Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Клонирование и экспрессия генов литических эндопептидаз L1 и L5 Lysobacter sp. XL1

Диссертация: Клонирование и экспрессия генов литических эндопептидаз L1 и L5 Lysobacter sp. XL1
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Бактерия Lysobacter sp. XL1 секретерует в окружающую среду целый ряд литических ферментов. Антимикробный препарат лизоамидаза, получаемый на основе культуральной жидкости этой бактерии, активен против грамположительных и грамотрицательных бактерий, дрожжей, препарат препятствует прорастанию бактериальных и грибных спор (Ryazanova et al., 2005; Begunova et al., 2006). Успешные клинические… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Бактериолитические ферменты
    • 1. 2. Классификация пептидаз
    • 1. 3. Сериновые протеазы
    • 1. 4. Структурная организация протеаз
    • 1. 5. Литические протеазы Lysobacter enzymogenes
    • 1. 6. Структурная организация а-литической протеазы Lysobacter enzymogenes
    • 1. 7. Секреция протеаз
      • 1. 7. 1. Внеклеточные протеазы микроорганизмов, I (TISS) тип секреции и ABC транспортеры
      • 1. 7. 2. ABC транспортеры
      • 1. 7. 3. Внеклеточные протеазы микроорганизмов и II (T2SS) тип секреции
      • 1. 7. 4. Внеклеточные протеазы микроорганизмов V тип секркции (T5SS)
      • 1. 7. 5. Секреция при помощи везикул
    • 1. 8. Регуляция экспрессии генов микробных сериновых протеаз
    • 1. 9. Системы экспрессии для наработки рекомбинантных белков
    • 1. 10. Продукция рекомбинантных белков в бактериях рода Pseudomonas
    • 1. 11. Бактерии рода Lysobacter
    • 1. 12. «Лизоамидаза» — препарат, получаемый на основе культуральной жидкости бактерии Lysobacter sp. XL
    • 1. 13. Эндопептидазы LI и L5 Lysobacter sp. XL
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Материалы
      • 2. 1. 1. Штаммы бактерий
      • 2. 1. 2. Плазмидные вектора и рекомбинантные плазмиды
      • 2. 1. 3. Среды и основные буферы
      • 2. 1. 4. Реактивы
      • 2. 1. 5. Олигонулеотидные праймеры
    • 2. 2. Методы исследования
      • 2. 2. 1. Выделение хромосомной ДНК бактерий
      • 2. 2. 2. Обработка ДНК эндонуклеазами рестрикции
      • 2. 2. 3. ДНК-ДНК гибридизация по Саузерну
      • 2. 2. 4. Полимеразная цепная реакция (ПЦР)
      • 2. 2. 5. Препаративное выделение фрагментов ДНК из агарозных гелей
      • 2. 2. 6. Цитирование фрагментов ДНК
      • 2. 2. 7. Определение нуклеотидной последовательности
      • 2. 2. 8. Получение компетентных клеток E. coli и трансформация
      • 2. 2. 9. Получение электрокомпетентных клеток бактерий рода Pseudomonas и электропорация
      • 2. 2. 10. Конъюгативный перенос плазмид
      • 2. 2. 11. Выделение плазмидной ДНК
      • 2. 2. 12. Анализ рекомбинантных клонов на наличие вставки в плазмиде
      • 2. 2. 13. Экспрессия ОРС alpA и alpB в E. coli и анализ литической активности
      • 2. 2. 14. Анализ бактериолитической активности рекомбинантных штаммов Pseudomonas на индикаторной среде
      • 2. 2. 15. Культивирование Pseudomonas в жидких средах
      • 2. 2. 16. Анализ аминокислотных последовательностей
      • 2. 2. 17. Выделение РНК из клеток
      • 2. 2. 18. Электрофорез РНК в геле, содержащим формальдегид
      • 2. 2. 19. РНК-ДНК гибридизация
      • 2. 2. 20. Определение стартовых точек транскрипции генов методом 5'-RACE
      • 2. 2. 21. Приготовление агарозных блок- вставок с интактной ДНК бактерий
      • 2. 2. 22. Обработка блок-вставок с ДНК эндонуклеазами рестрикции
      • 2. 2. 23. Электрофорез в пульсирующих полях
      • 2. 2. 24. Скрининг плазмид по методу Экхардта
      • 2. 2. 25. Электрофорез в полиакриламидном геле
      • 2. 2. 26. Иммуноблоттинг
      • 2. 2. 27. Измерение бактериолитической активности
  • ГЛАВА III. Результаты и их обсуждение
    • 3. 1. Поиск и определение нуклеотидной последовательности участка ДНК Lysobacter sp. XL1, кодирующего литические эндопептидазы LI и L
    • 3. 2. AlpA и AlpB являются секретируемыми литическими протеазами
    • 3. 3. Обнаруженные гены alpA и alpB кодируют функционально активные литические ферменты
    • 3. 4. ОРС alpA и alpB транскрибируются с собственных промоторов
    • 3. 5. Определение стартовых точек транскрипции
    • 3. 6. Определение локализации генов alpA и alpB Lysobacter sp. XL
      • 3. 6. 1. Детекция плазмид в клетках по модифицированному методу Экхардта
      • 3. 6. 2. Анализ генома Lysobacter sp. XL1 при помощи электрофореза в пульсирующих полях
    • 3. 7. Продукция рекомбинантных эндопептидаз AlpA и AlpB в клетках бактерий рода Pseudomonas
      • 3. 7. 1. Конструирование системы экспрессии
      • 3. 7. 2. Отбор штаммов бактерий рода Pseudomonas
      • 3. 7. 3. Анализ бактериолитической активности штаммов псевдомонад
      • 3. 7. 4. Спектр устойчивости штаммов Pseudomonas к антибиотикам
      • 3. 7. 5. Анализ спектра секретируемых белков
    • 3. 8. Конструирование рекомбинантных штаммов для экспрессии генов alpA и alpB в Pseudomonas
    • 3. 9. Анализ эффективности системы экспрессии

Клонирование и экспрессия генов литических эндопептидаз L1 и L5 Lysobacter sp. XL1 (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Литические ферменты представляют собой чрезвычайно разнообразную группу белков (гидролаз), которые разрушают различные структурные компоненты клеточных стенок микроорганизмов, что приводит к их лизису. Литические ферменты были впервые обнаружены в слюне человека и описаны Александром Флемингом в 1922 году. Вещество назвали лизоцимом, что означает «фермент, растворяющий бактерии». Позже стало известно, что синтезировать литические ферменты способны все живущие в настоящее время организмы — от высших животных и человека до бактерий и вирусов. Литические ферменты слизистых оболочек животных обеспечивают им защиту от проникновения патогенных микроорганизмов. Секретируемые в окружающую среду литические ферменты микроорганизмов обеспечивают их питанием, источниками энергии, строительным материалом за счет других организмов и собственных отмерших клеток. Литические ферменты выполняют также регуляторные функции: участвуют в сложных процессах развития микробных клеток и вирусов, в частности, в спорообразовании и фаговой инфекции, соответственно. Кроме того, литические ферменты, наряду с поринами, нуклеазами, бактериоцинами, антибиотиками, токсинами и др., являются одним из факторов микробного антагонизма, используемых бактериями для подавления конкурирующих микроорганизмов (Michel-Briand and Baysse, 2002) (Abriouel et al., 2011) (Riley and Wertz, 2002aRiley and Wertz, 2002b) (Cascales et al., 2007; Severinov et al., 2007; Fischetti, 2008).

