Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Антирестрикционный белок ArdA, кодируемый трансмиссивной плазмидой IncI группы: мутационный анализ и изучение механизма действия

Диссертация: Антирестрикционный белок ArdA, кодируемый трансмиссивной плазмидой IncI группы: мутационный анализ и изучение механизма действия
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Показано, что белок ArdA значительно более эффективно ингибирует рестрикционную, чем модификационную активность системы рестрикции-модификации 1-го типа клетки-хозяина. Предполагается, что это свойство белка ArdA может иметь важное значение для успешной адаптации немодифицированной ДНК трансмиссивной плазмиды при вхождении в новую бактериальную клетку в процессе конъюгации. При помощи топкого… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений
  • I. Введение
  • II. Литературный обзор
  • ПЛ. Трансмиссивные плазмиды
    • II. 2. Системы рестрикции-модификации ДНК у бактерий
      • 11. 2. 1. Три типа систем рестрикции-модификации
      • 11. 2. 2. Системы рестрикции-модификации 1-го типа
        • 11. 2. 2. 1. Субъединица узнавания
        • 11. 2. 2. 2. Субъединица модификации
        • 11. 2. 2. 3. Модифицирующий фермент
        • 11. 2. 2. 4. Субъединица рестрикции
        • 11. 2. 2. 5. Комплекс рестрикции-модификации 1-го типа
      • 11. 2. 3. Системы бактерий, гидролизующие специфически модифицированную ДНК
  • П.З. Системы антирестрикции
  • II. 3.1. Антирестрикционная активность бактериофагов
  • П.З.2. Антирестрикционные системы, кодируемые трансмиссивными плазмидами
  • Щ. Материалы и методы
    • III. 1. Штаммы E. coli, использованные в работе
    • 111. 2. Плазмиды и бактериофаги, использованные в работе
    • 111. 3. Среды для выращивания бактерий и фагов
      • 111. 3. 1. Жидкие среды
      • 111. 3. 2. Твердые среды
  • Ш. 4. Антибиотики, растворы солей и реактивов
    • 111. 5. Выращивание культур бактерий
    • 111. 6. Выращивание бактериофагов
    • 111. 7. Высев бактерий и бактериофагов. Опыты по изучению эффективности рестрикции
      • 111. 7. 1. Высев бактерий
      • 111. 7. 2. Высев бактериофагов
      • 111. 7. 3. Опыты по изучению эффективности рестрикции
    • 111. 8. Методы работы с плазмидной ДНК
  • III. 8.1. Выделение ДНК малых плазмид для аналитических опытов
  • Ш. 8.2. Очистка плазмид в равновесном градиенте плотности CsCl
    • 111. 8. 3. Электрофорез ДНК в агарозном геле
    • 111. 8. 4. Электроэлюция фрагментов ДНК из агарозного геля
    • 111. 8. 5. Рестрикционный аиализ плазмид
    • 111. 8. 6. Протокол клонирования фрагментов ДНК в вектор
    • 111. 9. Получение однотяжевых ДНК-матриц
  • ШЛО. Фосфорилироваиие синтетических олигонуклеотидов
    • 111. 11. Сайт-направленный мутагенез
    • II. 12. Определение нуклеотидной последовательности ДНК
  • III. 12.1.Проведение реакций секвенирования
  • Ш. 12.2.Приготовление сиквенсных гелей. Сиквенсный электрофорез
    • III. 13. Получение делеций с помощью Bal 31 нуклеазы
  • 1. П. 14. Полимеразная цепная реакция
    • III. 15. Мечение фрагмента ДНК при помощи реакции ПЦР
    • 111. 16. Идентификация белков в системе экспрессии на основе Т7 РНК полимеразы
  • ГП.17. Идентификация белков в системе экспрессии на основе
  • Т7 РНК полимеразы с включением S-Met
  • Ш. 18. Фракционирование клеточных белков
    • 111. 19. Электрофорез белков в денатурирующих условиях
  • III. 19.1.Подготовка образцов для анализа
  • Ш. 19.2.Проведение электрофореза
    • 111. 20. Замедление подвижности ДНК в геле
    • 111. 21. Измерение промоторной активности с использованием системы вектора рКК
    • 111. 22. Очистка белков при помощи аффинной хроматографии на Ni-NTA колонке
    • 111. 23. Связывание белков in vitro
    • 111. 24. Определение агрегатного состояния белка ArdA, с использованием метода гель-фильтрации
  • 1. П. 25. Ингибирование рестрикции немодифицированной
  • ДНК pBR322 in vitro
  • IV. Результаты и их обсуждение
    • IV. 1. Картирование области белка ArdA, существенной для его функционирования с помощью тонкого делеционного анализа
    • IV. 2. Идентификация аминокислотных остатков белка ArdA, которые существенны для его функционирования
    • IV. 3. Изучение взаимодействия [35Б]-меченных белка ArdA и
  • EcoKI метилтрансферазы in vitro
    • IV. 4. Определение агрегатного состояния белка ArdA в растворе
    • IV. 5. Белок ArdA блокирует способность R-M системы
  • 1-го типа связываться со специфической немодифицироваппой ДНК.92 IV.6. Белок ArdA способен ингибировать ЕсоК1-рестрикцию модифицированной ДНК in vitro
    • IV. 7. Белок ArdA более эффективно ингибирует рестрикциониую, чем модификационную активность ЕсоК1-системы in vivo
  • V. Выводы

