Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Биоразнообразие диазотрофов почв с различной антропогенной нагрузкой

Диссертация: Биоразнообразие диазотрофов почв с различной антропогенной нагрузкой
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В последнее время особое внимание исследователей привлекают диазотрофные прокариоты экстремальных природных мест обитаний и агросистем, поскольку понимание формирования и функционирования микробных сообществ в данных биогеоценозах предстает в качестве необходимой базы для развития идей по активному регулированию процесса биологической фиксации азота в различных экосистемах. Интерес к изучению… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ, ИСПОЛЬЗОВАННЫХ В РАБОТЕ
  • ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР
  • Глава 1. Азотфпксирующие микроорганизмы
    • 1. 1. Значение биологической фиксации атмосферного азота
    • 1. 2. Азотфикаторы и сельское хозяйство
    • 1. 3. Некоторые аспекты строения и регуляции нитрогеназного комплекса
    • 1. 4. Ген ш'/Н. как молекулярный маркер для детекци и идентификации диазотрофов
  • Глава 2. Методы исследования почвенных микробных сообществ
    • 2. 1. Традиционные микробиологические методы исследования
    • 2. 2. Биохимические методы исследования
      • 2. 2. 1. Определение активности почвенных ферментов и почвенного дыхания
      • 2. 2. 2. Изучение физиологического профиля сообщества
      • 2. 2. 3. Анализ жирных кислот фосфолипидов
      • 2. 2. 4. Изучение функциональной активности микроорганизмов
    • 2. 3. Молекулярно-биологические методы исследования
      • 2. 3. 1. Методы определения содержания гуанина и цитозина
      • 2. 3. 2. ДНК реассоциация и гибридизация нуклеиновых кислот
      • 2. 3. 3. Методы, основанные на ПЦР
        • 2. 3. 3. 1. Анализ с помощью градиентного гель-электрофореза
        • 2. 3. 3. 2. Анализ на основе рестриктазной обработки ПЦР-фрагментов
        • 2. 3. 3. 3. ПЦР со специфичными праймерами
        • 2. 3. 3. 4. Методы RISA, RAPD и DAF
      • 2. 3. 4. Методы, основанные на анализе первичных последовательностей нуклеиновых кислот
        • 2. 3. 4. 1. Подход на основе анализа генов рРНК
        • 2. 3. 4. 2. Подход на основе анализа функциональных генов
      • 2. 3. 5. Факторы, влияющие на точность молекулярных исследований
        • 2. 3. 5. 1. Выделение нуклеиновых кислот
        • 2. 3. 5. 2. Ограничения полимеразной цепной реакции
        • 2. 3. 5. 3. Ограничения метода клонирования
        • 2. 3. 5. 4. Ограничения анализа ДНК-фингерпринта
        • 2. 3. 5. 5. Ограничения методов in situ гибридизации
    • 2. 4. Статистические методы анализа
  • Глава 3. Азотфиксация в болотных экосистемах
  • Глава 4. Биотехнологические растения
    • 4. 1. Производство биотехнологических растений в Мире
    • 4. 2. Роль биотехнологических растений в практике сельского хозяйства
      • 4. 2. 1. Растения, устойчивые к фитопатогенным грибам и бактериям
      • 4. 2. 2. Растения, устойчивые к насекомым-вредителям, вирусам и гербицидам
      • 4. 2. 3. Растения, противостоящие неблагоприятным воздействиям окружающей среды
    • 4. 3. Биобезопасность генетически модифицированных растений
      • 4. 3. 1. Нормативные правовые акты в области оценки биобезопасности генетически модифицированных организмов
      • 4. 3. 2. Основные виды рисков и оценка биологической опасности биотехнологических растений
      • 4. 3. 3. Мониторинг изменений в структуре микробных сообществ почв при оценке риска биотехнологических растений
  • ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
  • Глава 5. Материалы и методы исследования
    • 5. 1. Объекты исследования
    • 5. 2. Получение препаратов ДНК из почвенных образцов
    • 5. 3. Амплификация исследуемых генов
      • 5. 3. 1. Амплификация фрагментов гена 16S рРНК с использованием праймеров, специализированных для DGGE
      • 5. 3. 2. Амплификация фрагментов гена шУН
        • 5. 3. 2. 1. ПЦР с использованием универсальных праймеров
        • 5. 3. 2. 2. ПЦР с использованием специфичных для представителей рода Oscillochloris праймеров
        • 5. 3. 2. 3. ПЦР с использованием специфичных праймеров для детекции представителей метанотрофных бактерий типа
    • 5. 4. Очистка ПЦР-фрагментов
    • 5. 5. Клонирование ПЦР-фрагментов
      • 5. 5. 1. Приготовление компетентных клеток
      • 5. 5. 2. Лигирование
      • 5. 5. 3. Трансформация клеток плазмидной ДНК
      • 5. 5. 4. Выделение плазмидной ДНК
    • 5. 6. Секвенирование
    • 5. 7. Анализ полученных последовательностей
    • 5. 8. Статистический анализ
    • 5. 9. Денатурирующий градиентный гель-электрофорез
  • РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЯ
  • Глава 6. Оценка биоразнообразия дназотрофов в образце торфяной почвы естественной экосистемы верхового болота
    • 6. 1. Выделение ДНК и амплификация фрагментов гена nifil
    • 6. 2. Анализ библиотек клонов фрагментов гена niJH
    • 6. 3. Статистический анализ
    • 6. 4. Анализ диазотрофного сообщества с помощью специфичных праймеров
      • 6. 4. 1. Проверка специфичности системы праймеров для представителей рода Oscillochloris и ее применение в исследовании торфяной почвы
      • 6. 4. 2. Проверка специфичности системы праймеров для представителей родов Methylobacter и Methylomonas, и ее применение в исследовании торфяной почвы
  • Глава 7. Оценка биоразнообразия диазотрофов в образцах почв, отобранных из ризосфер контрольных и биотехнологичеекпх растений картофеля
    • 7. 1. Выделение ДНК и амплификация генов nifН и 16S рРНК
    • 7. 2. DGGE-анализ суммарного амплификата фрагментов гена 16S рРНК
    • 7. 3. Анализ клонов фрагментов гена niJH
    • 7. 4. Статистический анализ
  • Глава 8. Сравнение структур диазотрофных сообществ торфяной почвы и ризосферы картофеля
  • ВЫВОДЫ

Биоразнообразие диазотрофов почв с различной антропогенной нагрузкой (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Азот является важнейшим биогенным элементом, круговорот которого занимает особое место в системе геохимических циклов в биосфере. Несмотря на большие количества молекулярного азота в атмосфере данный элемент, как никакой другой лимитирует ресурсы питательных веществ в различных природных экосистемах, т.к. его доступность для всех живых организмов определяется деятельностью лишь ограниченного круга прокариот.