Среди бактерий обнаружены продуценты ферментов, активно лизирующих не только клетки бактерий-конкурентов, но и клетки микроорганизмов других систематических групп — дрожжей, мицелиальных грибов, простейших. Благодаря антимикробному действию литические ферменты рассматривают в качестве альтернативных антибиотикам препаратов, которые можно использовать в медицине, фармакологии, а также пищевой промышленности и сельском хозяйстве для борьбы с антибиотико-устойчивыми патогенными микроорганизмами. Накопленные к настоящему моменту данные о многих литических ферментах и их продуцентах, а также развитие методов генной инженерии способствуют этому. Так, например, созданы породы крупного рогатого скота, которые экспрессируют в молоко лизостафин, благодаря чему они устойчивы к появлению маститов, вызываемых Staphylococcus aureus. На основе яичного лизоцима и лизоцимов бактериофагов разработаны и применяются в медицине лекарственные препараты (Лизобакт и Ларипронт). Постоянно проводится работа по поиску новых продуцентов и изучению спекрта литического действия их ферментов.

Бактерия Lysobacter sp. XL1 секретерует в окружающую среду целый ряд литических ферментов. Антимикробный препарат лизоамидаза, получаемый на основе культуральной жидкости этой бактерии, активен против грамположительных и грамотрицательных бактерий, дрожжей, препарат препятствует прорастанию бактериальных и грибных спор (Ryazanova et al., 2005; Begunova et al., 2006). Успешные клинические испытания лизоамидазы позволили зарегистрировать ее в качестве лекарственного средства для лечения наружных инфекций, вызванных грамположительной микрофлорой. Показано, что антимикробное действие препарата обеспечивают дрожжелитическая металлопротеаза и пять бактериолитических ферментов: эндопептидазы LI, L4 и L5, И-ацетилмурамоил-Ь-аланин амидаза L2 и мурамидаза L3.

В настоящее время достигнуты большие успехи в изучении биохимических свойств эндопептидаз LI и L5, однако, совершенно отсутствуют данные об их генетической организации. Идентификация и характеристика генов литических ферментов Lysobacter sp. XLl необходимы для проведения дальнейших научных исследований этих ферментов, а так же для прикладных разработок.

Цель работы.

Цель данной работы заключалась в клонировании и определении нуклеотидной последовательности генов бактериолитических эндопептидаз LI и L5 Lysobacter sp. XLl и создании штаммов-продуцентов этих ферментов на основе бактерий рода Pseudomonas.

Задачи исследования:

S Клонировать гены бактериолитических эндопептидаз LI и L5 Lysobacter sp. XLl и определить их нуклеотидную последовательностьS Проанализировать экспрессию генов эндопептидаз LI и L5 на уровне транскрипции в Lysobacter sp. XL1;

S Сконструировать систему экспрессии генов эндопептидаз LI и L5 Lysobacter sp. XL1 в бактериях рода Pseudomonas и проанализировать её эффективность.

выводы.

1. Определена нуклеотидная последовательность хромосомного фрагмента генома Lysobacter sp. XL1 размером 9017 п.н., содержащего гены alpA и alpB литических эндопептидаз LI и L5 соответственно.

2. Эндопептидазы LI и L5 являются близкими по размеру гомологичными белками, имеющими сходную структурную организацию. На основании результатов филогенетического анализа эндопептидазы LI и L5 отнесены к клану РА, семейству S1 класса сериновых пептидаз и подсемейству SIE — химотрипсина.

3. На основании сравнительного анализа аминокислотных последовательностей предсказано, что эндопептидазы AlpA и AlpB имеют различную субстратную специфичность. AlpA гидролизует пептидные связи после аминокислотных остатков с короткими, а AlpB — с длинными гидрофобными боковыми цепями.

4. Показано, что мРНК генов alpA и alpB являются моноцистронными и обнаруживаются на поздней экспоненциальной стадии роста. Более высокое содержание мРНК alpA по сравнению с alpB коррелирует с более высоким содержанием эндопептидазы LI в культуральной жидкости Lysobacter sp. XL1.

5. Сконструирована система экспрессии эндопептидаз LI и L5 на основе бактерий рода Pseudomonas. Рекомбинантные штаммы-продуценты эффективно секретируют активные зрелые эндопептидазы AlpA и AlpB в культуральную жидкость.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

До проведения данной работы отсутствовала информация о структуре генов литических ферментов бактерии ЬузоЬаМег эр. ХЬ1, причем и данные об их аминокислотных последовательностях были неполными. В ходе выполнения данной работе были обнаружены и охарактеризованы гены эндопептидаз Ы и Ь5 ЬуяоЬаМег эр. ХЬ1 (а1рА и а1рВ, соответственно). Определение их нуклеотидной последовательности позволило установить полную аминокислотную последовательность эндопептидаз Ы и Ь5. На основании анализа выведенных аминокислотных последовательностей было показано, что они являются близкими по размеру гомологичными белками, имеют сходную структурную организацию и относятся к семейству химотрипсина класса сериновых протеаз.

Анализ установленных аминокислотных последовательностей белков А1рА и А1рВ и сравнение их с хорошо изученным гомологичным ферментом — а-литической протеазой Ь. enzymogenes — позволили нам предсказать, что субстратная специфичность белков А1рА и А1рВ будет отличаться. Так, следует ожидать, что А1рА будет гидролизовать пептидные связи после аминокислотных остатков с короткими, а А1рВ — с длинными гидрофобными боковыми цепями. Полученные данные требуют экспериментального подтверждения и будут полезны при выборе субстратов при проведении работы по сравнительному изучению субстратной специфичности данных ферментов.

Для улучшения биотехнологических свойств штамма ЬузоЬаМег эр. ХЫ актуально изучение регуляции экспрессии генов а1рА и а1рВ. В данной работе впервые проведен анализ экспрессии генов эндопептидаз Ы и Ь5 ЬувоЪаМег эр. ХЬ1 на уровне транскрипции. Показано, что более высокое содержание эндопептидазы Ы по сравнению с Ь5 в культуральной жидкости ЬузоЪаМег эр. ХЫ объясняется более высоким содержанием мРНК а1рА в клетках.

