleland J. L / Impact of protein folding on biotechnology // in: J.L. Cle-land (Ed.) Protein Folding: In Vivo and In Vitro American Chemical Society Washington 1993. P. 1−21.
  99. F. / Recombinant protein expression in Escherichia coli // Curr. Opin. Biotechno1. 1999. V.10. P.411−421.
  100. M., Kies U., Kammermeier R., Buchner J. / BIP and PDI cooperate in the oxidative folding of antibodies in vitro // J. Biol. Chem. 2000., V.275. P.29 421−29 425.
  101. DongX., Yang H., Sun Y. / Lysozyme refolding with immobilized GroEL column chromatography // J. Chromatogr. A 2000. V.878. P. 197−204.
  102. M.M., Garcia C., Possani L.D., Fersht A. / Oxidative refolding chromatography: folding of the scorpion toxin Cn5 I I Nature Biotechnol. 1999. V.17. P. 187−191.
  103. J.D., Yarmush M.L. / Antibody assisted protein refolding // Bio/Technology 1992. V.10. P.86−91.
  104. , R. / Renaturation of recombinant, disulfide-bonded proteins from inclusion bodies // In Modern Methods in Protein and Nuckic Acid Research (Tschesche, H., ed) 1990. P. 149−172.
  105. Sela M., White F. H., and Anfinsen C. B. / Reductive cleavage of disulfide bridges in ribonuclease. // Science 1956. V.16. P.691−692.
  106. Ahmed A. K, Schajfer S. W, and Wetlaufer D. B. / Noenzymatic reactivation of reduced bovine pancreatic ribonuclease by air oxidation and by glutathione oxidoreduction buffers // J. Biol. Chem. 1985. V.250. P.8477−8482.
  107. Wetlaufer D. B., Branca P. A., and Chen G.-X. / The oxidative folding of proteins by disulfide plus thiol does not correlate with redox potential // Protein Eng. 1987. V.2. P.141−146.
  108. Fischer S., Rudolph R., and Mattes R. I European Patent Application, Patent No.0393 725 A 1. 1986.
  109. DiBella E. E., Maurer M. C., and Scheraga H. A J Expression and folding of recombinant bovine prethrombin-2 and its activation to thrombin // J. Biol. Chem. 1995. V.270. P.163−169.
  110. Kuhelj R., Dolinar M, Pungerrcar J., and Turk V. / The preparation of catalytical active human cathepsin B from its precursor expressed in Escherichia coli in the form of inclusion bodies // Eur. J. Biochem. 1995. V.229. P.533−539.
  111. L.F., Rinas U. / Optimized procedure for renaturation of recombinant human bone morphogenetic protein-2 at high protein concentration // Biotechnol Bioeng 2004. V.85. P.601−609.
  112. C., Rinas U. / Renaturation of heterodimeric platelet-derivedgrowth factor from inclusion bodies of recombinant Escherichia coli usingsize-exclusion chromatography // J Chromatogr A 1999. V.855. P.203−213.
  113. P.L. / Physical basis of the stability of the folded conformations of proteins // In Protein folding Edited by: Creighton T.E. New York: W. H. Freeman and Company 1992. P/83−126.
  114. C.R., Sligar S.G. / Hydrostatic and osmotic pressure as tools to study macromolecular recognition // Methods Enzymol. 1995. V.259. P.395−427.
  115. FoguelD., Robinson C.R., de Sousa P.C. Jr., Silva J.L., Robinson A.S. / Hydrostatic pressure rescues native protein from aggregates // Biotechnol Bioeng 1999. V.63. P.552−558.
  116. St John R.J., Carpenter J.F., Randolph T.W. / High pressure fosters protein refolding from aggregates at high concentrations // Proc Natl Acad Sei USA 1999. V.96. P.13 029−13 033.
  117. St John R.J., Carpenter J.F., Balny C., Randolph T. W. / High pressure refolding of recombinant human growth hormone from insoluble aggregates: Structural transformations, kinetic barriers and energetics // J Biol Chem 2001. V.276. P.46 856−46 863.