Интерес к изучению биологической фиксации азота обусловлен уникальной ролью диазотрофных сообществ в обеспечении плодородия почв, урожайности растений, а также функционирования экосистем в целом. Поэтому исследования по изучению различных аспектов азотфиксации в микробной экологии занимают высокий приоритет.

В последнее время особое внимание исследователей привлекают диазотрофные прокариоты экстремальных природных мест обитаний и агросистем, поскольку понимание формирования и функционирования микробных сообществ в данных биогеоценозах предстает в качестве необходимой базы для развития идей по активному регулированию процесса биологической фиксации азота в различных экосистемах.

С появлением молекулярно-биологических методов сфера изучения сообществ азотфиксирующих прокариот значительно расширилась, за счет возможности выявления микроорганизмов, находящихся в неактивных формах, трудно поддающихся культивированию или некультивируемых вовсе. Однако большие материальных затраты, часто сопутствующие таким исследованиям, и связанная с этим необходимость использования приемов, упрощающих молекулярный анализ, все еще не позволяют более полно подходить к изучению дизотрофньтх сообществ.

Так, одним из наиболее мощных молекулярно-биологических методов изучения микробных сообществ является анализ библиотек клонов функциональных генов, в частности генов нитрогеназного комплекса, к которым относится ген nijW. Однако в большинстве исследований при использовании данного подхода применяется либо анализ заведомо небольших выборок традиционным объемом в 100 клонов, либо стратегия скрининга клонов, основанная на рестрикции и других приемах. Такие упрощения далеко не всегда адекватно отражают реальное разнообразие микроорганизмов in situ, особенно при анализе сложных микробных сообществ. В этой связи представляется весьма ценным проведение работ, в которых метод клонирования генов нитрогеназного комплекса использовался бы без упрощающих анализ приемов. Кроме того, особый интерес представляют сопутствующие эксперименты по статистической оценке репрезентативности клональных библиотек. В настоящее время в отношении анализа функциональных генов такие работы практически отсутствуют.

Поскольку изучение биоразнообразия азотфиксирующих микроорганизмов в различных природных экосистемах относится к важнейшим задачам микробной экологии, то проведение работ по оценке внутренней структуры диазотрофных сообществ и выявлению доминирующих микробных популяций азотфиксаторов в почвах с различной антропогенной нагрузкой является очень актуальным. Несомненно, такие работы представляют ключевое звено на пути к пониманию основных закономерностей функционирования процесса азотфиксации в различных биогеоценозах.

Цель настоящей работы заключалась в проведении оценки биоразнообразия азотфиксирующих прокариот в торфяной и сельскохозяйственной почвах с помощью метода клонирования гена nifil.

Для достижения поставленной цели решали следующие задачи:

1. Оценить биоразнообразие диазотрофов в образце торфяной почвы естественной экосистемы болота «Сосвятское» с помощью метода клонирования гена nifil.

2. Оценить биоразнообразие диазотрофов в образцах почв, отобранных из ризосфер биотехнологических и контрольных растений картофеля, с помощью анализа библиотек клонов фрагментов гена nifil.

3. Сравнить структуры диазотрофных сообществ торфяной почвы и сельскохозяйственной почвы.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ, ИСПОЛЬЗОВАННЫХ В РАБОТЕ.

АТФ, АДФ — аденозинтрифосфорная/аденозиндифосфорная кислота ГМ — генетическая модицикация.

ГЦ — молярное содержание суммы гуанина и цитозина в процентах от общего количества оснований ДНК.

ДНК — дезоксирибонуклеиновая кислота иРНК, рРНК, тРНК — информационная/рибосомальная/транспортная рибонуклеиновая кислота.

ПЦР — полимеразная цепная реакция.

СТАВ — цетнлтриметиламмонийбромид, цетавлон.

ТАЕ-буфер — буфер, содержащий Трис, ацетат и ЭДТА.

Трис — триоксиметиламинометан.

ЭДТА — этилендиаминтетраацетат.

ARDRA — анализ рестрикции амплнфицированной рибосомальной ДНК.

CLPP — физиологические профили сообществ.

DAF — фингерпринтинг на основе амплификации ДНК.

DGGE — денатурирующий градиентный гель-электрофорез dNTP — дезоксинуклеозидтрифосфат.

FAME — анализа профилей метиловых эфиров жирных кислот.

IPTG — изопропил-р-0−1-тиогалактопиранозид.

OUT — оперативная таксономическая единица.

PLFA — анализ профилей жирных кислот фосфолипидов.

PR (s) — белки, связанные с патогенезом.

PVPP — поливинилполипиролидон.

RAPD — случайно амплифицированная полиморфная ДНК RFLP — анализ полиморфизма длины фрагментов рестрикции RIPs — рибосомоинактивирующие белки.

RISA — анализ полиморфизма длин участков между рибосомальными генами SDS — додецилсульфат натрия.

SSCP — полиморфизм конформаций одноцепочечных ДНК TGGE — температурный градиентный гель-электрофорез TLPs — тауматин-подобные белки.

T-RFLP — анализ полиморфизма длин терминальных фрагментов рестрикции X-Gal — 5-бром-4-хлор-3-индолил-бета-В-галактопиранозид.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

выводы.

1. Впервые исследовано биоразнообразие диазотрофов торфяной почвы с помощью анализа библиотеки фрагментов гена nijft без использования предварительного скрининга клонов.

— Показано наличие 52 сиквенсных типов диазотрофов с преимущественным преобладанием представителей класса Aiphaproteobacteria.

Установлено, что традиционного размера библиотеки в 100 клонов недостаточно для полного покрытия разнообразия диазотрофов в данной экосистеме.

2. Впервые исследована структура диазотрофных сообществ почв, отобранных из ризосфер контрольных и биотехнологических растений картофеля, с помощью анализа библиотеки клонов фрагментов гена ш/Н.

— Установлено наличие 11 сиквенсных типов диазотрофов в данной агросистеме с доминированием представителей класса Bacilli.

Показано, что одна библиотека адекватно отражает разнообразие диазотрофов в агросистеме только на уровне доминантных членов сообщества.

3. Достоверных различий в структурах диазотрофных сообществ между ризосферами биотехнологических и контрольных растений картофеля выявлено не было.