С одной стороны, это может быть обусловлено разной силой промоторов генов а1рА и а1рВ. Обнаруженные нами различия в последовательностях промоторов генов а1рА и а1рВ, вероятно, способствуют тому, что они по-разному узнаются РНК-полимеразой ЬузоЪаМег эр. ХЬ1. Вследствие отсутствия данных по консервативным элементам промоторов, а также о структуре РНК-полимеразы бактерий рода ЬузоЬаМег, оказывается невозможным сделать однозначные выводы о силе промоторов. Ввиду значительных отличий промоторов ЬузоЪаМег от Е. соИ, РНК-полимераза последней не подходит для проведение экспериментов по определению силы взаимодействия ее с промоторами генов alpA и alpB. Поэтому, необходимо проведение экспериментов по поиску и клонированию гена РНК-полимеразы Lysobacter sp. XL1.

С другой стороны, динамика накопления мРНК генов alpA и alpB в клетках Lysobacter sp. XL1 (существенное увеличение количества мРНК на поздней экспоненциальной стадии роста) свидетельствует о том, что активность промоторов генов alpA и alpB может регулироваться транскрипционными факторами, либо зависеть от альтернативных а-факторов. Проведение экспериментов в этом направлении пока ограничено в связи с тем, что на данный момент нам не удалось подобрать каких-либо плазмид, способных реплицироваться в Lysobacter sp. XL1. Но планируется проведение дальнейших работ в этом направлении. В любом случае, полученные на данном этапе работы данные вносят значительный вклад в малоизученную область регуляции экспрессии генов бактерий рода Lysobacter и расширяют представления данной области знаний в целом.

В рамках данной работы была проведена попытка прояснить вопрос и причинах появления в популяции клеток штамма Lysobacter sp. XL1 малоактивных, в отношении продукции литических ферментов, клеток Lysobacter sp. XL2. Наиболее вероятной казалась гипотеза о локализации литических ферментов на плазмиде и ее утраты клетками в процессе роста. Однако анализ штаммов Lysobacter sp. XL1 показал, что плазмиды в нем отсутствуют. Таким образом, вопрос о диссоциации штамма Lysobacter sp. XL1 остается открытым. Следует провести секвенирование и сравнительный анализ фрагментов генома Lysobacter sp. XL1 и Lysobacter sp. XL2 с целью идентификации геномных перестроек, вызванных мобильными элементами (интегронами, транспозонами, IS элементами), и, возможно, приводящих к диссоциации штамма. Отработанные в данной работе методики по проведению электрофореза в пульсирующих полях могут быть полезны при выполнении этой работы.

В рамках данной работы, сотрудниками лаборатории была проведена попытка создания штамма-продуцента белков AlpA и AlpB на основе бактерии E.coli. Добиться продукции зрелых, активных эндопептидаз, однако, не удалось. Ренатурация из телец включения оказалась малоэффективной и дорогостоящей. В тоже время, в системе промотор/РНК-полимераза фага Т7 были наработаны пробелки данных ферментов, применяемые для получения поликлональных антител, которые активно используются в работе сотрудниками нескольких лабораторий.