Антирестрикционный белок ArdA, кодируемый трансмиссивной плазмидой IncI группы: мутационный анализ и изучение механизма действия (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Согласно современным представлениям, в природе между различными, в том числе и филогенетически отдаленными, группами бактерий и даже таксономическими царствами (бактерии и дрожжи, бактерии и растения) постоянно осуществляется (посредством природных векторов трансмиссивных плазмид) фундаментальный биологический процесс обмен генетической информацией, который может оказать существенное воздействие на геном бактериальной клетки. Часто эти трансмиссивные плазмиды, а следовательно и объемы кодируемой ими информации, сравнимы по размеру с бактериальной хромосомой, что нозволяет классифицировать их как дополнительные мини-хромосомы клетки. С другой стороны, нередко такие плазмиды могут функционировать как эффективные доноры или, наоборот, акцепторы важных генетических факторов (вирулентности, резистентности к антибиотикам и др.), которые способны обмениваться между геномами плазмид и бактерий с помощью специальных рекомбинационных механизмов. В этой связи большую актуальность нриобретают исследования, направленные на изучение механизмов, контролирующих эти потоки генетической информации и способных тем самым играть важную роль в регуляции скорости и эффективности прохождения процессов адаптации и, возможно, эволюции бактерий. Один из таких уже известных регуляторных механизмов может осуществляться посредством систем рестрикции-модификации. Эти системы распознают «чужую» ДНК по специфическому метилированию, играющему роль своеобразного «молекулярного паспорта», а их активность ассоциируется в настоящее время с природным механизмом «иммиграционного контроля», который, по-видимому, осуществляет контроль потока генов между различными популяциями бактерий и способствует определенной генетической изоляции между отдаленными микроорганизмами. Тем не менее, известно, что многие большие трансмиссивные плазмиды способны с высокой эффективностью осуществлять перенос своей ДНК между бактериями с различными системами рестрикции-модификации 1-го типа. Этот феномен связан с тем, что трансмиссивные плазмиды кодируют антирестрикционные белки, названные Ard (alleviation of restriction of DNA) белками. Ноказано, что белки Ard способны эффективно ингибировать активность системы рестрикции-модификации 1-го типа [1, 2]. В настоящее время известны три типа Ard белков (ArdA, ArdB и ArdC), которые классифицированы на основании сходства их аминокислотных последовательностей и кодируются плазмидами IncI, IncFV, IncN и IncW групп [2, 3]. Кроме того, в результате определения полных нуклеотидных носледовательностей различных бактериальных геномов в настоящее время обнаружено целое семейство (около 50) ArdA-нодобных белков, которые, но-видимому.широко раснространены среди бактерий и плазмид и наряду с системами рестрикциимодификации 1-го типа играют важную роль в процессах регуляции обмена генетическим материалом между бактериальными клетками. Настоящая работа посвящена мутационному анализу антирестрикционного белка ArdA, кодируемого трансмиссивной плазмидой CollbР9 группы IncI, и изучению мехапизма его действия на системы рестрикции-модификации 1-го типа.II. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР II.1. Трансмиссивные плазмиды. Плазмиды называются трансмиссивными или коныогативными, если они снособны автономно ренлицироваться в бактерии и переноситься из одной бактериальной клетки в другую в процессе коньюгации [4,5]. К «существенным» генам коньюгативных нлазмид относятся две групны генов, ответственных за репликацию плазмидной ДНК (гены области rep), и за коньюгативный перенос (гены области tra) [6]. Важнейшим свойством нлазмид является их способность к автономной ренликацни. Генетический контроль за этим процессом осуществляется нлазмидной областью гер. Плазмиды, имеющие сходные репликоны как правило обладают интенсивной нуклеотидной гомологией и в других своих областях, то есть являются генетнчески родственными. Поэтому припятая классификация плазмид оспована на сходстве их репликонов [7]. Экснернментальное сходство репликонов анализируется при помощи теста на совместимость. Известно, что плазмиды, имеющие сходный контроль репликации, несовметимы, в то время как нлазмиды с разными системами контроля репликации (репликонами) обычно совместимы. Отметим, что несовместимыми считаются нлазмиды, которые не снособны сосуществоввать в одной и той же клетке, и в ряду ноколений стабильно наследуется только одна из плазмид. Молекулярные основы механизма несовместимости, повидимому, основаны на том, что в случае сходства плазмидных репликонов система, контролирующая репликацию, «распознает» две разные плазмиды как идентичные. В этом случае реализация контроля конийности неизбежно нриводит к взаимному конкурентному ингибированию процессов репликации родственных плазмид, другими словами к ситуации их несовместимости. В клетке это состояние взаимного ингибирования является нестабильным, что в конце концов нриводит к тому, что в растущей клеточной популяции наследуется только одна из конкурирующих между собой нлазмнд. Взаимно несовместимые плазмиды объединяются в грунпы несовметимости «1пс» (Incompatibility) [8]. В семействе энтеробактерий известны около 30 различных групн несовместимости коньюгативных плазмид: FI, FII, Fill, FIV, FV, II, 12, N и т. д. [7]. Несмотря на больщое разнообразие в строении плазмидных репликонов, среди них возможно выделить два основных тина. В одном из них ключевым элементом системы является ингибирование процесса инициации ренликации нлазмиды носредством небольшой молекулы антисмысловой (anti-sense) РПК [9]. Мишенью этой РНК-ингибитора является инициирующая репликацию РНК, которая синтезируется по противоположпой нити ДНК и имеет с антисмысловой РНК общую комплементарную область, кодируемую, соответственно, общей для этих транскриптов областью ДНК. Функция РНК в инициации репликации обычно состоит либо в формировании праймера, либо в кодировании существенных для репликации белков Rep (то есть как мРНК) [10]. В обоих случаях ингибиторный эффект антисмысловой РНК обусловлен формированием РНК-РНК дуплекса между антисмысловой РНК и частично комплиментарной ей РНК-мишенью, существенной для инициации репликации. Показано, что образование этого РНК дуплекса происходит между их вторичными структурами, неспаренными щпильками [11]. В случае СоШ1 плазмид антисмысловая РНК ингибирует репликацию посредством блокирования процессинга РНК-препраймера рибонуклеазой Н [12]. Второй тип регуляции репликации плазмид основан на двух основных моментах. Первый элемент, наличие в области rep серии небольших (около 20 н.