Применение плоскостной хроматографии в фитохимическом анализе

Государственное бюджетное образовательное учреждение высшего профессионального образования

«Воронежский государственный медицинский университет имени Н.Н. Бурденко»

Минздрава России Фармацевтический факультет Кафедра организации фармацевтического дела, клинической фармации и фармакогнозии Применение плоскостной хроматографии в фитохимическом анализе Курсовая работа по фармакогнозии Воронеж 2015

Введение

Метод плоскостной хроматографии в настоящее время широко используется в различных областях науки и техники. Плоскостная хроматография включает в себя тонкослойную и бумажную хроматографию.

Рассмотрим для начала методы и особенности тонкослойной хроматографии, а затем перейдём к бумажной хроматографии и проведём сравнительный анализ этих двух методов.

Метод тонкослойной хроматографии (ТСХ) нашёл широкое применение и получил развитие вследствие ряда его преимуществ: быстрота выполнения анализа, относительная простота метода, экономичность и универсальность. Метод используют для разделения и анализа микроколичеств веществ разнообразного происхождения, определения примесей с органических соединениях, качественной и количественной оценки примесей в продуктах пищевой и химической промышленности.

Возникнув первоначально как качественный метод, хроматография в тонких слоях начинает с успехом использоваться для полуколичественного и количественного определения и анализа органических соединений.

Тонкослойная хроматография или, как её часто называют, метод хроматографии в тонком слое адсорбента к настоящему времени получила всеобщее признание. Тонкослойную хроматографию с успехом применяют в различных областях органической, аналитической и биологической химии для анализа примесей в различных технических смесях и материалах, в фармацевтической и нефтеперерабатывающей промышленности, технологии пластических масс, сельском хозяйстве.

Метод тонкослойной хроматографии был предложен в 1938 г. Н. А. Измайловым и М. С. Шрайбер для разделения и анализа в тонком слое окиси алюминия некоторых алкалоидов из экстракта лекарственных растений. Потребовалось, однако, ещё более двадцати лет, прежде чем этот метод получил всеобщее признание. С выходом в свет работы Шталя начинается новый этап в развитии хроматографии в тонких слоях. Тонкослойная хроматография становится одним из основных методов органической химии для анализа самых разнообразных органических соединений .

Хроматография на бумаге оказалась исключительно ценным способом исследования весьма малых количеств многих органических веществ, особенно в области биологической химии. Применение этого способа для разделения аминокислот, содержащихся в продуктах гидролиза белков, для изучения состава различных природных веществ и т. п. дало такие результаты, которые невозможно было получить каким-либо иным путём.

Глава 1. Тонкослойная хроматография Тонкослойная хроматография (ТСХ) — один из наиболее широко используемых хроматографических методов — имеет огромное значение для быстрого качественного анализа смесей, контроля реакций и определения рабочих параметров, которые следует использовать в препаративной колоночной хроматографии.

1.1 Общее описание Разделение производят на плоской пластинке, покрытой тонким слоем сорбента — силикагелем или оксидом алюминия (рис. 1).

Рис. 1 Тонкослойная хроматография.

Разделяемую смесь, растворенную в соответствующем растворителе, наносят в виде капель на пластинку и после испарения растворителя помещают пластинку в проявительную камеру, в которую налито немного растворителя. Растворитель поднимается по слою сорбента под действием капиллярных сил. При этом различные соединения, находящиеся в смеси, поднимаются с разными скоростями в зависимости от их сродства к сорбенту. По достижении растворителем верхнего слоя сорбента соединения в идеальном случае должны полностью разделиться. Процесс разделения — это одна из форм жидкостно-адсорбционнй хроматографии.

1.2 ТСХ-пластинки и сорбенты Пластинки для ТСХ состоят из подложки обычно стекла, а иногда пластмассы или толстой алюминиевой фольги, на которую нанесен тонкий слой сорбента толщиной примерно 0,25 мм. Сорбентом обычно служит либо силикагель, либо оксид алюминия с размером частиц до 10 — 30 мкм, к которым добавлено связующее (до 10% гипса или крахмала), обеспечивающее прочность слоя. Пластинки бывают двух основных типов: многоразового использования и одноразовые.

Пластинки многоразового использования изготавливают из толстого стекла, на которое при помощи специального оборудования наносят сорбент, а затем после использования пластинки счищают его для повторного покрытия. Пластинки бывают разных размеров от 20 Х 5 см до дешевых пластинок, сделанных из микроскопных стекол (75 Х 25 мм), пригодных для контроля реакций. В учебных лабораториях обычно используют пластинки с заранее нанесенным слоем.