Показать весь текст

Список литературы

  1. С.Э., Панкратов Т. А., Дедыш С. Н. Бактерии рода Burkholderia как типичный компонент микробного сообщества сфагновых болот // Микробиология. -2006.-Т. 75.-№ 1.-С. 100−117.
  2. Ю.В., Демин О. В., Богачев А. В. Дыхательная защита нитрогеназного комплекса у Azutobacter vinelandii II Успехи биологической химии. 2005. — Т. 45. -С. 205−234.
  3. П., Титлянова А., Диттвалд Э., Шибарева С. Изменение элементного состава фитомассы сфагновых мхов в процессе торфообразования // Вестник ТГПУ. 2008. — Вып. 4. — С. 30−34.
  4. ., Пастернак Дж. Молекулярная биотехнология. Принципы и применение. Пер. с англ. М.: Мир, 2002. — 589 с.
  5. А.В., Добровольская Н. Г., Инишева Л. И. Структура и запасы микробной биомассы в олиготрофных торфяниках южно-таежнон подзоны Западной Сибири // Почвоведение. 2002. — № 12. — С. 1468−1473.
  6. А.В., Добровольская Т. Г., Звягинцев Д. Г. Микробиологические основы оценки торфяника как профильного почвенного тела // Вестник ТГПУ. 2008. -Вып. 4. — С. 46−53.
  7. А.В., Полянская Л. М., Добровольская Т. Г., Васильева Л. В., Чернов И. Ю., Звягинцев Д. Г. Особенности пространственного распределения и структуры микробных комплексов болотно-лесных экосистем // Почвоведение. 1993. -№ 10. — С. 78−89.
  8. М.В., Кожевин П. А. Мультисубстратное тестирование природных микробных сообществ. Учебное пособие для студентов ВУЗов. М.: МАКС Пресс, 2005.-88 с.
  9. Ю.Дорошенко Е. В., Булыгина Е. С., Спиридонова Е. М., Турова Т. П., Кравченко И. К. Выделение и характеристика азотфиксирующих бактерий рода Azospirillum из почвы сфагнового болота // Микробиология. — 2007. Т. 76. — № 1. — С. 107—115.
  10. В.Т., Мишустин Е. Н. Микробиология: учебник для вузов. 6 изд., испр. — М.: Дрофа, 2006.-444 с.
  11. Е.В., Слободова Н. В., Булыгина Е. С., Кравченко И. К., Кузнецов Б. Б. Экспресс-метод выделения ДНК из бактериальных сообществ различных почв // Микробиология. 2006. — Т.75. — С. 127−134.
  12. Т.Г. Микроорганизмы, превращающие азотсодержащие соединения торфяных почв // в кн. Микробные ценозы торфяных почв и их функционирование (под ред. Мишустина) Мн.: Наука и техника, 1983. — 181 с.
  13. В.В. Биологическая фиксация азота // Соросовский образовательный журнал, 1998. -№ 9. -С. 28−33.
  14. О.И., Лебедева Н. В., Трошина О. Ю., Родионов Ю. В. Нитрогеназная активность нитчатой фототрофноп зеленой бактерии // Микробиология. 1989. — Т. 58.-Вып. З.-С. 520−521.
  15. И.К., Дорошенко Е. В. Азотфиксирующая активность торфяной почвы верхового болота // Микробиология. 2003. — Т. 72. — № 1. — С. 111−116.
  16. Л.А. Генетическая инженерия растений: свершения и надежды // Соросовский образовательный журнал. 2000. — Т. 6. — № 10. — С. 10−17.
  17. А.И., Булыгина Е. С., Кузнецов Б. Б., Турова Т. П., Кравченко И. К., Гальченко В. Ф. Система олигонуклеотидных праймеров для амплификации генов mJH различных таксономических групп прокариот // Микробиология. 2001. — Т. 70. — С.86−91.
  18. Оценка биобезопасности генно-инженерно-модифицированных растений / Методические указания (временные). М.: Экспертный совет Минпромнауки России по вопросам биобезопасности, 2002. — 24 с.
  19. В.Н. Основы генетической инженерии. 2-е изд., перераб. и доп.: Учебник для вузов.- СПб.: Изд-во СПбГТУ, 2002. 522 с.
  20. Н.В. Изучение биоразнообразия азотфиксируюгцих прокариот кислых торфяных почв на основе анализа последовательностей генов я//Н: Автореф. дис.. .канд. биол. наук. М., 2006. — 24 с.
  21. М.М. Современное состояние и перспективы исследований микробной азотфиксации // Перспективы развития почвенной биологии. М.: Изд-во МГУ, 2001.-С. 47−56.
  22. Acosta-Martinez V., Tabatabai М.А. Enzyme activities in a limed agricultural soil // Biol. Fertil. Soils. 2000. — V. 31. — P. 85−91.
  23. Ahrenholtz I., Harms K., De Vries J., Wackernagel W. Increased Killing of Bacillus subtilis on the Hair Roots of Transgenic T4 Lysozyme-Producing Potatoes // Appl. Environ. Microbiol. 2000. — V. 66. — № 5. P. — 1862−1865.
  24. Aleem A., Isar J., Malik A. Impact of long-term application of industrial wastewater on the emergence of resistance traits in Azotobacter chroococcum isolated from rhizospheric soil //Biores. Technol. 2003, — V. 86. -№ 1. — P. 7−13.
  25. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.-H. Phylogenetic Identification and In Situ Detection of Individual Microbial Cells without Cultivation // Microbiol. Rev. 1995. -V. 59.-№ l.-P. 143−169.
  26. Barton H.A., Taylor M.R., Pace N.R. Molecular Phylogenetic Analysis of a Bacterial Community in an Oligotrophic Cave Environment // Geomicrobiol. J. 2004. — V. 21. — P.11−20.
  27. Baumgarte S., Tebbe C.C. Field studies on the environmental fate of the Cryl Ab Bt-toxin produced by transgenic maize (MONSIO) and its effect on bacterial communities in the maize rhizosphere // Mol. Ecol. 2005. — V. 14. — № 8. — P. 2539−2551.
  28. Blackwood C.B., Buyer J.S. Evaluating the physical capture method of terminal restriction fragment length polymorphism for comparison of soil microbial communities // Soil Biol. Biochem. 2007. — V. 39. — P. 590−599.
  29. Blackwood C.B., Buyer J.S. Soil Microbial Communities Associated with Bt and Non-Bt Corn in Three Soils // J. Environ. Qual. 2004. — V. 33. — № 3. — P. 832−836.
  30. B. «Breathprints» at the microbial level // ASM Am. Soc. Microbiol. News. -1989.-V. 55.-№ 10.-P. 536−539.
  31. Bossio D.A., Scow K.M. Impacts of Carbon and Flooding on Soil Microbial Communities: Phospholipid Fatty Acid Profiles and Substrate Utilization Patterns // Microb. Ecol. 1998. — V. 35. — P. 265−278.