н.) повторов, способных связывать и, тем самым, обратимо инактивировать существенный для репликации белок Rep [13, 14]. Отметим, что наблюдается определенный консерватизм этого типа репликогюв в локализации ингибирующих повторов относительно генов rep и размерах белков Rep (29−39 килодальтон). Второй элемент это способность Rep белка к авторегуляции. Это свойство обычно реализуется при помощи того, что Rep белок является репрессором экспресси своего гена. Такая система регуляции, по видимому, способна более жестко и в то же время деликатно контролировать репликацию плазмид, чем в случаях, характерных для регуляции при помощи только антисмысловой РНК. Важно отметить, что репликоны, в которых сочетаются идеи регуляции при помощи антисмысловой РНК и белка-активатора, позволяют осуществить более строгий контроль копийности плазмид (1−2 копии на клетку). «Существенные» гены занимают, как правило, более 50% длины плазмиды [15]. Оставшаяся часть ДНК заполнена как «случайными» элементами (IS-элементы, транспозоны, содержащие гены устойчивости к антибиотикам, тяжелым металлам, гены вирулентности и т. д.), так и «несущественными» генами. В отличие от «случайиых» последовательностей, свободно мигрирующих от генома к геному, «несущественные» гены сохраняют свою локализацию в ДНК плазмид столь же строго, как и «существенные» гены, а нуклеотидная последовательность этих генов высоконсервативна. Однако при введении в «несущественные» гены мутаций, нарушающих их активность, основные свойства коньюгативиых плазмид ни в коей мере не изменяются, т. е. они продолжают нормально реплицироваться в клетке и переходить в другие клетки в процессе коньюгации. Именно поэтому эта группа генов и получила пазвание «несущественных» генов [15]. Область коньюгативных плазмид, в которой располагаются «несущественные» гены, называется «лидерной», так как она примыкает к участку oriT, а ее гены первыми входят в клеткуреципиент при коньюгативпом переносе (рис. 1). Участок опТ начало (origin) коньюгативной репликации расположен на границе tra-onepoiia с остальной частью плазмиды. Гены «лидерной» области, которая обычно занимает 10−15 т.н.н. и заканчивается в связи с началом области rep (вегетативная репликация плазмиды), в разных нлазмидах расположены в разном порядке, причем их присутствие необязательно. Всего в состав «лидерной» области входит примерно 8−10 открытых рамок считывания (ОРС). Однако из них определены фенотипически и изучены подробно лишь четыре гена: ard, psiB, flm (hoksok) и ssb, природа остальных ОРС остается неизвестной. Гены ard (к настоящему времени обнаружено несколько разновидностей этого гена, ardA, ardB, ardC) кодируют небольшие, очень кислые белки (140−170 аминокислотных остатков с характерным суммарным зарядом (-7…-29), и, как показано в ряде работ, являются ингибиторами клеточных рестриктаз-метилтрансфераз 1-го тина [16−20, 2]. Ген psiB кодирует небольшого размера кислый белок, который ипгибирует RecA ключевой белок рекомбинации и SOS регулона [21]. Предполагается, что белок PsiB, инактивируя RecA, тем самым способствует снижению SOS-эффекта, который сопровождает коньюгативный перенос ДНК, так как плазмидная ДНК входит в клетку-рециниент в однопитевом состоянии (рис. 1). Ген ssb ответственен за синтез белка Ssb (Single strand binding protein). Ген flm/F (hok-sok/RlOO) отвечает за синтез белка-киллера, убивающего беснлазмидную (точнее, потерявшую коньюгативную плазмиду) клетку, и следовательно, способствует стабилизации состояния клетки с нлазмидой [22, 23]. Механизм летального действия продуктов этих генов на клетку основан на принципе «токсин-антитоксин» белоктоксин убивает клетку, антитоксин нейтрализует действие токсина [24]. В настоящее время известны два различных типа постсегрегационных киллерных систем, кодируемых генами коньюгативных плазмид: 1) антитоксин-белок, 2) антитоксин-антисмысловая РНК [22,23, 24−26]. Система flm (hok-sok) относится ко второй группе: ген sok определяет синтез короткой и нестабильной антисмысловой РНК (антитоксин) гена hok, ответственного за синтез стабильного белка-токсина Нок. II.2. Системы рестрикции-модификации ДНК у бактерий. Феномен рестрикции-модификации был открыт Бертани (Beertrani) и Вейгл (Weigle) более сорока лет назад в онытах с бактериофагами Р2 и X [27]. Они обнаружили, что 10 эффективность роста бактериофагов, выращенных на штаммах Е. соИ С и К-12, сильно отличалась при высеве фагов на штамм Е. соИ К-12, но не на щтамм Е. соИ Молекулярнобиологическое объяснение этому удивительному эффекту было дано позднее в опытах Арбером (Arber) с сотрудниками [28, 29]. ДОНОР РЕЦИПИЕНТ ДНК геликаза РНК праймер Ssb белок ТгаС прайм аза Tral релаксаза ДНК полимераза Рис. 1. Схема коньюгативного переноса плазмидной ДНК из клетки-донора в клеткуреципиента. Белок Tral, обладающий активностью релаксазы/геликазы, осуществляет oriTспецифичное разрезание одной цепи ДНК. Затем белок Tral, ковалентно связанный с 5 концом в oriT сайте, осуществляет транслокацию (геликазная активность) одной нити ДНК из клетки донора в клетку реципиепта. 