Одноразовые пластинки поставляются различными изготовителями с готовым слоем сорбента, нанесенным на основу из тонкого стекла, пластмассовую пластинку или алюминиевую фольгу. Особенно удобны пластинки последних двух типов, так как большие листы легко разрезать ножницами на полоски нужного размера.

Одноразовые пластинки дают лучшее разрешение, чем пластинки многоразового использования. Причем для большинства разделений вполне достаточна пластинка высотой 5 см. При работе с ними отрезают полоску размером 5 Х 20 см, проводят карандашом слабую линию на расстоянии 5 мм от длинной нижней кромки, чтобы указать, уда наносить капли образца, и затем нарезают куски соответствующего размера.

Готовые пластинки имеют определенную активность, обычно от II до III степени; их следует хранить над силикагелем.

1.3 Нанесение образца Образец обычно наносят с помощью капилляра в виде 1 — 2%-ного раствора в летучем растворителе типа дихлорметана или эфира (избегайте полярных растворителей, например этанола); раствор удобнее всего готовить в маленьком пузырьке. Капилляр для нанесения капель легко сделать из капилляра для определения температуры плавления; для этого среднюю часть капилляра помещают в пламя горелки, а затем осторожно растягивают и ломают в месте растяжения.

Место нанесения капель в зависимости от размера пластинки должно быть на расстоянии 1 см от нижнего края на больших (5 Х 20 см) пластинках и около 5 мм на маленьких одноразовых пластинках. Важно также наносить капли достаточно далеко от нижнего края, чтобы они не погружались в проявляющий растворитель.

1.4 Проявление хроматограммы Меры безопасности. В этой операции обычно используют летучие легковоспламеняющиеся растворители, поэтому ее нужно проводить вдали от источников возгорания предпочтительно в вытяжном шкафу.

Хроматограмму проявляют погружением нижнего края пластинки в проявляющий растворитель в сосуде соответствующего размера. Большие пластинки проявляют в специальных камерах (20 Х 5 см), а маленькие — в широкогорлых бутылях с завинчивающимися крышками. Камеру изнутри следует частично выложить фильтровальной бумагой, которая погружалась бы в растворитель, чтобы создать атмосферу, насыщенную парами растворителя, и свести к минимуму испарение с пластинки. При проявлении хроматограммы сначала залейте в банку столько растворителя, чтобы пятно образца оказалось над его поверхностью, а затем опустите в банку пластинку, стараясь расположить ее вертикально.

Это легко проделать с большими пластинками, но с маленькими легкими одно разовыми пластинками необходимо обращаться с большей осторожностью, используя щипцы или пинцет, для опускания и вынимания их из камеры. На время проявления камера должна оставаться закрытой. Когда фронт растворителя поднимется почти до верха пластинки, выньте ее из камеры и сразу же карандашом или шпателем отметьте положение фронта растворителя. Высушите пластинку в вытяжном шкафу.

1.5 Просмотр хроматограммы Если соединения в образце окрашены, то после проявления их легко различить визуально, однако для бесцветных соединений требуется какой-либо метод визуализации.

Наиболее употребительный метод — введение в слой сорбента неорганического флуоресцентного агента (0,5%). В продаже имеются такие одноразовые пластинки. При освещении такой пластинки УФ-лампой (254 нм) сорбент начинает светиться бледно-зелёным или голубым светом, а органические соединения, которые гасят флуоресценцию, выделяются в виде темных пятен.

Меры безопасности. Хотя специальные УФ-лампы для ТСХ имеют низкую мощность их все же следует вмонтировать в смотровой бокс или колпак, чтобы защитить глаза наблюдателя от УФ-излучения и чтобы дневной свет не попадал в камеру.

Еще один распространенный метод состоит в использовании склянки с иодом. (В качестве склянки можно использовать эксикатор или другую емкость с плотно притертой крышкой). Она представляет собой емкость такого же размера, как и камера для проявления, куда помещено несколько кристалликов иода.

Если сухую проявленную пластинку поместить в камеру на несколько минут, пары иода растворяются в органических пятнах, окрашивая их в коричневый цвет, до тех пор, пока вся пластинка не потемнеет.

Какой бы метод не использовался для визуализации, положение пятен для проведения дальнейших измерений необходимо пометить карандашом или шпателем .

Необходимо отметить, что, хотя описанные выше методы в целом довольно эффективны, одни соединения «проявляются» сильнее, другие слабее, а некоторые иногда не видны совсем. Поэтому не принимайте относительную яркость пятен даже в качестве грубой характеристики относительных концентраций в смеси.