  32. Boyd W.L. and Boyd J.W. Presence of Azotobacter Species in Polar Regions // J. Bacterid. 1962. — V. 83. — P. 429130.
  33. Breiteneder H. Thaumatin-like proteins a new family of pollen and fruit allergens // Allergy.-2004.-V. 59.-№ 5.-P. 479−481.
  34. Breza-Boruta В., Paluszak Z. Changes in population of selected bacteria in the rhizosphere of potato under different farming systems // EJPAU, Agronomy. 2003. — V. 6. — № 2. — P 1−12.
  35. Bruns A., Cypionka H., Overmann J. Cyclic AMP and Acyl Homoserine Lactones Increase the Cultivation Efficiency of Heterotrophic Bacteria from the Central Baltic Sea // Appl. Environ. Microbiol. 2002. — V. 68. -№ 8. — P. 3978−3987.
  36. Buchmann N. Biotic and abiotic factors controlling soil respiration rates in Picea abies stands 11 Soil Biol. Biochem. 2000. — V. 32. — P. 1625−1635.
  37. Buckley D.H., Schmidt T.M. The Structure of Microbial Communities in Soil and the Lasting Impact of Cultivation // Microb. Ecol. 2001. — V. 42. — P. 11−21.
  38. Burgmann H., Widmer F., von Sigler W., Zeyer J. New Molecular Screening Tools for Analysis of Free-Living Diazotrophs in Soil // Appl. Environ. Microbiol. 2004. — V. 70. № 1.-P. 240−247.
  39. Bykova S., Boeckx P., Kravchenko I., Galchenko V., van Cleemput O. Response of CH4 oxidation and methanotrophic diversity to NH4+ and CH4 mixing ratios // Biol. Fertil. Soils. 2007. — V. 43. — P. 341−348.
  40. Chin K.-J., Liesack W., Janssen H. Opitutus terrae gen. nov., sp. nov., to accommodate novel strains of the division ' Verrucomicrobia'' isolated from rice paddy soil // Intern. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. — V. 51. — P. 1965−1968.
  41. Choo Q.-C., Samian M.R., Najimudin N. Phylogeny and Characterization of Three nifR-Homologous Genes from Paenibacillus azotofixans II Appl. Environ. Microbiol. 2003. — V. 69. -№ 6. — P. 3658−3662.
  42. Church M.J., Short C.M., Jenkins B.D., Karl D.M. Zehr J.P. Temporal Patterns of Nitrogenase Gene (ni/H) Expression in the Oligotrophic North Pacific Ocean // Appl. Environ. Microbiol. 2005. — V. 71. — № 9. — P. 5362−5370.
  43. Connon S.A., Giovannoni S.J. High-Throughput Methods for Culturing Microorganisms in Very-Low-Nutrient Media Yield Diverse New Marine Isolates // Appl. Environ. Microbiol. 2002. — V. 68. — № 8. — P. 3878−3885.
  44. Cowgill S.E., Bardgett R.D., Kiezebrink D.T., Atkinson H.J. The effect of transgenic nematode resistance on non-target organisms in the potato rhizosphere // J. Appl. Ecol. -2002. V. 39. — № 6. — P. 915−923.
  45. Crosby L.D., Criddle S. Understanding Bias in Microbial Community Analysis Techniques due to rrn Operon Copy Number Heterogeneity // BioTechniques. 2003. -V. 34,-№ 4.-P. 1−9.
  46. Dixon R., Kahn D. Genetic regulation of biological nitrogen fixation // Nat. Rev. Microbiol. 2004. — V. 2. — P. 621−631.
  47. Dunfield K.E., Germida J.J. Diversity of bacterial communities in the rhizosphere and root interior of field-grown genetically modified Brassica napus II FEMS Microbiol. Ecol.-2001.-V. 38.-P. 1−9.
  48. Dunfield K.E., Germida J.J. Impact of Genetically Modified Crops on Soil- and Plant-Associated Microbial Communities // J. Environ. Qual. 2004. — V. 33. — № 3. — P. 806 815.
  49. Dunfield K.E., Germida J.J. Seasonal Changes in the Rhizosphere Microbial Communities Associated with Field-Grown Genetically Modified Canola (Brassica napus) H Appl. Environ. Microbiol. -2003. V. 69.-№ 12.-P. 7310−7318.
  50. Ferris M.J., Ward D.M. Seasonal Distributions of Dominant 16S rRNA-Defined Populations in a Hot Spring Microbial Mat Examined by Denaturing Gradient Gel Electrophoresis//Appl. Environ. Microbiol.- 1997.-V. 63.-№ 4.-P. 1375−1381.
  51. Frostegard A., Courtois S., Ramisse V., Clerc S., Bernillon D., le Gall F., Jeannin P., Nesme X., Simonet P. Quantification of Bias Related to the Extraction of DNA Directly from Soils // Appl. Environ. Microbiol. 1999. — V. 65. — № 12. — P. 5409−5420.
  52. Gabor E.M., de Vries E.J., Janssen D.B. Effcient recovery of environmental DNA for expression cloning by indirect extraction methods // FEMS Microbiol. Ecol. 2003. — V. 44.-P. 153−163.
  53. Garbeva P., van Veen J.A., van Elsas J.D. Predominant Bacillus spp. in Agricultural Soil under Different Management Regimes Detected via PCR-DGGE // Microb. Ecol. 2003. -V. 43.-P. 302−316.
  54. Gardener McSpadden B.B. Ecology of Bacillus and Paenibacillus spp. in Agricultural Systems // Phytopathology. 2004. — V. 94. — № 11. — P. 1252−1258.
  55. Garland J.L., Mills A.L. Classification and Characterization of Heterotrophic Microbial Communities on the Basis of Patterns of Community-Level Sole-Carbon-Source Utilization // Appl. Environ. Microbiol. 1991. — V. 57. — № 8. — P. 2351−2359.
  56. Green S.J., Inbar E., Michcl F.C. Jr., Hadar Y., Minz D. Succession of bacterial communities during early plant development: transition from seed to root and effect of compost amendment. // Appl. Environ. Microbiol. 2006. — V. 72. — № 6. — P. 39 753 983.
  57. Green S.J., Michel F.C. Jr., Hadar Y., Minz D. Similarity of bacterial communities in sawdust- and straw-amended cow manure composts // FEMS Microbiol. Lett. 2004. -V.233.-P. 115−123.
  58. Gregory L.G., Karakas-Sen A., Richardson D.J., Spiro S. Detection of genes for membrane-bound nitrate reductase in nitrate-respiring bacteria and in community DNA // FEMS Microbiol. Lett. 2000. — V. 183. — № 2. — P. 275−279.