  118. Builder S., and Ogez J. R. / United States Patent Application 4620 948. 1986.
  119. Orsini C., and Goldberg M. E. / The renaturation of reduced chy-motrypsinogen A in guanidine HCL Refolding versus aggregation/ J. Biol. Chem. 1978. V.253. P.34−39.
  120. Yasuda M, Murakami Y., Sowa A., Ogino K, and Ishikawa H. / Effect, of Additives on Refolding of a Denatured Protein // Biotechnol. Prog. 1998. V.14. P.601−606.
  121. Cleland J.L.,. Wang D.I. C. / Cosolvent assisted protein refolding // Biotechnology 1990. V.8. P.1274−1278.
  122. N., Sharma A. / Cyclodextrins as protein folding aids // Bio-chem. Biophys. R. 1995. V.211. P.60−66.
  123. D., Khanna N., / Method for increasing the yield of properly folded recombinant y-interferon from inclusion bodies // J. Biotechnol. 1996. V.52. P.127−133.
  124. M., Ohmae H., Tsuji S., Itoh T., Nishimura O. / Renaturation of recombinant human neurotrophin-3 from inclusion bodies using a suppressor agent of aggregation // Biotechnol. Appl. Biochem. 1998. V.28. P. 119−124.
  125. Arakawa T. and Tsumoto K. / The effects of arginine on refolding of aggregated proteins: Not facilitate refolding, but suppress aggregation // Biochem. Biophys. Res. Comm. 2003. V.304. P.148−152.
  126. Reddy K.R.C., Lilie H., Rudolph .R, Lange C. / L-Arginine increases the solubility of unfolded species of hen egg white lysozyme // Protein Sei. 2005. V.14. P.929−935.
  127. Rudolph R., Fischer S., and Mattes R. / Process for the activation of t-PA or Ing after genetic expression in prokaryotes // U.S. patent 5,453,363 1995.
  128. M., Shiraki K., Fujiwara S., Imanaka T., Takagi M. / Prevention of thermal inactivation and aggregation of lysozyme by polyamines // Eur. J. Biochem. 2003. V.270. P.4547−4554.
  129. Ou W.B., Park Y.D.,. Zhou H.M. / Effect of osmolytes as folding aids on creatine kinase refolding pathway // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2002. V.34. P.136−147.
  130. F., Park Y., Zhou H. / Role of proline, glycerol, and heparin in protein folding aids during refolding of rabbit muscle creatine kinase // Int. J. Biochem. Ceil Biol. 2001. V.33. P.701−709.
  131. ClelandJ. L., Hedgepeth C., and Wang D. I. C. / Polyethylene glycol enhanced refolding of bovine carbonic anhydrase B // J. Biol. Chem. 1992. V.267. P.13 327−13 334.
  132. Buchner J., and Rudolph R. / Renaturation, purification and characterization of recombinant Fab-fragments produced in Escherichia coli // Bio/Technology 1991, V.9. P.157−161.
  133. Taneja S., and Ahmad F. / Increased thermal stability of proteins in the presence of amino acids //Biochem. J. 1994. V.303. P.147−153.
  134. R., Lilie H. / In vitro folding of inclusion bodies protein // FASEB J. 1996. V.10. P.49−56.
  135. Ambrosius D., and Rudolph R. / European Patent Application No. WO 92/9 622. 1992.
  136. Tandon S., and Horowitz P. M. / Detergent-assisted refolding of gua-nidmnium chloride-denatured rhodanese // J. Boil. Chem. 1987. V.262. P.4486−4491.
  137. CerlettiN., McMaster C., Cox D., SchmitzA., MeyhackB. / European Patent Application No.0433 225 Al. 1990.
  138. Zardeneta C., and Horowitz P. M. / Protein refolding at high concentrations using detergent/phospholipid mixtures // Anal. Biochern. 1994. V.218. P.392−398.
  139. Rozena D., and Gellma S. H. / Artificial chaperones: Protein refolding via sequential use of detergent and cyclodcxtrin // J. Am. Chem. Soc. 1995. V.117. P.2373−2374.