Имеется целый ряд реагентов, нанесение которых из пульверизатора на пластинку после проявления хроматограммы, окрашивает соединения определенных классов в различные цвета.

1.6 Использование ТСХ в качественном анализе При конкретном наборе условий (сорбент и растворитель) характеристикой соединения является значение Rf. Таким образом, идентичность значения Rf «подлинного» образца (вещества сравнения) дает полное основание считать, что они одинаковы (см. предостережение ниже). Поскольку сорбенты различны, а состав смеси растворителей трудно воспроизвести точно, необходимо доказать, что значения Rf одинаковы. Для этого хроматографируют смесь и вещество, сравнивая рядом друг с другом на одной и той же пластинке, или добавляют небольшое количество вещества сравнения к отдельной пробе смеси, чтобы удостовериться в точном совпадении пятен.

ВНИМАНИЕ! Идентичность хроматографического поведения даже на разных сорбентах с различными растворителями нельзя рассматривать как абсолютное доказательство структурной идентичности. Изучаемое соединение необходимо выделить методом препаративной хроматографии и затем идентифицировать, например, методом ИКС или ЯМР.

1.7 Выбор проявляющего растворителя (подвижной фазы) Высота, на которую поднимается по пластинке пятно соединения, зависит от сродства последнего к сорбенту и силы (полярности) проявляющего растворителя (см. табл.1).

Полярные соединения (спирты, кетоны и.т.п.) сорбируются сильно и поэтому плохо продвигаются при использовании слабых проявляющих растворителей типа гексана, тогда как неполярный углеводород типа нафталина хорошо поднимается по пластинке. Наилучший растворитель приходится находить методом проб и ошибок. Силу растворителя легче всего регулировать, используя смеси сильного и слабого растворителей. Обычно начинают с 1:1-смеси эфира (сильный растворитель) с гексаном или (60 / 80 петролейным эфиром) (слабый растворитель) и затем соответственно меняют соотношение. Очевидно, что, если чистый эфир не способен поднять «пятна» вверх по пластинке, необходимо перейти к более «сильному» растворителю. (Табл. 1)

Таблица 1. Сила некоторых растворителей для хроматографии*

* Приведены значения для хроматографирования на оксиде алюминия, но аналогичный порядок наблюдается и для силикагеля.

В случаях когда разделению препятствует сильное перекрывание двух пятен, даже если они хорошо поднимаются по пластинке (Rf 0,6 — 0,9), можно попытаться улучшить разделение двумя путями: 1) изменением химической природы проявляющего растворителя при сохранении его силы (это изменит значение k' - коэффициент распределения и следовательно, б — коэффициент разделения — или 2) изменением природы неподвижной фазы, например заменой оксида алюминия на силикагель и наоборот. На практике при наличии разных пластинок последний путь часто является более эффективным и быстрым.

В случаях, когда смесь содержит несколько полярных и неполярных соединений, может потребоваться двукратное проявление. Сначала смесь проявляют в слабом растворителе для отделения неполярных соединений (полярные остаются на старте), а затем в более сильном растворителе для отделения полярных соединений (неполярные при этом сходятся вместе у фронта растворителя).

1.8 Препаративная тонкослойная хроматография Препаративная ТСХ представляет собой пропорционально увеличенный вид аналитической ТСХ, позволяющий проводить разделение в препаративном масштабе. Используемые в ней пластинки (рис. 2) больше, чем аналитические (обычно 20 Х 20 см), и покрыты более толстым слоем сорбента (толщиной 0,5 или 1 мм). Пластинка такого размера пригодна для разделения до 100−150 мг в смеси в зависимости от трудности разделения.

Рис. 2. Препаративная химия Раствор образца наносится в виде полосы вдоль нижней кромки пластинки. Его можно наносить в виде перекрывающихся капель (с помощью пипетки или шприца) или в виде непрерывной линии (с помощью усечённой пастеровской пипетки с ватным тампоном) (рис. 3)

Рис. 3. Нанесение раствора образца на пластинку для препаративной ТСХ.

В обоих методах нанесения требуется направляющее приспособление, приподнятое над поверхностью сорбента. Для нанесения узкой однородной полосы необходима особая тщательность. Если предстоит большой объем работы по препаративной ТСХ, то желательно пользоваться механическим приспособлением для нанесения полос. Оно имеет каретку для перемещения шприца вдоль пластинки, которая автоматически распределяет раствор по ходу передвижения. Чтобы получить узкую полоску, лучше всего нанести несколько тонких полосок одна поверх другой, давая каждой высохнуть перед нанесением последующей.