3-конец в «ник-сайте» реплицируется по механизму RC (rolling circle) в клетке-донора. Раскручивание ДНК в донорной клетке осуществляется посредством ДНК геликазы. Белок ТгаС праймаза (119 кДа) сопровождает переносимую нить в реципиентную-клетку и генерирует праймеры для прерывистого синтеза комлементарной нити. Было показано, что ДНК фагов, выращенных на бактериях Е. coli С, разрушается в клетках Е. соН К-12 посредством особой эндонуклеазы, узнающей специфические сайты в ДНК и 11 деградирующей ДНК, если эти сайты специфически немодифицированы. В клетках Е. соИ К-12 присутствует также модифицирующая активность, которая защищает свою ДНК от действия эндоиуклеазы, в то время как в клетках Е. соИ С обе активности (рестрикция и модификация) отсутствуют (рис. 2). е.о.р.=1 Рис. 2. Феномен рестрикции и модификации. Штамм Е. соИ К-12 продуцирует EcoKI R-M систему 1-го типа, тогда как в щтамме Е. соЫ С данная система отсутствует. Фаг А, (.С), выращенный на клетках Е. соИ С, не защищен от рестрикции системой EcoKI и, следовательно, эффективностью посева (е.о.р) этого фага на штамме Е. coli К-12 составляет 2×10″, Эффективность посева (е.о.р) фага А, определялась как величина отношения титра фага на соответствующем рестрицирующем Е. coli К-12 (или нерестрицирующем Е. соИ С) штамме к титру фага на нерестрицирующем штамме Е. coli Присутствие модифицированной ДНК указано штриховкой. II.2.1. Три типа систем рестрикции-модификации. Системы рестрикции-модификации довольно широко распространены среди бактерий и

V. выводы

1. При помощи топкого делеционного картирования антирестрикционного белка ArdA локализована его минимальная область (мини-ArdA), существенная для его функционирования. Эта область локализована в С-коицевой части белка ArdA и состоит из 77 аминокислотных остатков (с 90-го по 166 аминокислотный остаток включительно).

2. При помощи сайт-направленного мутагенеза белка ArdA идентифицирован С-концевой участок антирестрикционного белка ArdA, содержащий аминокислотный остаток Phel64, который, по-видимому, играет ключевую роль в функционировании белка ArdA in vivo. Показано, что ароматические аминокислотные остатки Туг91 и Phel42, локализованные в мини-ArdA области, также существенны для активности белка ArdA in vivo.

3. Показано, что в основе антирестрикционного действия белка ArdA лежит его способность блокировать взаимодействие комплекса рестрикции-модификации 1-го типа со специфической немодифицированной ДНК.

4. В опытах in vitro показано, что аминокислотный остаток Phel64 белка ArdA играет ключевую роль во взаимодействии белка ArdA с комплексом рестрикции-модификации 1-го типа и его замена на аланин приводит к полной потере способности белка ArdA блокировать взаимодействие комплекса со специфической ДНК и ингибировать специфическую рестрикционную активность комплекса в отношении немодифицированной ДНК.

5. Показано, что белок ArdA значительно более эффективно ингибирует рестрикционную, чем модификационную активность системы рестрикции-модификации 1-го типа клетки-хозяина. Предполагается, что это свойство белка ArdA может иметь важное значение для успешной адаптации немодифицированной ДНК трансмиссивной плазмиды при вхождении в новую бактериальную клетку в процессе конъюгации.

Показать весь текст

Список литературы

  1. , В. M. (2002) Plasmid promiscuity: meteeng the challenge of DNA immigration control. Envir. Microbiol. 4,495−500.
  2. Lanka, E., Wilkins, В. M. (1995) DNA processing reactions in bacterial conjugation. Annu. Rev. Biochem., 64,141−169
  3. Frost, L. S., Ippen-Ihler, K., Skurray, R. A. (1994) Analysis of the sequence and gene products of the transfer region of the F sex factor. Microbiol. Rev., 58(2), 162−210.
  4. Couturier, M., Bex, F., Bergquist, P. L. and Maas, W. K. (1988) Identification and classification of bacterial plasmids. Microbiol. Rev., 52,375−395.
  5. , R. P. (1987) Plasmid incompatibility. Microbiol. Rev., 51, 381−39
  6. , J. (1984) Control of ColEl plasmid replication: the process of binding of RNA1 to the primer transcript. Cell, 38, 861−870
  7. Lacatena, R. M. and Cesareni, G. (1981) Base pairing of RNA1 with its complementary sequence in the primer precursor inhibits ColEl replication. Nature (London), 294, 623−626.
  8. Lacatena, R. M. and Cesareni, G. (1983) Interaction between RNA1 and the primer precursor in the regulation of ColEl replication. J. Mol. Biol, 170, 635−650.
  9. Itoh, T. and Tomizawa, J. (1980) Formation of an RNA primer for initiation and replication of ColEl DNA by ribonuclease H. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 77,2450−2454
  10. , J. R. (1984) Regulation of plasmid replication. Microbiol. Rev., 48(1), 1−23.
  11. Thomas, С. M., Cross, M. A., Hussain, A. K. and Smith, C. A. (1984) Analysis of copy number control elements in the region of the vegetative replication origin of the broad host range plasmid RK2. EMBOJ., 3, 57−63
  12. , Г. Б. (2000) Аитирестрикция. Молекуляр. биология., 34, 854−862.
  13. Delver, E. P., Kotova, V. U., Zavilgelsky, G. B. and Belogurov, A. A. (1991) Nucleotide sequence of the gene (ard) encoding the antirestriction protein of plasmid ColIb-P9. J. Bacteriol., 173, 5887−5892.
  14. Belogurov, A. A., Delver, E. P., Rodzevich, О. V. (1992) IncN plasmid pKMlOl and Incll plasmid ColIb-P9 encode homologous antirestriction proteins in their leading regions. J. Bacteriol., 174, 5079−5085.