В данной работе впервые сконструирована уникальная система экспрессии бактериолитических эндопептидаз LI и L5 на основе бактерии P. fluorescens. По сравнению с системой на основе E. coli, в разработанной системе эффективно происходит созревание и секреция эндопептидазы. Полученные рекомбинантные штаммы обеспечивают пока невысокий уровень экспрессии (3 мг/л). Хотя мы считаем, что для токсичных, имеющих непростое строение (три дисульфидные связи) белков, это достаточно хорошие выходы. В задачи данной работы входило проверить принципиальную возможность использования бактерий рода Pseudomonas для продукции литичсеких эндопептидаз LI и L5. Дальнейшая работа по оптимизации условий культивирования поможет увеличить выходы данных ферментов.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Abriouel, H., Franz, C.M., Ben Omar, N. and Galvez, A. Diversity and applications of Bacillus bacteriocins. FEMS Microbiol Rev, 2011. 35(1): p. 201−32.
  2. Ahmed, K., Chohnan, S., Ohashi, H., Hirata, T., Masaki, T. and Sakiyama, F. Purification, bacteriolytic activity, and specificity of beta-lytic protease from Lysobacter sp. IB-9374. J Biosci Bioeng, 2003. 95(1): p. 27−34.
  3. Anderson, D.E., Peters, R.J., Wilk, B. and Agard, D.A. alpha-lytic protease precursor: characterization of a structured folding intermediate. Biochemistry, 1999. 38(15): p. 4728−35.
  4. Bae, H.S., Im, W.T. and Lee, S.T. Lysobacter concretionis sp. nov., isolated from anaerobic granules in an upflow anaerobic sludge blanket reactor. Int J Syst Evol Microbiol, 2005. 55(Pt 3): p. 1155−61.
  5. Baker, D., Silen, J.L. and Agard, D.A. Protease pro region required for folding is a potent inhibitor of the mature enzyme. Proteins, 1992a. 12(4): p. 339−44.
  6. Baker, D., Sohl, J.L. and Agard, D.A. A protein-folding reaction under kinetic control. Nature, 1992b. 356(6366): p. 263−5.
  7. Barequet, I.S., Ben Simon, G.J., Safrin, M., Ohman, D.E. and Kessler, E. Pseudomonas aeruginosa LasA protease in treatment of experimental staphylococcal keratitis. Antimicrob Agents Chemother, 2004. 48(5): p. 1681−7.
  8. Barrett, A.J., Tolle, D.P. and Rawlings, N.D. Managing peptidases in the genomic era. Biol Chem, 2003. 384(6): p. 873−82.
  9. Begunova, E.A., Stepnaya, O.A., Lysanskaya, V.Y. and Kulaev, I.S. Specificity of the action of lysoamidase on Staphylococcus aureus 209P cell walls. Biochemistry (Mose), 2003. 68(7): p. 735−9.
  10. Beveridge, T.J. Structures of gram-negative cell walls and their derived membrane vesicles. J Bacteriol, 1999. 181(16): p. 4725−33.
  11. Binet, R., Letoffe, S., Ghigo, J.M., Delepelaire, P. and Wandersman, C. Protein secretion by Gram-negative bacterial ABC exporters—a review. Gene, 1997. 192(1): p. 7−11.
  12. Bleves, S., Viarre, V., Salacha, R., Michel, G.P., Filloux, A. and Voulhoux, R. Protein secretion systems in Pseudomonas aeruginosa: A wealth of pathogenic weapons. Int J Med Microbiol, 2010. 300(8): p. 534−43.
  13. Blow, D.M., Birktoft, J.J. and Hartley, B.S. Role of a buried acid group in the mechanism of action of chymotrypsin. Nature, 1969. 221(5178): p. 337−40.
  14. Bone, R., Frank, D., Kettner, C.A. and Agard, D.A. Structural analysis of specificity: alpha-lytic protease complexes with analogues of reaction intermediates. Biochemistry, 1989a. 28(19): p. 7600−9.
  15. Bone, R., Fujishige, A., Kettner, C.A. and Agard, D.A. Structural basis for broad specificity in alpha-lytic protease mutants. Biochemistry, 1991. 30(43): p. 10 388−98.
  16. Bone, R., Silen, J.L. and Agard, D.A. Structural plasticity broadens the specificity of an engineered protease. Nature, 1989b. 339(6221): p. 191−5.
  17. Braun, P., Tommassen, J. and Filloux, A. Role of the propeptide in folding and secretion of elastase of Pseudomonas aeruginosa. Mol Microbiol, 1996. 19(2): p. 297−306.
  18. Brayer, G.D., Delbaere, L.T. and James, M.N. Molecular structure of the alpha-lytic protease from Myxobacter 495 at 2.8 Angstroms resolution. J Mol Biol, 1979. 131(4): p. 743−75.
  19. Bychkova, V.E. and Ptitsyn, O.B. The state of unfolded globules of protein molecules is more quickly becoming a rule, rather than an exception. Biofizika, 1993. 38(1): p. 58−66.
  20. Cascales, E., Buchanan, S.K., Duche, D., Kleanthous, C., Lloubes, R., Postle, K., Riley, M., Slatin, S. and Cavard, D. Colicin biology. Microbiol Mol Biol Rev, 2007. 71(1): p. 158−229.
  21. Chen, R. Bacterial expression systems for recombinant protein production: E. coli and beyond. Biotechnol Adv, 2011. 30(5): p. 1102−7.
  22. Chohnan, S., Nonaka, J., Teramoto, K., Taniguchi, K., Kameda, Y., Tamura, H., Kurusu, Y., Norioka, S., Masaki, T. and Sakiyama, F. Lysobacter strain with high lysyl endopeptidase production. FEMS Microbiol Lett, 2002. 213(1): p. 13−20.
  23. Choi, E.Y., Oh, E.A., Kim, J.H., Kang, D.K. and Hong, S.K. Distinct regulation of the sprC gene encoding Streptomyces griseus protease C from other chymotrypsin genes in Streptomyces griseus IF013350. J Microbiol Biotechnol, 2007. 17(1): p. 81−8.
  24. Choi, J.H. and Lee, S.Y. Secretory and extracellular production of recombinant proteins using Escherichia coli. Appl Microbiol Biotechnol, 2004. 64(5): p. 625−35.
  25. Christensen, P. and Cook, F.D. Lysobacter, a new genus of nonfruiting, gliding bacteria with a high base ratio. Int J Syst Bacteriol, 1978. 28(p. 367−393.
  26. Ciofu, O., Beveridge, T.J., Kadurugamuwa, J., Walther-Rasmussen, J. and Hoiby, N. Chromosomal beta-lactamase is packaged into membrane vesicles and secreted from Pseudomonas aeruginosa. J Antimicrob Chemother, 2000. 45(1): p. 9−13.
  27. Coutte, L., Antoine, R., Drobecq, H., Locht, C. and Jacob-Dubuisson, F. Subtilisin-like autotransporter serves as maturation protease in a bacterial secretion pathway. EMBO J, 2001. 20(18): p. 5040−8.
  28. Cunningham, E.L., Mau, T., Truhlar, S.M. and Agard, D.A. The pro region N-terminal domain provides specific interactions required for catalysis of alpha-lytic protease folding. Biochemistry, 2002. 41(28): p. 8860−7.