После проявления пластинки компоненты обычно обнаруживают УФ-методом. Реагенты для опрыскивания и иод разрушили бы образец, поэтому отмечают движение полос, затем соскребают сорбент с пластинки.

Затем соединения извлекают, помещая соскобленный сорбент в стеклянную воронку Шота и добавляя соответствующий растворитель, обычно дихлорметан или этилацетат в зависимости от полярности соединения.

Глава 2. Хроматография на бумаге

2.1 «Бумажная» хроматография При бумажной хроматографии неподвижной жидкой фазой служит вода, адсорбируемая волокнами бумаги в количестве до 20%, ил другой полярный растворитель; в качестве подвижной фазы чаще всего применяют бутиловый спирт, коллидин, фенол, крезолы. Носителем служит хорошая фильтрованная бумага, достаточно однородная по толщине и плотности.

Для разделения смеси способом бумажной хроматографии каплю исследуемого раствора наносят на полоску фильтрованной бумаги шириной 15−20 мм и длиной 300−500 мм на расстоянии 20−30 мм от конца. Конец полоски погружают в соответствующий органический растворитель, предварительно насыщенной водой, а весь прибор помещают в герметическую камеру, атмосфера в которой насыщена парами органического растворителя и воды. Движение растворителя вдоль полоски бумаги, происходящее вследствие капиллярных сил, обеспечивает проявление хроматограммы, причем отдельные зоны перемещаются с различной скоростью.

2.2 Двумерная хроматография на бумаге Еще более точные результаты получаются при помощи так называемой двухмерной хроматографии на бумаге. Для этого варианта применяют не полоски фильтрованной бумаги, а прямоугольники размером примерно 400Х500 мм. Каплю исследуемого раствора наносят вблизи одной из вершин прямоугольника, а Хроматограмму проявляют дважды различными растворителями, например фенолом и коллидином, сперва одним растворителем, а затем, после поворота на 90?, -другим.

2.3 Методы проявления хроматограмм Восходящая хроматография. Бумага погружается нижним концом в подвижную фазу. Подъём жидкости происходит под действием капиллярных сил.

«+» Прибор прост, возможна количественная оценка результатов;

«-» Сила тяжести и капиллярные силы действуют в противоположных направлениях; скорость всасывания после подъема до 20 см сильно падает. Применима для веществ, имеющих достаточно большие различия в значениях Rf

Нисходящая хроматография. Бумага погружается в подвижную фазу верхним концом. Стекание жидкости происходит под действием силы тяжести.

«+» — быстрое прохождение подвижной фазы; отсутствие ограничения длины пробега пятен (проточная хроматограмма); возможно разделение веществ с незначительно отличающимися значениями Rf и количественная оценка результатов.

«-» — Прибор сложнее, чем для восходящей хроматографии.

Рис. 5. Нисходящая хроматография Радиально-горизонтальная хроматография. Подвижная фаза непрерывно наносится в центр круглого листа бумаги.

«+» — Быстрое выполнение, зоны узки и резко очерчены; большая полнота разделения, чем для первых методов.

«-» — Возможна только качественная оценка результатов; применение «свидетелей» возможно только лишь при так называемом «секретном методе» (т.е. при делении бумаги на секторы).

2.4 Приготовление подвижной фазы

Ниже описан простейший случай хроматографии на бумаге — восходящая хроматография с водой в качестве восходящей фазы.

Компоненты выбранной системы растворителей смешивают в указанном соотношении в делительной воронке. Две несмешивающиеся фазы доводят при помощи встряхивания до взаимного насыщения; в качестве подвижной фазы выступает органическая.

2.5 Нанесение вещества

Из бумаги определенного сорта вырезают полоску, размер которой соответствует размерам применяемого для хроматографии цилиндра. На расстоянии 3 см от нижнего края карандашом наносят маркировочную линию. На этой линии через 2 — 2,5 см друг от друга и от краев полоски помечают точки старта. Специальной пипеткой наносят каждую точку старта; при этом образуются пятна около 1 см в диаметре. Затем растворителю дают испариться.

тонкослойный хроматография растворитель бумага

2.6 Проявление

На дно цилиндра наливают подвижную фазу и подвешивают полоску бумаги. Оставляют ее так висеть в течение ночи, а затем нижний край полоски погружают на 0,5 см в подвижную фазу. После того как растворитель поднимется на 20 — 25 см, полоску вынимают, отмечают карандашом положение фронта растворителя и Хроматограмму высушивают.