  15. Belogurov, A. A., Delver, E. P., Rodzevich, О. V. (1993) Plasmid pKMlOl encodes two nonhomologous antirestriction proteins (ArdA and ArdB) whose expression is controlled by homologous regulatory sequences. J. Bacteriol., 175,4843−4850.
  16. Г. Б., Бакалов Т. А., Дужий Д. Е., Котова В. 10. (1994) Ген arcl, кодирующий ингибитор рестрикции модификации 1-го типа, присутствует в коныогативиых плазмидах FII, В/О и К-групп несовместимости. Генетика, 30,1582−1592.
  17. , P. М., Wilkins, В. М. (1995) Distribution of the ardA family of antirestriction genes on conjugative plasmids. Microbiology, 141, 2157−2164.
  18. Gerdes, K., Poulsen, L. K, Thisted, Т., Nielsen, A. K, Martinussen, J., Andreasen, P. H. (1990) The hok killer gene family in gram-negative bacteria. New Biol., 2, 946−956.
  19. Gerdes, K., Gultyaev, A. P., Franch, Т., Pedersen, K., Mikkelsen, N. D. (1997) Antisense RNA-regulated programmed cell death. Annu. Rev. Genet., 31, 1−31.
  20. , R. В., Gerdes, K. (1995) Programmed cell death in bacteria: proteic plasmid stabilization systems. Mol. Microbiol., 17, 205−210.
  21. Franch, Т., Petersen, M., Wagner, E. G., Jacobsen, J. P., Gerdes, K. (1999) Antisense RNA regulation in prokaryotes: rapid RNA/RNA interaction facilitated by a general U-turn loop structure. J. Mol. Biol., 294(5), 1115−1125.
  22. , K. (2000) Toxin-antitoxin modules may regulate synthesis of macromolecules during nutritional stress. J. Bacteriol., 182, 561−572.
  23. Bertani, G., Weigle, J. J. (1953) Host-controlled variation in bacterial viruses. J. Bacteriol., 66,113−121
  24. , W. (1968) Host controlled restriction and modification of bacteriophage. Symp. Soc. Gen. Microbiol., 18,296−314.
  25. Arber, W. and Dussoix, D. (1962) Host specificity of DNA produced by Escherichia coli. I. Host controlled modification of bacteriophage lambda. J. Mol. Biol., 5,18−36.
  26. Bickle, Т. A. and Kruger, D. H. (1993) Biology of DNA restriction. Microbiol. Rev. 57, 434−450.
  27. Modrich, P. and Roberts, R. J. (1982) Type П restriction and modification enzymes. In Nucleases (Linn, S. M. and Roberts, R. J., eds.), pp.109−154, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y.
  28. Meisel, A., Mackeldanz, P., Bickle, T. A., Kruger, D. V. and Schroeder, C. (1995) Type III restriction endonucleases translocate DNA in a reaction driven by recognition site-specific ATP hydrolysis. EMBOJ., 14,2958−2966
  29. Meisel, A., Bickle, T. A., Kruger, D. H., Schroeder, C. (1992) Type III restriction enzymes need two inversely oriented recognition sites for DNA cleavage. Nature, 355,467 469
  30. Janscak, P., Mac Williams, M. P., Sandmeier, U., Nagaraja, V. and Bickle, T. A. (1999) DNA translocation blockage, a general mechanism of cleavage site selection by type I restriction enzymes. EMBOJ., 18, 2638−2647
  31. , N. E. (2002) Immigration control of DNA in bacteria: self versus non-self. Microbiology, 148, 3−20.
  32. Kulik, E. M. and Bickle, T. A. (1996) Regulation of the activity of the type 1С EcoR124I restriction enzyme. J. Mol. Biol., 264, 891−906
  33. , E. A. (1992) Organization and function of the mcrBC genes of Escherichia coli K-12. Mol. Microbiol., 6, 1079−1086.
  34. Gough, J. A. and Murray, N. E. (1983) Sequence diversity among related genes for recognition of specific targets in DNA molecules. J. Mol. Biol., 166,1−19
  35. Murray, N. E., Gough, J. A., Suri, B. and Bickle, T. A. (1982) Structural homologies among type I restriction-modification systems. EMBO. J., 1, 535−539.
  36. , N. E. (2000) Type I Restriction Systems: Sophisticated Molecular Machines (a Legacy of Bertani and Weigle). Microbiol, and Mol. Biol. Rev., 64, 412−434.
  37. Cowan, G. M., Gann, A. A. and Murray, N. E. (1989) Conservation of complex DNA recognition domains between families of restriction enzymes. Cell, 56,103−109.
  38. , G. G. (1994) A symmetrical model for the domain structure of type I DNA methyltransferases. J. Mol. Biol., 243,1−5.
  39. , P. (1985) Evidence for a repeating domain in type I restriction enzymes. EMBO J., 4,1351−1355.
  40. Kannan, P., Cowan, G. M., Daniel, A. S., Gann, A. A. and Murray, N. E. (1989) Conservation of organization in the specificity polypeptides of two families of type I restriction enzymes. J. Mol. Biol., 209, 335−344.
  41. Abadjieva, A., Patel, J., Webb, M., Zinkevich, V. and Firman, K. (1993) A deletion mutant of the type 1С restriction endonuclease EcoR124I expressing a novel DNA specificity. Nucleic Acids Res., 21,4435−4443.
  42. Thorpe, P. H., Ternent, D. and Murray, N. E. (1997) The specificity of StySKl, a type I restriction enzyme, implies a structure with rotational symmetry. Nucleic Acids Res., 25, 16 941 700.