  140. A. / Effect of cyclodextrins on the thermal stability of globular proteins//J. Am. Chem. Soc. 1992. V.114. P.9208−9214.
  141. K., Patil G., Rudolph R. / Ionic liquids as refolding additives: N.-alkyl and N.-(v-hydroxyalkyl) N-methylimidazolium chlorides // Protein Science 2005. V.14. P.2693−2701.
  142. Summers C.A. and Flowers R.A. / Protein renaturation by the liquid organic salt ethylammonium nitrate. // Protein Sci. 2000. V.9. P.2001−2008.
  143. Dabora J. M, Sanyal C., andMiddaugh C. R. / Effect of polyanions on the refolding of human acidic fibroblast growth factor // J. Biol. Chem. 1991. V.266. P.23 637−23 640.
  144. Carlson J. D., and Yarmush M. I. / Antibody assisted protein refolding // Bio/Technology 1992. V.10. P.86−91.
  145. K.L., Hendrick J.P., Houry W.A., Hartl F. U. / In vivo observation of polypeptide flux through the bacterial chaperonin system // Cell 1997. V.90. P.491−500.
  146. Thomas J.G., AylingA., BaneyxF. / Molecular chaperones, folding catalysts, and the recoverey of active recombinant proteins from E. coli // Appl Biochem Bioiechnol 1997. V.66. P. 197−238.
  147. J., Brinkmann U., Pastan I. / Renaturation of a single-chain immunotoxin facilitated by chaperones and protein disulfide isomerase // Bio/Technology 1992. V.10. P.682−685.
  148. S., Ogawa S., Xiaohua S., Takaha Т., Fujii K., Hayashi K. / Cycloamylose as an efficient artificial chaperone for protein refolding // FEBS Lett 2000. V.486. P.131−135.
  149. S.M., Peskin C.S., Oster G.F. /What drives the translocations of proteins // Proc Natl Acad Sci USA 1992. V.89. P.3770−3774.
  150. Yoshii II., Furuta Т., Yasunishi A., Kojima, T. / Rapid renaturation of denatured and aggregated proteins using liquid paraffin as a pseudolipid bi-layer membrane//Biotechnol Bioeng 1994. V.43. P.57−63.
  151. Frank S.H., Pettee J.M., Zimmerman R.E. and Burck P.J. in: Peptides: Proceedings о f the Seventh American Peptide Chemistry Symposium 1981. P.729−738.
  152. Williams D.C., Van Frank R.M., Muth W.L. and Burnett J.P. / Cytoplasmic inclusion bodies in Escherichia coli producing biosynthetic human insulin proteins // Science. 1982. V.215(4533). P.687−903.
  153. Sung. W.L., Yau, F.L., Zahab, D. M, andNarang, S.A. / Short synthetic oligodeoxyribonucleotide leader sequences enhance accumulation of human proinsulin synthesized in Escherichia coli. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1986. V.83. P.561−565.
  154. D. J., Maskin R.B. / Expression, purification and characterization of recombinant human proinsulin // FEBS Lett. 1997. V.402. P.124−130.
  155. A.H., Миталева С. И., Неклюдов А. Д. // Биосинтез и выделение рекомбинантного белка с целью получения генно-инженерного проинсулина человека // Прикладная биохимия и микробиология 1998. т.34. № 3. с.293−299.
  156. Obermeier et al. / Process for converting preproinsulin analogs into insulins // United States Patent #4.639.333 1987.
  157. S.G. / Biosynthesis and periplasmic segregation of human proinsulin in Escherichia coli // PNAS 1981. V.78. № 2. P.5401−5405.
  158. R., Scarpulla R., Sung W. V. / Enzymatic assembly, cloning and characterization of the human proinsulin DNA // Gene 1982. V.17. № 3 P. 279−289.
  159. C.M. и др. / Инсулин человека: физико-химические свойства и получение // Антибиотики и химиотерапия 1988. т.23. № 9. с.701−708.
  160. GuoL.H., Stepien P.P., TsoJ.Y., Brousseau R., NarangS., Thomas D.Y., Wu R. / Synthesis of a human insulin gene VIII. Construction of expression vectors for fused proinsulin production in Escherichia coli // Gene 1984. V.29. №½. P.251−254.