  59. Gremion F., Chatzinotas A., Kaufmann K., von Sigler W., Harms H, Impacts of heavy metal contamination and phytoremediation on a microbial community during a twelvemonth microcosm experiment // FEMS Microbiol. Ecol. 2004. — V. 48. — № 2. — P. 273−283.
  60. Griffiths B.S., Geoghegan I.E., Robertson W.M. Testing genetically engineered potato, producing the lectins GNA and Con A, on non-target soil organisms and processes // J. Appl. Ecol.-2000.-V. 37.-№ l.-P. 159−170.
  61. Griffiths B.S., Ritz K., Ebblewhite N., Dobson G. Soil microbial community structure: Effects of substrate loading rates // Soil Biol. Biochem. 1998. — V. 31. — № 1. — P.145−153.
  62. Kallmann J., Quadt-ITallmann A., Miller W.G., Sikora R.A., Lindow S.E. Endophytic Colonization of Plants by the Biocontrol Agent Rhizobium etli G12 in Relation to Meloidogyne incognita Infection 11 Phytopathology. 2001. — V.91. — № 4. — P. 415−422.
  63. Hamer D.H., Thomas C.A. Molecular Cloning of DNA Fragments Produced by Restriction Endonucleases Sail and BamI // Proceedings of the National Academy of Scienccs of the United States of America. 1976. — V. 73. — № 5. — P. 1537−1541.
  64. Hartmann M., Widmer F. Community Structure Analyses Are More Sensitive to Differences in Soil Bacterial Communities than Anonymous Diversity Indices // Appl. Environ. Microbiol.-2006.-V. 72.-№ 12.-P. 7804−7812.
  65. He J., Xu Z., Hughes J. Molecular bacterial diversity of a forest soil under residue management regimes insubtropical Australia // FEMS Microbiol. Ecol. 2006. — V. 55. -P. 38−47.
  66. Hoffmann-Sommergruber К. Pathogenesis-related (PR)-proteins identified as allergens // Biochemical Society Transactions. 2002. — V. 30. — part 6. — P. 930−935.
  67. Holmes A. J., Costello A., Lidstrom M. E., Murrell J. C. Evidence that particulate methane monooxygenase and ammonia monooxygenase may be evolutionarily related // FEMS Microbiol. Lett. 1995.-V. 132.-№ 3. — P. 203−208.
  68. Hopkins D.W., MacNaughton S.J., O’Donnell A.G. A dispersion and differential centrifugation technique for representatively sampling microorganisms from soil // Soil Biol. Biochem. 1991. — V. 23. — № 3. — P. 217−225.
  69. Howard J.В., Rees D.C. Structural Basis of Biological Nitrogen Fixation // Chem. Rev. 1996. — V. 96. — P. 2965−2982.
  70. Ibekwe A.M., Papiernik S.K., Gan J., Yates S.R., Yang C.-H., Crowley D.E. Impact of Fumigants on Soil Microbial Communities // Appl. Environ. Microbiol. -2001. V. 67. — № 7. — P. 3245−3257.
  71. Igarashi R.Y., Seefeldt L.C. Nitrogen Fixation: The Mechanism of the Mo-Dependent Nitrogenase // Crit. rev. Biochem. Mol. Biol. 2003. — V. 38. — P. 351−384.
  72. Ikeda S., Ytow N., Ezura H., Minamisawa K., Fujimura T. Soil microbial community analysis in the environmental risk assessment of transgenic plants // Plant Biotechnology.- 2006a. -V. 23.-№ l.-P. 137−151.
  73. Ikenaga M., Asakawa S., Muraoka Y., Kimura M. Bacterial communities associated with nodal roots of rice plants along with the growth stages: Estimation by PCR-DGGE and sequence analyses // Soil Sci. Plant Nutr. 2003. — V. 49. — № 4. — P. 591−602.
  74. Ishii К., Fukui M., Takii S. Microbial succession during a composting process as evaluated by denaturing gradient gel electrophoresis analysis // J. Appl. Microbiol. — 2000. V. 89. — № 5. — P. 768−777.
  75. Izquierdo J.A., Nusslein K. Distribution of Extensive nijR Gene Diversity Across Physical Soil Microenvironments // Microb. Ecol. 2006. — V. 51. — № 4. — P. 441−452.
  76. James C. Global Status of Commercialized Biotech/GM Crops // IS AAA Briefs. -ISAAA: Ithaca, NY. 2005. — №. 34. — pp. 58.
  77. James C. Global Status of Commercialized Biotech/GM Crops // ISAAA Briefs. -ISAAA: Ithaca, NY. 2007. — №. 37. -pp. 23.
  78. James C. Global Status of Transgenic Crops in 1997 // ISAAA Briefs. ISAAA: Ithaca, NY. — 1997. — №. 5. — pp. 31.
  79. James J.В., Sherman T.D., Devereux R. Analysis of Bacterial Communities in Seagrass Bed Sediments by Double-Gradient Denaturing Gradient Gel Electrophoresis of PCR-Amplified 16S rRNA Genes // Microb. Ecol. 2006. — V. 52. — P. 655−661.
  80. Jenkinson D.S. The impact of humans on the nitrogen cycle, with focus on temperate arable agriculture // Plant and Soil. 2001. — V. 228. — P. 3−15.
  81. Jung S., Park S., Kim D., Kim Seung Bum. Denaturing Gradient Gel Electrophoresis Analysis of Bacterial Community Profiles in the Rliizosphere of crylAC-carrying Brassica тара subsp. pekinensis II J. Microbiol. — 2008. V. 46. — № 1. — P. 1215.
  82. Kaneko R., Kitabatake N. Structure-Sweetness Relationship in Thaumatin: Importance of Lysine Residues // Chem. Senses. 2001. — V. 26. — № 2. — P. 167−177.
  83. Kirk J.L., Beaudette L.A., Hart M., Moutoglis P., Klironomos J.N., Lee H., Trevors J.T. Methods of studying soil microbial diversity // J. Microbiol. Methods. -2004.-V. 58.-P. 169−188.
  84. Kolb S., Knief C., Stubner S., Conrad R. Quantitative Detection of Methanotrophs in Soil by Novel pmoA-Targeted Real-Time PCR Assays // Appl. Environ. Microbiol. -2003. V. 69. — № 5. — P. 2423−2429.
  85. Krsek M., Wellington E.M.H. Comparison of different methods for the isolation and purification of total community DNA from soil // J. Microbiol. Methods. 1999. -V. 39.-№ l.-P. 1−16.
  86. Kumaraswamy R., Kuenen J.G., Kleerebezem R., van Loosdrecht M.C., Muyzer G. Structure of microbial communities performing the simultaneous reduction of Fe (II)EDTA.N02″ and Fe (III)EDTA" // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2006. — V. 73. -№ 4.-P. 922−931.