  43. Janscak, P. and Bickle, T. A. (1998) The DNA recognition subunit of the type IB restriction-modification enzyme EcoAI tolerates circular permutations of its polypeptide chain. J. Mol. Biol., 284, 937−948
  44. Weiserova, M. and Firman, K. (1998) Isolation of a non-classical mutant of the DNA recognition subunit of the type I restriction endonuclease R. EcoR124I. Biol. Chem. 379, 585−589.
  45. Sturrock, S. S. and Dryden, D. T. F. (1997) A prediction of the amino acids and structures involved in DNA recognition by type I DNA restriction and modification enzymes. Nucleic Acids Res., 25,3408−3414.
  46. O’Neill, M., Dryden, D. T. F. and Murray, N. E. (1998) Localization of a protein-DNA interface by random mutagenesis. EMBOJ., 17, 7118−7127.
  47. , M. (1998) Investigation of de novo methylation activity in mutants of the EcoKI methyltransferase. Ph.D. thesis. University of Edinburgh, Scotland.
  48. Kusiak, M., Price, C., Rice, D. and Hornby, D. P. (1992) The HsdS polypeptide of the type 1С restriction enzyme EcoR124 is a sequence-specific DNA-binding protein. Mol. Microbiol., 6, 3251−3256.
  49. Mernagh, D. R., Reynolds, L. A. and Kneale, G. G. (1997) DNA binding and subunit interactions in the type I methyltransferase M. EcoR124I. Nucleic Acids Res., 25, 987−991.
  50. Meselson, M. and Yuan, R. (1968) DNA restriction enzyme from E. coli. Nature, 217, 1110−1114.
  51. Buhler, R. and Yuan, R. (1978) Characterization of a restriction enzyme from Escherichia coli К carrying a mutation in the modification subunit. J. Biol. Chem., 41,459−472
  52. Loenen, W. A., Daniel, A. S., Braymer, H. D. and Murray, N. E. (1987) Organization and sequence of the hsd genes of Escherichia coli K-12. J. Mol. Biol., 198,159−170.
  53. , X. (1995) Structure and function of DNA methyltransferases. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct., 24, 293−318
  54. Sharp, P. M., Kelleher, J. E., Daniel, A. S., Cowan, G. M. and Murray, N. E. (1992) Roles of selection and recombination in the evolution of type I restriction-modification systems in enterobacteria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89,9836−9840.
  55. Willcock, D. F., Dryden, D. T. F. and Murray, N. E. (1994) A mutational analysis of the two motifs common to adenine methyltransferases. EMBOJ., 13, 3902−3908.
  56. Dryden, D. T. F., Sturrock, S. S. and Winter, M. (1995) Structural modeling of a type I DNA methyltransferase. Nat. Struct. Biol., 2, 632−635
  57. Cooper, L. P. and Dryden, D. T. F. (1994) The domains of a type I DNA methyltransferase: interactions and role in recognition of DNA methylation. J. Mol. Biol., 236, 1011−1021.
  58. Klimasauskas, S., Kumar S., R. J. Roberts and Cheng X. (1994) Hhal methyltransferase flips its target base out of the DNA helix. Cell, 76, 357−369.
  59. Roberts, R. J. and Cheng, X. (1998) Base flipping. Annu. Rev. Biochem., 67,181−198
  60. Suri, B. and Bickle, T. A. (1985) EcoA: the first member of a new family of type I restriction modification systems. Gene organization and enzymatic activities. J. Mol. Biol., 186, 77−85.
  61. Taylor, I., Patel, J., Firman, K. and Kneale, G. (1992) Purification and biochemical characterisation of the EcoR124 type I modification methylase. Nucleic Acids Res., 20,179−186.
  62. Suri, В., Nagaraja, V. and Bickle, T. A. (1994) Bacterial DNA modification. Curr. Top. Microbiol. Immunol., 180,1−9.
  63. Taylor, I., Watts, D. and Kneale, G. (1993) Substrate recognition and selectivity in the type 1С DNA modification methylase M. EcoR124I. Nucleic Acids Res., 21,4929−4935.
  64. Loenen, W. A. and Murray, N. E. (1986) Modification enhancement by the restriction alleviation protein (Ral) of bacteriophage lambda. J. Mol. Biol., 190,11−22.
  65. Powell, L. M., Dryden, D. T. F., Willcock, D. F., Pain, R. H. and Murray, N. E. (1993) DNA recognition by the EcoKI methyltransferase: the influence of DNA methylation and the cofactor S-adenosyl-L-methionine. J. Mol. Bio., 234,60−71.
  66. Velankar, S. S., Soultanas, P., Dillingham, M. S., Subramanya, H. S. and Wigley, D. B. (1999) Crystal structures of complexes of PcrA DNA helicase with a DNA substrate indicate an inchworm mechanism. Cell, 97, 75−84
  67. Hall, M. C. and Matson, S. W. (1999) Helicase motifs: the engine that powers DNA unwinding. Mol Microbiol., 34, 867−877.
  68. Davies, G. P., Powell, L. M., Webb, J. L., Cooper, L. P. and Murray, N. E. (1998) EcoKI with an amino acids substitution in any one of seven DEAD-box motifs has impaired ATPase and endonuclease activities. Nucleic Acids Res., 26,4828−4836
  69. Davies, G. P., Martin, I., Sturrock, S. S., Cronshaw, A., Murray, N. E. and Dryden, D. T. F. (1999) On the structure and operation of type I DNA restriction enzymes. J. Mol. Biol. 290, 565 579
  70. Bird, L. E., Subramanya, H. S. and Wigle, D. B. (1998) Helicases: a unifying structural theme? Curr. Opin. Sruct. Biol., 8,14−18
  71. Janscak, P., Sandmeier U. and Bickle T. A. (1999) Single amino acid substitutions in the HsdR subunit of the type IB restriction enzyme EcoAI uncouple the DNA translocation and DNA cleavage activities of the enzyme. Nucleic Acids Res., 27,2638−2643.