  161. R.B. / Streamlined procedure for the production of normal and altered version of recombinant human proinsulin // Protein Expression and Purification 1999. V.15. P.308−313.
  162. Chance R .E. and Frank B. / Research, development, production, and safety of biosynthetic human insulin. // Diabetes Care Suppl. 1993. V.3.1. P.133−142.
  163. J., Jonasson P., Samuelsson E., Stahl S., Uhlen M. / Integrated production of human insulin and its C-peptide // Journal of Biotechnology 1996. V.48. P.241−250.
  164. Dai Y., Tang J.G. I Intra-A chain disulfide bond (A6−11) of insulin is essential for displaying its activity // Biochem. Mol. Biol. Int. 1994. V.33. P.1049−1053.
  165. Ю.М. Торчинский / Сера в белках // М: Наука 1977
  166. Winter J., Klappa P., Freedman R.B., Lilie H. and Rudolph R. / Catalytic activity and chaperone function of human protein disulfide isomerase are required for the efficient refolding of proinsulin // J. Biol. Chem. 2002. V.277. P.310−317.
  167. J., Neubauer P., Glockshuber R., Rudolph R. / Increased production of human proinsulin in the periplasmic space of Escherichia coli by fusion to DsbA // Journal of Biotechnology 2000. V.84. P.175−185.
  168. A.H., Миталева С. И., Неклюдов А. Д. / Биосинтез и выделение рекомбинантного белка с целью получения генно-инженерного проинсулина человека // Прикладная биохимия и микробиология 1998. т.34. № 3. с.293−299.
  169. Petrides D., SapidouE., Calandranis J. / Computer-aided process analysis and economic evaluation for biosynthetic human insulin production -a case study // Biotechnology and Bioengineering 1995. V.48. P.529−541.
  170. Chang S. G., Kim D. Y, Choi K.D., Shin J.M., Shin H. C. / Human insulin production from mini-proinsulin which has high receptor-binding activity // Biochem. J. 1998. V.329. P.631−635.
  171. A., Farina J., Llabres N. J. / Development of two highperformance liquid chromatographic methods for the analysis and characterization of insulin and its degradation products in pharmaceutical preparations. // Chromatogr. В 2000. V.749. P.25−28.
  172. BrangeJ., Havelund S., Hougaard P. / Chemical stability of insulin. 2. Formation of higher molecular weight transformation products during storage of pharmaceutical preparations. // Pharm Res. 1992. V.6. P.727−734.
  173. В. E., Вульфсон A. H. / Генно-инженерный инсулин человека. II. Эксклюзионная ВЭЖХ биотехнологических предшественников. Факторы, влияющие на разрешение и селективность // Биоорг. химия 1993. т. 19. № 2ю с.174−181.
  174. International Conference on Harmonisation of Technical Requirements for Registration of Pharmaceuticals for Human Use, Validation of Analytical Procedures: Text and Methodology (Q2(R1)), Geneva2005.
  175. Guidance for industry: Bioanalytical method validation / US Department of Health and Human Services, Food and Drug Administration, Rock-ville MD May 2001.
  176. The United States Pharmacopeia, Philadelphia PA USA 2000 (USP24) Suppl. 3.
  177. Rudolph R. et al. / Folding proteins, p. 57−99 in Creighton T.E.Protein function, a practical approach I I IRL-Press, Oxford University Press Oxford 1997.
  178. Chen J., Liu Y., LiX., Wang Y" Ding H., Ma G, Su Z. / Cooperative effects of urea and 1-arginine on protein refolding // Protein Expression and Purification 2009. V.66.1.1. P.82−90.
  179. Hamada H., Shiraki K./ L-Argininamide improves the refolding more effectively than 1-arginine // Journal of Biotechnology 2007. V.130.1.2.1. P.153−160.
  180. S. M., Panda A.K. / Solubilization and refolding of bacterial inclusion body proteins // Journal of Bioscience and Bioengineering 2005. V.99. 1.4. P.303−310.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?