Глава 3. Примеры применения плоскостной хроматографии в фитохимическом анализе

3.1 Фитохимическое исследование сырья Рыжика озимого С целью предварительной оценки компонентного состава надземной части рыжика озимого были проведены качественные реакции, в результате которых в траве, плодах и семенах рыжика были обнаружены флавоноиды. Качественные реакции с реактивом Драгендорфа, раствором танина, фосфорно-молибденовой и пикриновой кислот не дали осадков, что свидетельствует об отсутствии алкалоидов в надземной части рыжика. Как известно, для обнаружения кумаринов в растениях используются лактонные свойства кумаринов, их способность давать окрашенные растворы со специальными реактивами, а также флуоресцировать при ультрафиолетовом освещении. Для проведения качественных реакций получали извлечение из сырья 96% этиловым спиртом в соотношении 1:10 путем кипячения на водяной бане в течение 15−20 мин с обратным холодильником. С профильтрованным извлечением провели качественные реакции. В результате эксперимента мы обнаружили некоторые аналитические эффекты, поэтому предполагаем присутствие кумаринов в надземной части рыжика в следовых количествах. Проведенные качественные реакции на сапонины с водно-спиртовыми извлечениями из надземной части рыжика озимого дали отрицательный результат. В ходе выполнения эксперимента визуально было установлено наличие полисахаридов (слизей) в семенах рыжика, которые локализованы в клетках эпидермиса семян. С целью подтверждения их наличия, а также оценки количественного содержания были проведены соответствующие исследования. С использованием методик, установлено, что содержание полисахаридов в семенах рыжика составляет от 20,50±0,92% до 22,68±0,98%. 63 Для более детального анализа содержания БАВ в надземной части рыжика использовались такие методы анализа, как ТСХ, спектрофотометрия. Сравнительное ТСХ-исследование надземных органов рыжика озимого. Оценка качественного состава компонентов сырья рыжика озимого проводилась методом тонкослойной хроматографии (ТСХ). Исследовались водноспиртовые извлечения стеблей, листьев, плодов, семян рыжика. При этом в качестве оптимального экстрагента был выбран 50% спирт этиловый. На хроматограмме обнаруживается три вещества, в том числе в виде доминирующего пятна желто-оранжевого цвета с величиной Rf около 0,4, а также другие пятна. На основе результатов хроматографического исследования органов надземной части растения (стебли, листья, цветки, плоды, семена) выявлено присутствие флавоноидов, в частности, нарциссина, как характерного доминирующего компонента, во всех сравниваемых органах, а также еще трех веществ флавоноидной природы. Ввиду того, что доминирующий флавоноид нарциссин содержится во всех органах надземной части, в качестве сырья как источника флавоноидов целесообразно применение травы рыжика, т. е. всей его надземной части, в том числе плодов. Так как основным сырьем рыжика являются семена, дальнейшие исследования были направлены на изучение их химического состава. Для качественного определения флавоноидов в семенах рыжика озимого предложен метод тонкослойной хроматографии, УФ-спектроскопии. В ходе разработки методики качественного анализа семян рыжика были проведены исследования по подбору оптимальных условий хроматографирования, позволяющих эффективно разделить и идентифицировать доминирующие БАС — нарциссин, изорамнетин, никотифлорин, кемпферол. В результате проведенных опытов с различными хроматографическими системами, содержащими в различных соотношениях хлороформ, этанол, воду, было установлено, что наиболее четкое разделение компонентов удается достичь в системе растворителей хлороформ — спирт этиловый — вода (26:16:3). При просмотре хроматограммы в УФ-свете при длине волны 254 нм обнаруживаются пятна с фиолетовой флуоресценцией на уровне пятен растворов нарциссина (величина Rf около 0,4), изорамнетина, никотифлорина (величина Rf около 0,45). Хроматограмму проявляли щелочным раствором диазобензолсульфокислоты (ДСК), затем хроматографические пластинки нагревали при температуре 100−105 оС в течение 2−3 мин в сушильном шкафу. В 71 результате обнаруживались пятно желто-оранжевого цвета с величиной Rf около 0,4 — нарциссин .