  72. Powell, L. M., Dryden, D. T. F. and Murray, N. E. (1998) Sequence-specific DNA binding by EcoKI, a type IA DNA restriction enzyme. J. Mol. Biol., 283, 963−976.
  73. Piekarowicz, A., Goguen, J. D. and Skrzypek, E. (1985) The EcoDXXl restriction and modification system of Escherichia coli ET7: purification, subunit structure and properties of the restriction endonuclease. Eur. J. Biochem. 152, 387−393
  74. Burckhardt, J., Weisemann, J. and Yuan, R. (1981) Characterization of the DNA methylase activity of the restriction enzyme from Escherichia coli K. J. Biol. Chem. 256,4024−4032.
  75. Chen, A., Powell, L. M., Dryden, D. T. F., Murray, N. E. and Brown, T. (1995) Tyrosine 27 of the specificity polypeptide of EcoKI can be UV crosslinked to a bromodeoxyuridine-substituted DNA target sequence. Nucleic Acids Res., 23,1177−1183
  76. Mernagh, D. R., Taylor, I. A. and Kneale, G. G. (1998) Interaction of the type I methyltransferase M. EcoR124I with modified DNA substrates: sequence discrimination and base flipping. Biochem. J., 336, 719−725.
  77. Makovets, S., Doronina, V. A. and Murray, N. E. (1999) Regulation of endonuclease activity by proteolysis prevents breakage of unmodified bacterial chromosomes by type I restriction enzymes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 9757−9762.
  78. Davies, G. P., Kemp, P., Molineux, I. J and Murray, N. E. (1999). The DNA translocation and ATPase activities of restriction-deficient mutants of EcoKI. J. Mol. Biol., 292, 787−796.
  79. Garcia, L. R. and Molineux, I. J. (1999) Translocation and specific cleavage of bacteriophage T7 DNA in vivo by EcoKI. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96,12 430−12 435.
  80. Horiuchi, K. and Zinder, N. D. (1972) Cleavage of bacteriophage fl DNA by the restriction enzyme of Escherichia coli B. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 69, 3220−3224.
  81. Yuan, R., Hamilton, D. L. and Burckhardt, J. (1980) DNA translocation by the restriction enzyme from E. coli K. Cell, 20,237−244.
  82. Studier, F. W. and Bandyopadhyay, P. K. (1988) Model for how type I restriction enzymes select cleavage sites in DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 85,4677−4681.
  83. Ellis, D. J., Dryden, D. T. F., Berge, Т., Edwardson, J. M. and Henderson, R. M. (1999) Direct observation of DNA translocation and cleavage by the EcoK endonuclease using atomic force microscopy. Nat. Struct. Biol., 6,15−17.
  84. Szczelkun, M. D., Dillingham, M. S., Janscak, P., Firman, K. and Halford, S. E. (1996) Repercussions of DNA tracking by the type 1С restriction endonuclease EcoR124I on linear, circular and catenated substrates. EMBOJ., 15, 6335−6347.
  85. Janscak, P. and Bickle, T. A. (2000) DNA supercoiling during ATP-dependent DNA translocation by the type I restriction enzyme EcoAI. J. Mol. Biol., 295,1089−1099.
  86. Dryden, D. T. F., Cooper, L. P. Thorpe, P. H. and Byron, O. (1997) The in vitro assembly of the EcoKI type I DNA restriction/modification enzyme and its in vivo implications. Biochemistry, 36,1065−1076.
  87. Prakash-Cheng, A. and Ryu, J. (1993) Delayed expression of in vivo restriction activity following conjugal transfer of Escherichia coli hsdK (restriction-modification) genes. J. Bacteriol., 175,4905−4906.
  88. Janscak, P., Dryden, D. T. F. and Firman, K. (1998) Analysis of the subunit assembly of the type 1С restriction-modification enzyme EcoR124I. Nucleic Acids Res., 26,4439−4445.
  89. Prakash-Cheng, A., Chung, S. S. and Ryu, J. (1993) The expression and regulation of hsdK genes after conjugative transfer. Mol. Gen. Genet. 241,491−196.
  90. , S. (1999) Regulation by proteolysis: developmental switches. Curr. Opin. Microbiol., 2,142−147
  91. Makovets, S., Titheradge, A. J. B. and Murray, N. E. (1998) ClpX and ClpP are essential for the efficient acquisition of genes specifying type IA and IB restriction systems. Mol. Microbiol., 28,25−35.
  92. Thorns, B. and Wackernagel, W. (1984) Genetic control of damage-inducible restriction alleviation in Escherichia coli К12: an SOS function not repressed by I ex A. Mol. Gen. Genet. 197, 297−303.
  93. Raleigh, E. A. and Wilson, G. (1986) Escherichia coli K-12 restricts DNA containing 5-methylcytosine. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 83, 9070−9074.
  94. Raleigh, E. A., Trimarchi, R. and Revel, H. (1989) Genetic and physical mapping of the mcrA (rglA) and mcrB (rglB) loci of Escherichia coli K-12. Genetics, 122, 279−296.
  95. Kelleher, J. E. and Raleigh, E. A. (1991) A novel activity in Escherichia coli K-12 that directs restrition of DNA modified at GC dinucleotides. J. Bacteriol., 173, 5220−5223.
  96. Kruger, D. H., Bickle, T. A. (1983) Bacteriophage survival: multiple mechanisms for avoiding the deoxyribonucleic acid restriction systems of their hosts. Microbiol Rev., 47(3), 34 560.
  97. , S. (1980) Specificity of the bacteriophage Mu mom+ -controlled DNA modification. J. Virol., 34(1), 277−279.