  29. Damas, J.M., Oliveira, A.S., Baptista, A.M. and Soares, C.M. Structural consequences of ATP hydrolysis on the ABC transporter NBD dimer: molecular dynamics studies of HlyB. Protein Sci, 2011. 20(7): p. 1220−30.
  30. Dammeyer, T., Steinwand, M., Kruger, S.C., Dubel, S., Hust, M. and Timmis, K.N. Efficient production of soluble recombinant single chain Fv fragments by a Pseudomonas putida strain KT2440 cell factory. Microb Cell Fact, 2011. 10(p. 11.
  31. Davis, B.D. The Isolation of Biochemically Deficient Mutants of Bacteria by Means of Penicillin. Proc Natl Acad Sci USA, 1949. 35(1): p. 1−10.
  32. Demain, A.L. and Vaishnav, P. Production of recombinant proteins by microbes and higher organisms. Biotechnol Adv, 2009. 27(3): p. 297−306.
  33. Eckhardt, T. A rapid method for the identification of plasmid desoxyribonucleic acid in bacteria. Plasmid, 1978. 1(4): p. 584−8.
  34. Eder, J. and Fersht, A.R. Pro-sequence-assisted protein folding. Mol Microbiol, 1995. 16(4): p. 609−14.
  35. Ekici, O.D., Paetzel, M. and Dalbey, R.E. Unconventional serine proteases: variations on the catalytic Ser/His/Asp triad configuration. Protein Sci, 2008. 17(12): p. 2023−37.
  36. Emanuelsson, O., Brunak, S., von Heijne, G. and Nielsen, H. Locating proteins in the cell using TargetP, SignalP and related tools. Nat. Protoc., 2007. 2(4): p. 953−71.
  37. Epstein, D.M. and Wensink, P.C. The alpha-lytic protease gene of Lysobacter enzymogenes. The nucleotide sequence predicts a large prepro-peptide with homology to propeptides of other chymotrypsin-like enzymes. J Biol Chem, 1988. 263(32): p. 16 586−90.
  38. Fath, M.J. and Kolter, R. ABC transporters: bacterial exporters. Microbiol Rev, 1993. 57(4): p. 995−1017.
  39. Fekkes, P. and Driessen, A.J. Protein targeting to the bacterial cytoplasmic membrane. Microbiol Mol Biol Rev, 1999. 63(1): p. 161−73.
  40. Filloux, A. The underlying mechanisms of type II protein secretion. Biochim Biophys Acta, 2004. 1694(1−3): p. 163−79.
  41. Fischetti, V.A. Bacteriophage lysins as effective antibacterials. Curr. Opin. Microbiol., 2008. 11(5): p. 393−400.
  42. Fujishige, A., Smith, K.R., Silen, J.L. and Agard, D.A. Correct folding of alpha-lytic protease is required for its extracellular secretion from Escherichia coli. J Cell Biol, 1992. 118(1): p. 33−42.
  43. George, A.M. and Jones, P.M. Perspectives on the structure-function of ABC transporters: The Switch and Constant Contact Models. Prog Biophys Mol Biol, 2012. 109(3): p. 95−107.
  44. Ghuysen, J.M. Use of bacteriolytic enzymes in determination of wall structure and their role in cell metabolism. Bacteriol Rev, 1968. 32(4 Pt 2): p. 425−64.
  45. Gillespie, D.C. and Cook, F.D. Extracellular Enzymes from Strains of Sorangium. Can J Microbiol, 1965. ll (p. 109−18.
  46. Gillings, M.R., Holley, M.P., Stokes, H.W. and Holmes, A.J. Integrons in Xanthomonas: a source of species genome diversity. Proc Natl Acad Sci USA, 2005. 102(12): p. 4419−24.
  47. Gruber, T.M. and Bryant, D.A. Molecular systematic studies of eubacteria, using sigma70-type sigma factors of group 1 and group 2. J. Bacteriol., 1997. 179(5): p. 1734−47.
  48. Hartley, B.S. Amino-Acid Sequence of Bovine Chymotrypsinogen-A. Nature, 1964. 201(p. 1284−7.
  49. Hashizume, H., Hattori, S., Igarashi, M. and Akamatsu, Y. Tripropeptin E, a new tripropeptin group antibiotic produced by Lysobacter sp. BMK333−48F3. J Antibiot (Tokyo), 2004a. 57(6): p. 394−9.
  50. Hashizume, H., Hirosawa, S., Sawa, R., Muraoka, Y., Ikeda, D., Naganawa, H. and Igarashi, M. Tripropeptins, novel antimicrobial agents produced by Lysobacter sp. J Antibiot (Tokyo), 2004b. 57(1): p. 52−8.
  51. Hashizume, H., Igarashi, M., Hattori, S., Hori, M., Hamada, M. and Takeuchi, T. Tripropeptins, novel antimicrobial agents produced by Lysobacter sp. I. Taxonomy, isolation and biological activities. J Antibiot (Tokyo), 2001. 54(12): p. 1054−9.
  52. Henderson, G., Krygsman, P., Liu, C.J., Davey, C.C. and Malek, L.T. Characterization and structure of genes for proteases A and B from Streptomyces griseus. J Bacteriol, 1987. 169(8): p. 3778−84.
  53. Henderson, I.R. and Nataro, J.P. Virulence functions of autotransporter proteins. Infect Immun, 2001. 69(3): p. 1231−43.
  54. Hoang, T.T., Karkhoff-Schweizer, R.R., Kutchma, A.J. and Schweizer, H.P. A broad-host-range Flp-FRT recombination system for site-specific excision of chromosomally-located
  55. DNA sequences: application for isolation of unmarked Pseudomonas aeruginosa mutants. Gene, 1998. 212(1): p. 77−86.
  56. Hoang, T.T., Kutchma, A.J., Becher, A. and Schweizer, H.P. Integration-proficient plasmids for Pseudomonas aeruginosa: site-specific integration and use for engineering of reporter and expression strains. Plasmid, 2000. 43(1): p. 59−72.
  57. Holland, I.B. and Blight, M.A. ABC-ATPases, adaptable energy generators fuelling transmembrane movement of a variety of molecules in organisms from bacteria to humans. J Mol Biol, 1999. 293(2): p. 381−99.
  58. Holland, I.B., Schmitt, L. and Young, J. Type 1 protein secretion in bacteria, the ABCtransporter dependent pathway (review). Mol Membr Biol, 2005. 22(1−2): p. 29−39.
  59. Hollenstein, K., Dawson, R.J. and Locher, K.P. Structure and mechanism of ABC transporter proteins. Curr Opin Struct Biol, 2007. 17(4): p. 412−8.
  60. Holtje, J.V., Mirelman, D., Sharon, N. and Schwarz, U. Novel type of murein transglycosylase in Escherichia coli. J Bacteriol, 1975. 124(3): p. 1067−76.
  61. Howell, C.R. and Stipanovic, R.D. Control of Rhizoctonia solani on Cotton Seedlings with Pseudomonas fluorescens and With an Antibiotic Produced by the Bacterium. Phytopathology 1979. 69(p. 480−482.
  62. Hu, Z., Haghjoo, K. and Jordan, F. Further evidence for the structure of the subtilisin propeptide and for its interactions with mature subtilisin. J Biol Chem, 1996. 271(7): p. 3375−84.
  63. Hynes, M.F. and McGregor, N.F. Two plasmids other than the nodulation plasmid are necessary for formation of nitrogen-fixing nodules by Rhizobium leguminosarum. Mol Microbiol, 1990. 4(4): p. 567−74.
  64. Ikemura, H., Takagi, H. and Inouye, M. Requirement of pro-sequence for the production of active subtilisin E in Escherichia coli. J Biol Chem, 1987. 262(16): p. 7859−64.