Методика качественного ТСХ-анализа семян рыжика озимого. В колбу со шлифом вместимостью 50 мл помещают около 1 г (точная навеска) измельченного сырья (пробу сырья измельчают до размера частиц, проходящих сквозь сито с отверстиями диаметром 1 мм), приливают 50 мл спирта этилового 50% и взвешивают на тарирных весах с точностью до ±0,01. Колбу с содержимым присоединяют к обратному холодильнику и нагревают на кипящей 72 водяной бане в течение 1 ч. После охлаждения колбу взвешивают, доводят ее содержимое спиртом 50% до первоначальной массы, перемешивают и фильтруют через бумажный фильтр (красная полоса). На линию старта пластинки «Сорбфил ПТСХ-АФ-А-УФ» микропипеткой наносят 0,02 мл извлечения и 0,02 мл 0,1% раствора нарциссина в виде пятен диаметром около 5 мм. Пластинку с нанесенными пробами помещают в камеру со смесью растворителей: хлороформ — спирт этиловый — вода (26:14:3) и хроматографируют восходящим способом. Когда фронт растворителей пройдет около 8 см, пластинку вынимают из камеры, сушат на воздухе в течение 10 мин и просматривают в УФ-свете. При просмотре хроматограммы в УФ-свете при длине волны 254 ннм обнаруживается пятно фиолетового цвета на уровне пятна нарциссина с величиной Rf около 0,4; допускается наличие других пятен. Затем пластинку опрыскивают раствором диазобензолсульфокислоты и помещают в сушильный шкаф на 2 мин при 100−105 оС. При этом на уровне пятна нарциссина обнаруживается доминирующее пятно желто-оранжевого цвета с величиной Rf около 0,4 (нарциссин); допускается наличие других пятен. Примечание: 1. Подготовка пластинок. Пластинки «Сорбфил ПТСХ-АФ-А-УФ» разрезают поперек линий накатки на 3 части размером 10×5 см и перед использованием активируют в сушильном шкафу при 100−105 оС в течение 1 ч. 2. Приготовление раствора диазобензолсульфокислоты. 0,01 г диазобензолсульфокислоты (ГФ Х, стр. 876) растворяют в 10 мл 10% раствора натрия карбоната. Раствор используют свежеприготовленным.

3.2 Определение качественного состава биологически активных веществ в листьях Калины В настоящее время актуальным является комплексное использование различных частей лекарственных растений. Объектом изучения было выбрано растение калина обыкновенная (Viburnum Opulus L., семейство жимолостные — Caprifoliaceae). Калина давно используется в качестве лекарственного растительного сырья. О лечебном значении калины имеются сведения в древних травниках (XVI в.), в которых ей приписываются ценные целебные свойства: улучшает работу сердца, оказывает мочегонное действие, полезна при неврозах, сосудистых спазмах и гипертонии. В настоящее время в качестве лекарственного растительного сырья используются такие части растения, как кора и плоды. Кора содержит дубильные вещества пирокатехиновой группы (около 2%), флобафены, флавоноиды, иридоиды, гликозид вибурнин, кроме того, калины кора накапливает достаточно большое количество липофильных веществ. При этом в состав омыляемой части входят органические кислоты — муравьиная, уксусная, изовалериановая, каприновая и др. В состав неомыляемой — фитостеролин, фитостерин, тритерпеновые сапонины (около 6%). Так же, в калины коре содержатся хлорогеновая, неохлорогеновая, кофейная, урсоловая и олеаноловая кислоты, соли валериановой и каприловой кислот, витамины, сахара. Калины кора улучшает функции желудка, кишечника, понижает кровяное давление, оказывает противоспазматическое, успокаивающее, кровоостанавливающее, противовоспалительное, антисептическое действие, тонизирует, повышает трудоспособность. Кора оказывает сосудосуживающее действие, связанное с гликозидом вибурнином, находящимся в коре растения. Как кровоостанавливающее и противовоспалительное средство препараты из калины коры применяют при геморрое и заболеваниях желудочно-кишечного тракта. Калины плоды содержат сахара (до 32%), пектиновые вещества, фитостерины, аминокислоты, танниды (3%), каротиноиды, витамины Р, К, каротиноиды, дубильные вещества (до 3%), аскорбиновую кислоту, антоцианы, изовалериановую и уксусную кислоты, жирное масло. Плоды назначают как общеукрепляющее средство, в особенности для выздоравливающих больных, их применяют при кожных заболеваниях, отеках сердечного и почечного происхождения, при гипертонической болезни, гастритах, и заболеваниях печени. Калины плоды усиливают работу сердца, оказывают вяжущее, антисептическое, кровоостанавливающее, желчегонное, мочегонное действие, понижают кровяное давление, ускоряют заживление ран, язв. Цветки и плоды используют для лечения гипертонии, одышки, склероза, туберкулеза легких, злокачественных опухолей, болезней почек. Отвар из корней помогает от бессонницы. Представляется интересным исследование калины листьев в качестве потенциального источника биологи чески активных веществ. В качестве объекта исследования использовали листья калины обыкновенной. Листья высушивали на воздухе при температуре 22±2С в хорошо проветриваемом помещении, исключая попадания прямых солнечных лучей. Проводили определение качественного и количественного состава биологически активных веществ, содержащихся в калины листьях. Для определения качественного состава биологически активных веществ использовали метод цветных реакций и тонкослойной хроматографии. Тонкослойную хроматографию проводили в тонком слое сорбента на пластинах ЇSorbfil? в системе растворителей бутанол — ледяная уксусная кислота — вода в соотношении 4:1:5. Длина пробега фронта составила 105 мм. На хроматограмму наносили извлечения, полученные на основе воды очищенной и спирта этилового 40%. Полученные хроматограммы проявляли двумя способами — в парах аммиака и 2% раствором нингидрина в спирте.