  87. Kuzyakov Y., Larionova A.A. Root and rhizomicrobial respiration: A review of approaches to estimate respiration by autotrophic and heterotrophic organisms in soil // J. Plant Nutr. Soil Sci. 2005. — V. 168. — № 4. — P. 503−520.
  88. Leff L., Dana J.R., McArthur J.V., Shimkets L.J. Comparison of methods of DNA extraction from stream sediments // Appl. Environ. Microbiol. 1995. — V. 61. — № 3. -P.1141−1143.
  89. Liu В., Zeng Q., Yan F., Xu H., Xu Ch. Effects of transgenic plants on soil microorganisms // Plant and Soil. 2005. — V. 271. -№ 1−2. — P. 1−13.
  90. Lottmann J., Heuer H., Smalla K., Berg G. Influence of transgenic T4-lysozyme-producing potato plants on potentially beneficial plant-associated bacteria // FEMS Microbiol. Ecol. 1999. — V. 29. — P. 365−377.
  91. Mader P., Fliessbach A., Dubois D., Gunst L., Fried P., Niggli U. Soil Fertility and Biodiversity in Organic Farming // Science. 2002. — V. 296. — P. 1694−1697.
  92. Marschner P., Crowley D., Yang C.H. Development of specific rhizosphere bacterial communities in relation to plant species, nutrition and soil type // Plant and Soil.- 2004. — V. 261.-P. 199−208.
  93. Martinez-Toledo M.V., Gonzalez-Lopez J. de la Rubia Т., Ramos-Cormenzana A. Isolation and characterization of Azotobacter chroococcum from the roots of Zea mays I I FEMS Microbiol. Lett. 1985. — V. 31.-№ 4. — P. 197−203.
  94. Martin-Laurent F., Philippot L., Hallet S., Chaussod R., Germon J.C., Soulas G., Catroux G. DNA Extraction from Soils: Old Bias for New Microbial Diversity Analysis Methods // Appl. Environ. Microbiol. 2001. — V. 67. — № 5. — P. 2354−2359.
  95. McDonald I. R., Murrell J. C. The methanol dehydrogenase structural gene mxaF and its use as a functional gene probe for methanotrophs and methylotrophs // Appl. Environ. Microbiol. 1997. — V. 63. -№ 8. — P. 3218−3224.
  96. McDonald I.R., Radajewski S., Murrell J.C. Stable isotope probing of nucleic acids in methanotrophs and methylotrophs: A review // Organic Geochemistry. — 2005. — V. 36.-№ 5.-P. 779−787.
  97. McDonald I.R., Upton M., Hall G., Pickup R.W., Edwards C., Saunders J.R., Ritchie D.A., Murrell J.C. Molecular Ecological Analysis of Methanogens and Methanotrophs in Blanket Bog Peat // Microb. Ecol. 1999. — V. 38. — P. 225−233.
  98. Mehta M.P., Butterfield D.A., Baross J.A. Phylogenetic Diversity of Nitrogenase (ni/H) Genes in Deep-Sea and Hydrothermal Vent Environments of the Juan de Fuca Ridge // Appl. Environ. Microbiol. 2003. — V. 69. — № 2. — P. 960−970.
  99. Miller D.N., Bryant J.E., Madsen E.L., Ghiorse W.C. Evaluation and Optimization of DNA Extraction and Purification Procedures for Soil and Sediment Samples // Appl. Environ. Microbiol. 1999. -V. 65. — № 11. — P. 4715−4724.
  100. Milling A., Smalla K" Maidl F.X., Schloter M., Munch J.C. Effects of transgenic potatoes with an altered starch composition on the diversity of soil and rhizosphere bacteria and fungi // Plant and Soil. 2004. — V. 266. — № 1−2. — P. 23−39.
  101. Mohanty S.R., Bodelier P.L.E., Floris V., Conrad R. Differential effects of nitrogenous fertilizers on methane-consuming microbes in rice field and forest soils // Appl. Environ. Microbiol. 2006. — V. 72. — № 2. — P. 1346−1354.
  102. Mondini C., Insam H. Community level physiological profiling as a tool to evaluate compost maturity: a kinetic approach // Eur. J. Soil Biol. 2003. — V. 39. — P. 141−148.
  103. Morris S.A., Radajewski S., Willison T.W., Murrell J.C. Identification of the Functionally Active Methanotroph Population in a Peat Soil Microcosm by Stable-Isotope Probing // Appl. Environ. Microbiol. 2002. — V. 68. — № 3. — P. 1446−1453.
  104. Mulder C., Wouterse M., Raubuch M., Roelofs W., Rutgers M Can Transgenic Maize Affect Soil Microbial Communities? // PLoS Comput. Biol. 2006. — V. 2. — № 9. -P. 1165−1172.
  105. Muyzer G. Genetic fingerprinting of microbial communities ~ present status and future perspectives // Methods of Microbial Community Analysis. 1999. — P. 10.
  106. Muyzer G., Smalla K. Application of denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE) and temperature gradient gel electrophoresis (TGGE) in microbial ecology // Antonie van Leeuwenhoek. 1998b. — V. 73. — P. 127−141.
  107. Nannipieri P., Ascher J., Ceccherini M.T., Landi L., Pietramellara G., Renella G. Microbial diversity and soil functions // Eur. J. Soil Sci. 2003. — V. 54. — P. 655−670.
  108. Nercessian D., Upton M., Lloyd D., Edwards C. Phylogenetic analysis of peat bog methanogen populations // FEMS Microbiol. Lett. 1999. — V. 173. — P. 425−429.
  109. Nishijima Т., Toyota K., Mochizuki M. Predominant Culturable Bacillus Species in Japanese Arable Soils and Their Potential as Biocontrol Agents // Microbes Environ. -2005.-V. 20,-№ 1.-P. 61−68.
  110. Novinscak A., Surette C., Allain C., Filion M. Application of molecular technologies to monitor the microbial content of biosolids and composted biosolids // Water Sci Technol. 2008. — V. 57. — № 4. — P. 471−477.
  111. O’Callaghan M., Gerard E.M., Waipara N.W., Young S.D., Glare T.R., Barrell P.J., Conner A.J. Microbial communities of Solanum tuberosum and magainin-producing transgenic lines // Plant and Soil. 2004. — V. 266. — № 1 -2. — P. 47−56.
  112. Oger P., Mansouri H., Dessaux Y. Effect of crop rotation and soil cover on alteration of the soil microflora generated by the culture of transgenic plants producing opines // Mol. Ecol. 2000. — V. 9. — P. 881−890.
  113. Oger P., Petit A., Dessaux Y. Genetically engineered plants producing opines alter their biological environment // Nature Biotechnology. 1997. — V. 15. — P. 369−372.