  65. Iyer, L.M., Koonin, E.V. and Aravind, L. Evolution of bacterial RNA polymerase: implications for large-scale bacterial phylogeny, domain accretion, and horizontal gene transfer. Gene, 2004. 335(p. 73−88.
  66. Jones, P.M. and George, A.M. Subunit interactions in ABC transporters: towards a functional architecture. FEMS Microbiol Lett, 1999.179(2): p. 187−202.
  67. Jurasek, L. and Whitaker, D.R. Amino acid and metal composition of the alpha- and beta-lytic proteases of Sorangium sp. Can J Biochem, 1967. 45(6): p. 917−27.
  68. Jurkevitch, E. Isolation and classification of bdellovibrio and like organisms. Curr Protoc Microbiol, 2006. Chapter 7(p. Unit 7B 1.
  69. Kadurugamuwa, J.L. and Beveridge, T.J. Bacteriolytic effect of membrane vesicles from Pseudomonas aeruginosa on other bacteria including pathogens: conceptually new antibiotics. J Bacteriol, 1996. 178(10): p. 2767−74.
  70. Kashima, A., Inoue, Y., Sugio, S., Maeda, I., Nose, T. and Shimohigashi, Y. X-ray crystal structure of a dipeptide-chymotrypsin complex in an inhibitory interaction. Eur J Biochem, 1998. 255(1): p. 12−23.
  71. Khan, A.R. and James, M.N. Molecular mechanisms for the conversion of zymogens to active proteolytic enzymes. Protein Sci, 1998. 7(4): p. 815−36.
  72. Khan, S.R., Mavrodi, D.V., Jog, G.J., Suga, H., Thomashow, L.S. and Farrand, S.K. Activation of the phz operon of Pseudomonas fluorescens 2−79 requires the LuxR homolog
  73. PhzR, N-(3-OH-Hexanoyl)-L-homoserine lactone produced by the Luxl homolog Phzl, and a cis-acting phz box. J Bacteriol, 2005. 187(18): p. 6517−27.
  74. Kilic-Ekici, O. and Yuen, G.Y. Induced Resistance as a Mechanism of Biological Control by Lysobacter enzymogenes Strain C3. Phytopathology, 2003. 93(9): p. 1103−10.
  75. Kim, E.S., Hong, H.J., Choi, C.Y. and Cohen, S.N. Modulation of actinorhodin biosynthesis in Streptomyces lividans by glucose repression of afsR2 gene transcription. J Bacteriol, 2001. 183(7): p. 2198−203.
  76. Kok, J., Leenhouts, K.J., Haandrikman, A.J., Ledeboer, A.M. and Venema, G. Nucleotide sequence of the cell wall proteinase gene of Streptococcus cremoris Wg2. Appl Environ Microbiol, 1988. 54(1): p. 231−8.
  77. Kok, J., van Dijl, J.M., van der Vossen, J.M. and Venema, G. Cloning and expression of a Streptococcus cremoris proteinase in Bacillus subtilis and Streptococcus lactis. Appl Environ Microbiol, 1985. 50(1): p. 94−101.
  78. Kok, J. and Venema, G. Genetics of proteinases of lactic acid bacteria. Biochimie, 1988. 70(4): p. 475−88.
  79. Konig, C., Eulberg, D., Groning, J., Lakner, S., Seibert, V., Kaschabek, S.R. and Schlomann, M. A linear megaplasmid, pi CP, carrying the genes for chlorocatechol catabolism of Rhodococcus opacus 1CP. Microbiology, 2004. 150(Pt 9): p. 3075−87.
  80. Kostakioti, M., Newman, C.L., Thanassi, D.G. and Stathopoulos, C. Mechanisms of protein export across the bacterial outer membrane. J Bacteriol, 2005.187(13): p. 4306−14.
  81. Koster, M., Bitter, W. and Tommassen, J. Protein secretion mechanisms in Gramnegative bacteria. Int J Med Microbiol, 2000. 290(4−5): p. 325−31.
  82. Krzeslak, J., Braun, P., Voulhoux, R., Cool, R.H. and Quax, W.J. Heterologous production of Escherichia coli penicillin G acylase in Pseudomonas aeruginosa. J Biotechnol, 2009. 142(3−4): p. 250−8.
  83. Kuehn, M.J. and Kesty, N.C. Bacterial outer membrane vesicles and the host-pathogen interaction. Genes Dev, 2005. 19(22): p. 2645−55.
  84. Kulaev, I.S., Stepnaya, O.A., Tsfasman, I.M., Tchermenskaja, T.S., Ledova, L.A., Zubrizkaja, L.G. and Akimenko, V.K.: Bacteriolytic complex, method for producing said complex and strain for carrying out said method. (2006).
  85. Laemmli, U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 1970. 227(5259): p. 680−5.
  86. Lee, J.W., Im, W.T., Kim, M.K. and Yang, D.C. Lysobacter koreensis sp. nov., isolated from a ginseng field. Int J Syst Evol Microbiol, 2006a. 56(Pt 1): p. 231−5.
  87. Li, S., Norioka, S. and Sakiyama, F. Purification, staphylolytic activity, and cleavage sites of alpha-lytic protease from Achromobacter lyticus. J Biochem, 1997. 122(4): p. 772−8.
  88. Likhosherstov, L.M., Senchenkova, S.N., Knirel, Y.A., Shashkov, A.S., Shibaev, V.N., Stepnaya, O.A. and Kulaev, I.S. Structure of an acidic polysaccharide present in the bacteriolytic complex lysoamidase. FEBS Lett, 1995. 368(1): p. 113−6.
  89. Liu, S.L., Hessel, A. and Sanderson, K.E. Genomic mapping with I-Ceu I, an intron-encoded endonuclease specific for genes for ribosomal RNA, in Salmonella spp., Escherichia coli, and other bacteria. Proc Natl Acad Sci USA, 1993. 90(14): p. 6874−8.
  90. Mace, J.E. and Agard, D.A. Kinetic and structural characterization of mutations of glycine 216 in alpha-lytic protease: a new target for engineering substrate specificity. J. Mol. Biol., 1995. 254(4): p. 720−36.
  91. Mahillon, J. and Chandler, M. Insertion sequences. Microbiol Mol Biol Rev, 1998. 62(3): p. 725−74.
  92. Markham, N.R. and Zuker, M. UNAFold: software for nucleic acid folding and hybridization. Methods Mol. Biol., 2008. 453(p. 3−31.
  93. McBroom, A.J. and Kuehn, M.J. Release of outer membrane vesicles by Gram-negative bacteria is a novel envelope stress response. Mol Microbiol, 2007. 63(2): p. 545−58.
  94. Mclver, K.S., Kessler, E., Olson, J.C. and Ohman, D.E. The elastase propeptide functions as an intramolecular chaperone required for elastase activity and secretion in Pseudomonas aeruginosa. Mol Microbiol, 1995. 18(5): p. 877−89.
  95. Mergulhao, F.J., Summers, D.K. and Monteiro, G.A. Recombinant protein secretion in Escherichia coli. Biotechnol Adv, 2005. 23(3): p. 177−202.
  96. Michel-Briand, Y. and Baysse, C. The pyocins of Pseudomonas aeruginosa. Biochimie, 2002. 84(5−6): p. 499−510.
  97. Muranova, T.A., Krasovskaya, L.A., Tsfasman, I.M., Stepnaya, O.A. and Kulaev, I.S. Structural investigations and identification of the extracellular bacteriolytic endopeptidase LI from Lysobacter sp. XL1. Biochemistry (Mosc), 2004. 69(5): p. 501−5.