3.3 Идентификация дубильных веществ из клубней Георгины простой Род георгина (Dahlia Cav.) относится к семейству сложноцветных (Asteraceae). Георгина простая или однорядная (Dahlia single L.) — сорт георгины разнообразной (Dahlia variabilis), который длительно культивируется в Ставропольском крае и широко используется для озеленения парков и садов. Объектом исследования служили воздушно-сухие измельч? нные клубни георгины простой. Из литературных источников известно, что клубни георгины богаты инулином (до 43%), низкомолекулярными полифруктанами (20−22%), содержат фитин (смесь кальциевых и магниевых солей различных инозитфосфорных кислот), алкалоид тригонеллин, ванилин (0,01%). Однако данные о комплексном изучении химического состава данного объекта достаточно скудны. Целью данного исследования являлось установление дубильных веществ клубней георгины простой. Дубильные вещества, как и другие фенольные соединения, образуют окрашенные комплексы с солями тяжелых металлов, вступают в реакции сочетания с диазониевыми соединениями, дают осадки с высокомолекулярными веществами. Для проведения качественных реакций из растительного сырья готовили водное извлечение. Приготовление извлечения: 1 г измельченного растительного сырья заливают 100 мл воды. Нагревают на водяной бане в течение 20−30 мин, процеживают через вату и полученное извлечение используют для проведения соответствующих качественных реакций. В результате проведения качественных реакций установлено, что при взаимодействии с 1% раствором желатина появлялась муть, исчезающая от избытка реактива; с 1% раствором хинина гидрохлорида возникал аморфный осадок; с 1% раствором антипирина — аморфный осадок; с раствором железоаммониевых квасцов (ЖАК) — ч? рно-зел?ное окрашивание (конденсированные дубильные вещества) и осадок; при добавлении смеси кислоты хлороводородной и 40% раствора формальдегида после кипячения образовался осадок (конденсированные дубильные вещества), осадок отфильтровывали и к фильтрату добавляли раствор ЖАК и кристаллический свинца ацетат, фиолетовое окрашивание не образовалось (предположительно гидролизуемые дубильные вещества отсутствуют); при добавлении 10% раствора кислоты уксусной, 10% раствора средней соли свинца ацетата не образовался осадок (предположительно гидролизуемые дубильные вещества отсутствуют); в извлечение прибавляли натрия нитрат и 0,1 М кислоты хлороводородной — бурое окрашивание (конденсированные дубильные вещества). На основании провед? нных качественных реакций можно сделать предположение, что в клубнях георгины простой содержится конденсированная группа дубильных веществ и отсутствует гидролизуемая группа. Для идентификации дубильных веществ из клубней георгины простой получали спиртовое (95% спирт этиловый) и водное извлечения, проводили бумажную хроматографию на бумаге марки ЇFiltrak? и тонкослой- 8 Фармакогностическое и ботаническое изучение лекарственных растений ную хроматографию на пластинках ЇSilufol?. В качестве стандартных образцов использовали СО эпикатехина (конденсированные дубильные вещества), СО танина и СО галловой кислоты (гидролизуемые дубильные вещества). Разделение осуществляли в системах растворителей н-бутанол — уксусная кислота — вода (4:1:5) и (4:1:2), 15% и 60% уксусная кислота. Обнаружение зон веществ на хроматограмме проводили в УФ свете, с последующей обработкой 1% раствором железоаммониевых квасцов или 1% раствором ванилина в концентрированной кислоте хлороводородной. В ходе исследований по идентификации дубильных веществ выявлена лучшая разделяющая способность ТСХ в системе растворителей БУВ (4:1:5). Водное извлечение из клубней георгины простой разделилось на 4 пятна, спиртовое извлечение из клубней георгины простой — на 5 пятен. После хроматографического анализа спиртового и водного извлечения из клубней георгины простой выявили пятно со сходными характеристиками: в водном извлечении — пятно № 3, в спиртовом — пятно № 5, идентифицированное как эпикатехин. Для спектрофотометрического определения зону вещества, предварительно идентифицированную как эпикатехин, элюировали со слоя сорбента спиртом этиловым 95%, измеряли спектр поглощения в интервале 250−420 нм. Параллельно измеряли спектр СО эпикатехина. Конфигурации спектральных кривых идентичны, УФ спектр исследуемого вещества имеет максимумы поглощения при 272 и 380 нм.