  114. Ogram A., Sayler G.S., Barkay T. The extraction and purification of microbial DNA from sediments // J. Microbiol. Methods. 1987. — V. 7. — Is. 2−3. — P. 57−66.
  115. Overmann J. and Tuschak C. Phylogeny and molecular fingerprinting of green sulfur bacteria // Arch Microbiol. 1997. — V. 167. — № 5. — P. 302−309.
  116. Pace N.R. A Molecular View of Microbial Diversity and the Biosphere // Science.- 1997. V. 276. — P. 734−740.
  117. Palmer K.M., Young J.P.W. Higher Diversity of Rhizobium leguminosarum Biovar viciae Populations in Arable Soils than in Grass Soils // Appl. Environ. Microbiol.- 2000. V. 66. — № 6. — P. 2445−2450.
  118. Persley G.J., Siedow J.N. Applications of Biotechnology to Crops: Benefits and Risks // CAST, Issue Paper. 1999. -№ 12. — P. 1−8.
  119. Perucci P. Enzyme activity and microbial biomass in a field soil amended with municipal refuse // Biol. Fertil. Soils. 1992. — V. 14. — P. 54−60.
  120. Piceno Y.M., Noble P.A., Lovell C.R. Spatial and Temporal Assessment of Diazotroph Assemblage Composition in Vegetated Salt Marsh Sediments Using Denaturing Gradient Gel Electrophoresis Analysis // Microb. Ecol. 1999. — V. 38. — P. 157−167.
  121. Poly F., Ranjard L., Nazaret S., Gourbiere F., Monrozier L.J. Comparison of nifi-l Gene Pools in Soils and Soil Microenvironments with Contrasting Properties // Appl. Environ. Microbiol. 2001. — V. 67. -№ 5. — P. 2255−2262.
  122. Popova L.S. Aerobic Forms of Clostridium polymyxa from Peat Bog and Podzolic Soils // Izv, Akad. Nauk SSSR, Ser. Biol. 1961. — №. 3. — P. 98−118.
  123. Prieme A., Sitaula J.I.B., Klemedtsson A.K., Bakken L.R. Extraction of methane-oxidizing bacteria from soil particles // FEMS Microbiol. Ecol. 1996. — V. 21. — № 1. -P. 59−68.
  124. Prosser J.I. Molecular and functional diversity in soil micro-organisms // Plant and Soil. -2002. V. 244. — P. 9−17.
  125. Qiu X., Wu L., Huang H., McDonel P.E., Palumbo A.V., Tiedje J.M., Zhou J. Evaluation of PCR-Generated Chimeras, Mutations, and Heteroduplexes with 16S rRNA Gene-Based Cloning // Appl. Environ. Microbiol. 2001. — V. 67. — № 2. — P. 880−887.
  126. Radajewski S., McDonald I.R., Murrell J.C. Stable-isotope probing of nucleic acids: a window to the function of uncultured microorganisms // Current Opinion in Biotechnology. 2003. — V. 14. — P. 296−302.
  127. Rai S.N., Gaur A.C. Characterization of Azotobacter spp. and effect of Azotobacter and Azospirillum as inoculant on the yield and N-uptake of wheat crop // Plant and Soil. 1988. — V. 109. — P. 131−134.
  128. Ranjard L., Poly F., Nazaret S. Monitoring complex bacterial communities using culture-independent molecular techniques: application to soil environment // Res. Microbiol. -2000. V. 151.-P. 167−177.
  129. Reiter В., Burgmann H., Burg K., Sessitsch A. Endophytic nijH gene diversity in African sweet potato // Can. J. Microbiol. 2003. — V. 49. — № 9. — P. 549−555.
  130. Reysenbach A.-L., Giver L.J., Wickham G.S., Pace N.R. Differential Amplification of rRNA Genes by Polymerase Chain Reaction // Appl. Environ. Microbiol. 1992.-V. 58.-№ 10. — P. 3417−3418.
  131. Roose-Amsaleg C.L., Garnier-Sillam E., Harry M. Extraction and purification of microbial DNA from soil and sediment samples // Appl. Soil Ecol. 2001. — V. 18. — P. 47−60.
  132. Rosch C., Mergel A., Bothe H. Biodiversity of Denitrifying and Dinitrogen-Fixing Bacteria in an Acid Forest Soil // Appl. Environ. Microbiol. 2002. — V. 68. — № 8.-P. 3818−3829.
  133. Rotthauwe J. H., Witzel K. P., Liesack W. The ammonia monooxygenase structural gene amoA as a functional marker: molecular fine-scale analysis of natural ammonia-oxidizing populations // Appl. Environ. Microbiol. 1997. — V. 63. — № 12. -P. 4704−4712.
  134. Ryan M.G., Beverly E.L. Interpreting, measuring, and modeling soil respiration // Biogeochemistry. 2005. — V. 73. — P. 3−27.
  135. Saano A., Kaijalainen S., Lindstroem K. Inhibition of DNA immobilization to nylon membrane by soil compounds // Microbial Releases. 1993. — V. 2. — № 3. — P. 153−160.
  136. Saengkerdsub S., Anderson R.C., Wilkinson H.H., Kim W.-K., Nisbet D.J., Ricke S.C. Identification and Quantification of Methanogenic Archaea in Adult Chicken Ceca // Appl. Environ.Microbiol. 2007. — V. 73. -№ 1. — P. 353−356.
  137. Saito A., Ikeda S., Ezura H., Minamisawa K. Microbial Community Analysis of the Phytosphere Using Culture-Independent Methodologies // Microbes and Environments. 2007. — V. 22. — № 2. — P. 93−105.
  138. Sambrook J. Fritsch E. F., Maniatis T. Molecular cloning: a laboratory manual. 2 ed. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989.
  139. Saxena D., Stotzky G. Insecticidal toxin from Bacillus thuringiensis is released from roots of transgenic Bt corn in vitro and in situ II Soil Biol. Biochem. 2000. — V. 33.-№ 9.-P. 1225−1230.
  140. Schabereiter-Gurtner C., Saiz-Jimenez C., Pinar G., Lubitz W., Rolleke S. Altamira cave Paleolithic paintings harbor partly unknown bacterial communities // FEMS Microbiol. Lett. 2002a. — V. 211. — № 1. — P. 7−11.
  141. Schafer H., Muyzer G. Denaturing gradient gel electrophoresis in marine microbial ecology // Marine Microbiology. Methods in Microbiology. Ed. J.H. Paul. -London: Acad. Press., 2001. -V. 30. P. 425−468.
  142. Schmalenberger A., Tebbe C.C. Bacterial community composition in the rhizosphere of a transgenic, herbicide-resistant maize (Zea mays) and comparison to its non-transgenic cultivar Bosphore II FEMS Microbiol. Ecol. 2002. — V. 40. — № 1. — P. 29−37.