  98. Neumann, H., Peak-Chew, S.Y. and Chin, J.W. Genetically encoding N (epsilon)-acetyllysine in recombinant proteins. Nat Chem Biol, 2008. 4(4): p. 232−4.
  99. Newnham, E., Chang, N. and Taylor, D.E. Expanded genomic map of Campylobacter jejuni UA580 and localization of 23S ribosomal rRNA genes by I-Ceul restriction endonuclease digestion. FEMS Microbiol Lett, 1996.142(2−3): p. 223−9.
  100. Novick, R.P. and Brodsky, R. Studies on plasmid replication. I. Plasmid incompatibility and establishment in Staphylococcus aureus. J. Mol. Biol., 1972. 68(2): p. 285−302.
  101. Nudler, E. and Gottesman, M.E. Transcription termination and anti-termination in E. coli. Genes Cells, 2002. 7(8): p. 755−68.
  102. Oldham, M.L., Davidson, A.L. and Chen, J. Structural insights into ABC transporter mechanism. Curr Opin Struct Biol, 2008. 18(6): p. 726−33.
  103. Olson, M.O., Nagabhushan, N., Dzwiniel, M., Smillie, L.B. and Whitaker, D.R. Priaary structure of alpha-lytic protease: a bacterial homologue of the pancreatic serine proteases. Nature, 1970. 228(5270): p. 438−42.
  104. Page, M.J. and Di Cera, E. Serine peptidases: classification, structure and function. Cell Mol Life Sci, 2008. 65(7−8): p. 1220−36.
  105. Paget, M.S. and Helmann, J.D. The sigma70 family of sigma factors. Genome Biol., 2003. 4(1): p. 203.
  106. Pohlner, J., Halter, R., Beyreuther, K. and Meyer, T.F. Gene structure and extracellular secretion of Neisseria gonorrhoeae IgA protease. Nature, 1987. 325(6103): p. 458−62.
  107. Polgar, L. The catalytic triad of serine peptidases. Cell Mol Life Sci, 2005. 62(19−20): p. 2161−72.
  108. Pugsley, A.P. The complete general secretory pathway in gram-negative bacteria. Microbiol Rev, 1993. 57(1): p. 50−108.
  109. Raaijmakers, J.M. and Weller, D.M. Natural plant protection by 2,4-diacetylphloroglucinol-producing Pseudomonas spp. in take-all decline soils. Mol. Plant-Microbe Interact., 1998. ll (p. 144−152.
  110. Raaijmakers, J.M., Weller, D.M. and Thomashow, L.S. Frequency of Antibiotic-Producing Pseudomonas spp. in Natural Environments. Appl Environ Microbiol, 1997. 63(3): p. 881−7.
  111. Rao, M.B., Tanksale, A.M., Ghatge, M.S. and Deshpande, V.V. Molecular and biotechnological aspects of microbial proteases. Microbiol Mol Biol Rev, 1998. 62(3): p. 597 635.
  112. Rawlings, N.D. and Barrett, A.J. Evolutionary families of peptidases. Biochem J, 1993. 290 (Pt l)(p. 205−18.
  113. Rawlings, N.D. and Barrett, A.J. Families of serine peptidases. Methods Enzymol., 1994. 244(p. 19−61.
  114. Rawlings, N.D., Barrett, A.J. and Bateman, A. MEROPS: the peptidase database. Nucleic Acids Res, 2010. 38(Database issue): p. D227−33.
  115. Rawlings, N.D., Barrett, A.J. and Bateman, A. MEROPS: the database of proteolytic enzymes, their substrates and inhibitors. Nucleic Acids Res, 2012. 40(Database issue): p. D343−50.
  116. Recsei, P.A., Grass, A.D. and Novick, R.P. Cloning, sequence, and expression of the lysostaphin gene from Staphylococcus simulans. Proc Natl Acad Sci USA, 1987. 84(5): p. 1127−31.
  117. Retallack, D.M., Jin, H. and Chew, L. Reliable protein production in a Pseudomonas fluorescens expression system. Protein Expr Purif, 2012. 81(2): p. 157−65.
  118. Retallack, D.M., Schneider, J.C., Mitchell, J., Chew, L. and Liu, H. Transport of heterologous proteins to the periplasmic space of Pseudomonas fluorescens using a variety of native signal sequences. Biotechnol Lett, 2007. 29(10): p. 1483−91.
  119. Riley, M.A. and Wertz, J.E. Bacteriocin diversity: ecological and evolutionary perspectives. Biochimie, 2002a. 84(5−6): p. 357−64.
  120. Riley, M.A. and Wertz, J.E. Bacteriocins: evolution, ecology, and application. Annu Rev Microbiol, 2002b. 56(p. 117−37.
  121. Roberts, J.W., Shankar, S. and Filter, J.J. RNA polymerase elongation factors. Annu. Rev. Microbiol., 2008. 62(p. 211−33.
  122. Romanenko, L.A., Uchino, M., Tanaka, N., Frolova, G.M. and Mikhailov, V.V. Lysobacter spongiicola sp. nov., isolated from a deep-sea sponge. Int J Syst Evol Microbiol, 2008. 58(Pt 2): p. 370−4.
  123. Ryazanova, L.P., Stepnaya, O.A., Suzina, N.E. and Kulaev, I.S. Antifungal action of the lytic enzyme complex from Lysobacter sp. XL 1. Proc. Biochem., 2005. 40(p. 557−564.
  124. Saitou, N. and Nei, M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees. Mol Biol Evol, 1987. 4(4): p. 406−25.
  125. Sambrook, J., Fritch, E.F. and Maniatis, T.: Molecular cloning: a laboratory manual. Cold Spring Harbor Lab. Press., N. Y (1989).
  126. Sandkvist, M. Biology of type II secretion. Mol Microbiol, 2001. 40(2): p. 271−83.
  127. Schleifer, K.H. and Kandler, O. Peptidoglycan types of bacterial cell walls and their taxonomic implications. Bacteriol Rev, 1972. 36(4): p. 407−77.
  128. Schwartz, D.C. and Cantor, C.R. Separation of yeast chromosome-sized DNAs by pulsed field gradient gel electrophoresis. Cell, 1984. 37(1): p. 67−75.
  129. Schweizer, H.P. Allelic exchange in Pseudomonas aeruginosa using novel ColEl-type vectors and a family of cassettes containing a portable oriT and the counter-selectable Bacillus subtilis sacB marker. Mol Microbiol, 1992. 6(9): p. 1195−204.
  130. Serkina, A.V., Shevelev, A.B. and Chestukhina, G.G. Structure and functions of bacterial proteinase precursors. Bioorg Khim, 2001. 27(5): p. 323−46.
  131. Severinov, K., Semenova, E., Kazakov, A., Kazakov, T. and Gelfand, M.S. Low-molecular-weight post-translationally modified microcins. Mol Microbiol, 2007. 65(6): p. 138 094.
  132. Shinde, U.P., Liu, J.J. and Inouye, M. Protein memory through altered folding mediated by intramolecular chaperones. Nature, 1997. 389(6650): p. 520−2.
  133. Sidhu, S.S., Kalmar, G.B., Willis, L.G. and Borgford, T.J. Streptomyces griseus protease C. A novel enzyme of the chymotrypsin superfamily. J Biol Chem, 1994. 269(31): p. 20 167−71.
  134. Sidhu, S.S., Kalmar, G.B., Willis, L.G. and Borgford, T.J. Protease evolution in Streptomyces griseus. Discovery of a novel dimeric enzymes. J Biol Chem, 1995. 270(13): p. 7594−600.
  135. Silen, J.L. and Agard, D.A. The alpha-lytic protease pro-region does not require a physical linkage to activate the protease domain in vivo. Nature, 1989. 341(6241): p. 462−4.