Заключение

ТСХ незаменима в анализе растительного сырья и растительных препаратов. Метод ТСХ легок в исполнении и не требует дорогого оборудования. В испытаниях на подлинность ТСХ используют для сравнения поведения природных соединений в анализируемом ЛРС и стандартного образца, который аутентичен одному из действующих веществ в экстракте. Одной из характеристик разделения веществ является величина удержания (Rf), которая используется для установки подлинности. Она показывает положение зоны вещества на хроматографической пластине. На полученной хроматограмме отношение расстояния, пройденного на адсорбенте данным веществом к расстоянию, пройденному передним фронтом движущей фазы, является величина Rf, которая характерна для данного вещества в данной хроматографической системе. Отношение расстояний, пройденных испытуемым веществом и стандартным образцом, принимают за величину Rf. Величину удержания (Rf) рассчитывают по следующей формуле: Rf = b/a, где a — расстояние от линии старта к линии фронта, пройденной системой растворителей, мм; bрасстояние от линии старта до верхнего края пятна, мм; срасстояние от линии старта до верхнего края пятна стандартного образца, мм. Для количественных изменений пятно возможно удалять с пластинки, элюируя вещество подходящим растворителем, а потом определить его достаточно чувствительным методом, например, спектрофотометрическим. Хроматограммы изучают визуально при дневном и УФ свете. Отмечают границы и окраску пятен. Отмечают расстояние между линией старта до верхней границы каждого пятна. Основное пятно на хроматограмме, которая получена для испытуемого раствора, сравнивают с соответствующим пятном на хроматограмме, которая получена для раствора стандартного образца. При этом обязательно проверяют чувствительность — чувствительность вычисляется любым способом, если пятно четко видно на хроматограмме, полученной из наиболее растворенным раствором сравнения.

Список литературы

Борисова, А. Г. Флора СССР / А. Г. Борисова, В. П. Бочанцев, И. Т. Васильченко. — М.: Издательство Академии наук СССР, 1959. — С. 548−551.

Берлин А.Я. «Техника лабораторной работы в органической химии» — М.: ГХИ, 1952

Гринкевич, Л. И. Химический анализ лекарственных растений / Л. И. Гринкевич, Л. М. Сафронич. — М.: Мир, 1983. — С. 111−122.

Государственная фармакопея СССР: Общие методы анализа. Лекарственное растительное сырь? / МЗ СССР. — 11-е изд., доп. — М.: Медицина, 1990. — Вып. 2. — 400 с.

Государственная фармакопея Российской Федерации. — 12 изд. — М., 2007. — Ч. 1. — 596 с.

Запрометов, М. Н. Основы биохимии фенольных соединений / М. Н. Запрометов. — М.: Медицина, 1974. — 214 с.

Калинин, Ф. Л. Справочник по биохимии / Ф. Л. Калинин, В. П. Лобов, В. А. Жидков. — Киев: Наукова думка, 1971. — 1116 с.

С. А. Кибардин, К. А. Макаров «Тонкослойная хроматография в органической химии» — М.: Химия, 1978

Органикум; Практикум по органической химии: пер. с нем. / Г. Беккер, В. Бергер, Г. Домшке и др. — М.: Мир, 1979

Федосеева, Г. М. Способы определения полифенольных соединений в растительном сырье / Г. М. Федосеева // Химия раст. сырья. — 1981. — № 9. — С. 28−37.

Хроматография в тонких слоях / под редакцией Э. Шталя. — М.: Мир, 1965. — 508 с.

Дж. Шарп, И. Госни, А. Роули «Практикум по органической химии» — М. :Мир, 1993