  98. Hattman, S., Ives, J., Margolin, W., Howe, M. M. (1985) Regulation and expression of the bacteriophage mu mom gene: mapping of the transactivation (dad) function to the С region. Gene, 39(1), 71−76
  99. King, G., Murray, N. E. (1995) Modification enhancement and restriction alleviation by bacteriophage lambda. Gene, 157, 225.
  100. Studier, F.W., Movva, N.R. (1976) SAMase gene of bacteriophage T3 is responsible for overcoming host restriction. J. Virol., 19(1), 136−145.
  101. Walkinshaw, M. D., Taylor, P., Sturrock, S. S, Atansiu, C., Berge, Т., Henderson, R. M., Edwardson, J. M. and Dryden, D. T. F. (2002) Structure of Ocr from bacteriophage T7, a protein that mimics B-form DNA. Mol. Cell, 9,187−194
  102. Iida, S., Hiestand-Nauer, R., Sandmeier, H., Lehnherr, H., Arber, W. (1998) Accessory genes in the darA operon of bacteriophage PI affect antirestriction function, generalized transduction, head morphogenesis and host cell lysis. Virology, 251,49−58.
  103. Kim, В. С., Kim, К, Park, Е. Н., Lim, С. J. (1997) Nucleotide sequence and revised map location of the am gene from bacteriophage T4. Mol. Cell, 7(5), 694−696.
  104. В. Ю., Завильгельский Г. Б., Белогуров А. А. (1988) Ослабление рестрикции 1-го типа в присутствии плазмид группы IncI. Общая характеристика и молекулярное клонирование гена ard. Молекуляр. Биология, 22,270−276.
  105. Bates, S., Roscoe, R. A., Althorpe, N. J., Brammar, W. J, Wilkins, В. M. (1999) Expression of leading region genes on Incll plasmid ColIb-P9: genetic evidence for single-stranded DNA transcription. Microbiology, 145,2655−62
  106. Masai, H., Arai, K. (1997) Frpo: A Novel single-stranded DNA promoter for transcription and for primer RNA synthesis of DNA replication. Cell, 89, 897−907.
  107. Yanisch-Perron, C., Viera, J. and Messing, J. (1985) Improved M13 phage cloning vectors and host strains: nucleotide sequences of M13mpl8 and pUC19 vectors. Gene, 33, 103−119
  108. Studier, F. W., Rosenberg, A. H., Dunn, J. J. and Dubendorff, J. W. (1991) Use of T7 RNA polymerase to direct expression of cloned genes. Methods Enzimol., 185, 60−89.
  109. Technical manual of Promega «Altered Sites II in vitro Mutagenesis System», США, (1999)
  110. Belogurov, A. A., Yussifov, T. N., Kotova, V. U. and Zavilgelsky, G. B. (1985) The novel gene (s) ard of plasmid pKMlOl: alleviation of EcoK restriction. Mol. Gen. Genet. 198, 509−513.
  111. , A. C., Cohen S. N. (1978) Construction and characterization of amplifiable multicopy DNA cloning vehicles derived from the pl5A cryptic miniplasmid. J. Bacteriol., 134, 1141−1156.
  112. Дж. Эксперименты в молекулярной генетике: Пер. с англ. М.: Мир, 1976.
  113. М. Бактериофаги: Пер. с англ. М.: Изд-во иностр. лит., 1961.
  114. Birnboim, Н.С. and Doly, J. (1979) A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA. Nucleic Acids Res., 7, 1513−1523.
  115. Silhavy, T. J, Berman, M.L. and Enquist, L.W. (1984) Experiments with gene fusions. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y.
  116. Sambrook, J., Fritsch, E. F. and Maniatis, T. (1989) Molecular cloning: a laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y.
  117. Technical manual of Fermentas «Reader™ DNA Sequencing Kit», (2002)
  118. A.C. (1988) Простая система клонирования в фаге М13 и секвинирования ДНК с терминаторами. Молекуляр. Биология, 22,1164−1196
  119. Atanasiu, С., Byron, О., McMiken, Н., Sturrock, S. S. and Dryden, D. Т. F. (2001) Haracterization of the structure of ocr, the gene 0.3 protein of bacteriophage T7. Nucleic Acids Res. 29,3059−3068.
  120. Atanasiu, C" Su, T.-J., Sturrock, S. S. and Dryden, D. T. F. (2002) Interaction of the ocr gene 0.3 protein of bacteriophage T7 with EcoKI restriction/modification enzyme. Nucl. Acids Res. 30,3936−3944
  121. Tork, M. R. and Dryden, D. T. F. (2005) The biology of restriction and anti-restriction. Curr. Opin. Microbiol. 8,466−472
  122. , W. V. (1975) Chloramphenicol acetyltransferase from chloramphenicol-resistant bacteria. Methods Enzymol., 43, 737−755.
  123. , А. Т., Brammar, W. J. and Wilkins, В. M. (2003) Plasmid R16 ArdA protein preferentially targets restriction activity of the type I restriction-modification system EcoKI. J. Bacteriol 185, 2022−2025
  124. Г. Б., Летучая Т. А., Расторгуев С. М. (2004) Антирестрикционная активность белка ArdA, кодируемого трансмиссивной Incll плазмидой R64. Молекул. Биология, 38 (5), 901−906
  125. Delver, Е. P. and Belogurov, А. А. (1997) Organization of the leading region of IncN plasmid pKMlOl (R46): a regulation controlled by CUP sequence elements. J. Mol. Biol. 271, 1330
  126. , M. Т., Eperon, I. С., Wilkins, В. M. and Brammar, W. J. (2004) The activity of a single-stranded promoter of plasmid ColIb-P9 depends on its secondary structure. Mol. Microbiol. 53,405−417
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?