  143. Schneegurt M.A., Dore S.Y., Charles F. Kulpa Jr. Direct Extraction of DNA from Soils for Studies in Microbial Ecology // Curr. Issues Mol. Biol. 2003. — V. 5. — P. 1−8.
  144. Schwencke J., Caru M. Advances in Actinorhizal Symbiosis: Host Plant- Frankia Interactions, Biology, and Applications in Arid Land Reclamation. A Review // Arid Land Research and Management. 2001. — V. 15. — № 4. — P. 285−327.
  145. Sebastianelli A., Sen Т., Bruce I.J. Extraction of DNA from soil using nanoparticles by magnetic bioseparation // Lett Appl Microbiol. — 2008. V. 46. — № 4. -P. 488−491.
  146. Sessitsch A., Hackl E., Wenzl P., Kilian A., Kostic Т., Stralis-Pavese N., Sandjong B.T., Bodrossy L. Diagnostic microbial microarrays in soil ecology // New Phytologist. 2006. — V. 171. — P. 719−736.
  147. Sessitsch A., Kan F.Y., Pfeifer U. Diversity and community structure of culturable Bacillus spp. populations in the rhizospheres of transgenic potatoes expressing the lytic peptide cecropin В // Appl. Soil Ecol. 2003. — V. 22. — № 2. — P. 149−158.
  148. Shaffer B.T., Widmer F., Porteous L.A., Seidler R.J. Temporal and Spatial Distribution of the nifil Gene of N2 Fixing Bacteria in Forests and Clearcuts in Western Oregon // Microb. Ecol. 2000. — V. 39. — P. 12−21.
  149. Sharma S., Aneja M.K., Mayer J., Munch J.C., Schloter M. Characterization of Bacterial Community Structure in Rhizosphere Soil of Grain Legumes // Microb. Ecol. -2005a.-V. 49.-P. 407−415.
  150. Sharma S., Aneja M.K., Mayer J., Munch J.C., Schloter M. Diversity of Transcripts of Nitrite Reductase Genes (nirK and nirS) in Rhizospheres of Grain Legumes // Appl. Environ. Microbiol. 2005b. — V. 71. -No 4. — P. 2001−2007.
  151. Siciliano S.D., Germida J.J. Taxonomic diversity of bacteria associated with the roots of field-grown transgenic Brassica napus cv. Quest, compared to the non-transgenic
  152. B.napus cv. Excel and B. rapa cv. Parkland // FEMS Microbiol. Ecol. 1999. — V. 29. -№ 3. — P. 263−272.
  153. Stackebrandt E" Pukall R., Ulrichs G., Rheims H. Analysis of 16S rDNA clone libraries: Part of the big picture // Methods of Microbial Community Analysis. 1999. -P. 1−7.
  154. Steffan R.J., Goksoyr J., Bej A.K., Atlas R.M. Recovery of DNA from Soils and Sediments // Appl. Environ. Microbiol. 1988. — V. 54. — №> 12. — P. 2908−2915.
  155. Stevenson B.S., Eichorst S.A., Wertz J.T., Schmidt T.M., Breznak J.A. New Strategies for Cultivation and Detection of Previously Uncultured Microbes // Appl. Environ. Microbiol. 2004. — V. 70. — № 8. — P. 4748−4755.
  156. Steward G.F., Zehr J.P., Jellison R., Montoya J.P., Hollibaugh J.T. Vertical Distribution of Nitrogen-Fixing Phylotypes in a Meromictic, Hypersaline Lake // Microb. Ecol. 2004. — V. 47. — P. 30−40.
  157. Tebbe C.C., Vahjen W. Interference of humic acid and DNA extraction directly from soil in detection and transformation of recombinant DNA from bacteria and yeast // Appl. Environ. Microbiol. 1993. — V. 59. — № 8. — P. 2657−2665.
  158. Theron J., Cloete Т.Е. Molecular Techniques for Determining Microbial Diversity and Communiry Structure in Natural Environments // Critical Reviews in Microbiology. 2000. — V. 26. — № 1. — P. 37−57.
  159. Throback I.N., Johansson M., Rosenquist M., Pell M., Hansson M., Hallin S. Silver (Ag+) reduces denitrification and induces enrichment of novel ///УК genotypes in soil // FEMS Microbiol. Lett. 2007. — V. 270. — P. 189−194.
  160. Tolli J., King G. M. Diversity and structure of bacterial chemolithotrophic communities in pine forest and agroecosystem soils // Appl. Environ. Microbiol. 2005. -V. 71.-№ 12.-P. 8411−8418.
  161. Torsvik V., Goksoyr J., Daae L.F. High diversity in DNA of soil bacteria // Appl. Environ. Microbiol. 1990. — V. 56. — № 3. — P. 782−787.
  162. Wei X.D., Zou H.L., Chu L.M., Liao В., Ye C.M., Lan C.V. Field released transgenic papaya affects microbial communities and enzyme activities in soil // Plant Soil. 2006. — V. 285. — P. 347−358.
  163. Wei-xiang Wu, Qing-fu Ye, Hang Min, Xue-jun Duan, Wen-ming Jin. Bt-transgenic ricc straw affects the culturable microbiota and dehydrogenase and phosphatase activities in a flooded paddy soil // Soil Biol. Biochem. 2004. — V. 36. — № 2.-P. 289−295.
  164. Widmer F. Assessing Effects of Transgenic Crops on Soil Microbial Communities // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2007. — V. 107. — P. 207−234.
  165. Widmer F., Shaffer B.T., Porteous L.A., Seidler R.J. Analysis of nifH Gene Pool Complexity in Soil and Litter at a Douglas Fir Forest Site in the Oregon Cascade Mountain Range // Appl. Environ. Microbiol. 1999. — V. 65. — № 2. — P. 374−380.
  166. Woese C.R. Bacterial Evolution // Microbiological Reviews. 1987. — V. 51. — № 2.-P. 221−271.
  167. Yeager C.M., Northup D.E., Grow C.C., Barns S.M., Kuske C.R. Changes in Nitrogen-Fixing and Ammonia-Oxidizing Bacterial Communities in Soil of a Mixed Conifer Forest after Wildfire // Appl. Environ. Microbiol. 2005. — V. 71. — № 5. — P. 2713−2722.
  168. Zehr J.P., Jenkins B.D., Short S.M., Steward G.F. Nitrogenase gene diversity and microbial community structure: a cross-system comparison // Environmental Microbiology. 2003. — V. 5. — № 7. p. 539−554.
  169. Zelles L. Fatty acid patterns of phospholipids and lipopolysaccharides in the characterisation of microbial communities in soil: a review // Biol. Fertil. Soils. 1999. -V. 29.-P. 111−129.
  170. Zhou J., Bruns M.A., Tiede J.M. DNA recovery from soils for diverse composition // Appl. Environ. Microbiol. 1996. — V. 62. — № 2. — P. 316−322.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?