  136. Silen, J.L., Frank, D., Fujishige, A., Bone, R. and Agard, D.A. Analysis of prepro-alpha-lytic protease expression in Escherichia coli reveals that the pro region is required for activity. J Bacteriol, 1989. 171(3): p. 1320−5.
  137. Silen, J.L., McGrath, C.N., Smith, K.R. and Agard, D.A. Molecular analysis of the gene encoding alpha-lytic protease: evidence for a preproenzyme. Gene, 1988. 69(2): p. 237−44.
  138. Simon, R., Priefer, U. and Puhler, A. A broad host range mobilization system for in vivo genetic engineering: transposon mutagenesis in gram-negative bacteria. Biotechnology, 1983. l (p. 784−791.
  139. Simonen, M. and Palva, I. Protein secretion in Bacillus species. Microbiol Rev, 1993. 57(1): p. 109−37.
  140. Sinoquet, C., Demey, S. and Braun, F. Large-scale computational and statistical analyses of high transcription potentialities in 32 prokaryotic genomes. Nucleic Acids Res., 2008. 36(10): p. 3332−40.
  141. Smillie, L.B. and Whitaker, D.R. Amino acid sequence around the histidine residue of the alpha-lytic protease of Sorangium sp., a bacterial homolog of the pancreatic serine proteases. J Am Chem Soc, 1967. 89(13): p. 3350−2.
  142. Sohl, J.L., Jaswal, S.S. and Agard, D.A. Unfolded conformations of alpha-lytic protease are more stable than its native state. Nature, 1998. 395(6704): p. 817−9.
  143. Sohl, J.L., Shiau, A.K., Rader, S.D., Wilk, B.J. and Agard, D.A. Inhibition of alpha-lytic protease by pro region C-terminal steric occlusion of the active site. Biochemistry, 1997. 36(13): p. 3894−902.
  144. Stahl, M.L. and Ferrari, E. Replacement of the Bacillus subtilis subtilisin structural gene with an In vitro-derived deletion mutation. J Bacteriol, 1984. 158(2): p. 411−8.
  145. Stepnaya, O.A., Begunova, E.A., Tsfasman, I.M. and Kulaev, I.S. Bacteriolytic enzyme lysoamidase preparation: purification and some properties of bacteriolytic peptidase LI. Biochemistry (Mosc), 1996a. 61(p. 477−482.
  146. Stepnaya, O.A., Kudryavtseva, A.I., Severin, A.I., Krupyanko, V.l., Kozlovsky, A.G. and Kulaev, I.S. Some properties of bacteriolytic protease L2. Prikl. Biokhim. Mikrobiol., 1992. 28(5): p. 666−673
  147. Stepnaya, O.A., Severin, A.I., Krupyanko, V.l. and Kulaev, I.S. Purification and some properties of neutral phosphatase of the enzyme preparation of lysoamidase isolated from Pseudomonadaceae bacteria. Biokhimiya (Mose) 1986a. 51(4): p. 684−690
  148. Stepnaya, O.A., Severin, A.I. and Kulaev, I.S. Some physico-chemical properties of lytic proteinase L2 of the enzyme preparation lysoamidase isolated from bacteria of Pseudomonadaceae family. Biokhimiya (Mose), 1986b. 51(p. 909−915
  149. Stepnaya, O.A., Tsfasman, I.M., Chaika, I.A., Muranova, T.A. and Kulaev, I.S. Extracellular yeast-lytic enzyme of the bacterium Lysobacter sp. XL 1. Biochemistry (Mose), 2008. 73(3): p. 310−4.
  150. Stepnaya, O.A., Tsfasman, I.M., Logvina, I.A., Ryazanova, L.P., Muranova, T.A. and Kulaev, I.S. Isolation and characterization of a new extracellular bacteriolytic endopeptidase of Lysobacter sp. XL1. Biochemistry (Mose), 2005. 70(9): p. 1031−7.
  151. Stroud, R.M., Kossiakoff, A.A. and Chambers, J.L. Mechanisms of zymogen activation. Annu Rev Biophys Bioeng, 1977. 6(p. 177−93.
  152. Studier, F.W. and Moffatt, B.A. Use of bacteriophage T7 RNA polymerase to direct selective high-level expression of cloned genes. J. Mol. Biol., 1986. 189(1): p. 113−30.
  153. Swartz, J.R. Advances in Escherichia coli production of therapeutic proteins. Curr Opin Biotechnol, 2001. 12(2): p. 195−201.
  154. Thomashow, L.S. and Weller, D.M. Role of a phenazine antibiotic from Pseudomonas fluorescens in biological control of Gaeumannomyces graminis var. tritici. J Bacteriol, 1988. 170(8): p. 3499−508.
  155. Thompson, J.D., Gibson, T.J., Plewniak, F., Jeanmougin, F. and Higgins, D.G. The CLUSTALX windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Res, 1997. 25(24): p. 4876−82.
  156. Toda, T. and Itaya, M. I-Ceul recognition sites in the rrn operons of the Bacillus subtilis 168 chromosome: inherent landmarks for genome analysis. Microbiology, 1995. 141 (Pt 8)(p. 1937−45.
  157. Tsai, C.S., Whitaker, D.R., Jurasek, L. and Gillespie, D.C. Lytic enzymes of Sorangium sp. Action of the alpha- and beta-lytic proteases on two bacterial mucopeptides. Can J Biochem, 1965. 43(12): p. 1971−83.
  158. Van de Peer, Y. and De Wachter, R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment. Comput Appl Biosci, 1994. 10(5): p. 569−70.
  159. Vasilyeva, N.V., Tsfasman, I.M., Suzina, N.E., Stepnaya, O.A. and Kulaev, I.S. Secretion of bacteriolytic endopeptidase L5 of Lysobacter sp. XL1 into the medium by means of outer membrane vesicles. FEBS J, 2008. 275(15): p. 3827−35.
  160. Viarre, V., Cascales, E., Ball, G., Michel, G.P., Filloux, A. and Voulhoux, R. HxcQ liposecretin is self-piloted to the outer membrane by its N-terminal lipid anchor. J Biol Chem, 2009. 284(49): p. 33 815−23.
  161. Vieira, J. and Messing, J. The pUC plasmids, an M13mp7-derived system for insertion mutagenesis and sequencing with synthetic universal primers. Gene, 1982. 19(3): p. 259−68.
  162. Vincent, M.N., Harrison, L.A., Brackin, J.M., Kovacevich, P.A., Mukerji, P., Weiler, D.M. and Pierson, E.A. Genetic analysis of the antifungal activity of a soilborne Pseudomonas aureofaciens strain. Appl Environ Microbiol, 1991. 57(10): p. 2928−34.
  163. Vivian, A., Murillo, J. and Jackson, R.W. The roles of plasmids in phytopathogenic bacteria: mobile arsenals? Microbiology, 2001. 147(Pt 4): p. 763−80.
  164. Volonte, F., Piubelli, L. and Pollegioni, L. Optimizing HIV-1 protease production in Escherichia coli as fusion protein. Microb Cell Fact, 2011. 10(p. 53.
  165. Walsh, K.A., Kauffman, D.L., Kumar, K.S. and Neurath, H. On the Structure and Function of Bovine Trypsinogen and Trypsin. Proc Natl Acad Sei USA, 1964. 51(p. 301−8.
  166. Walsh, K.A. and Neurath, H. Trypsinogen and Chymotrypsinogen as Homologous Proteins. Proc Natl Acad Sei USA, 1964. 52(p. 884−9.
  167. Weller, D.M., Howie, W.J. and Cook, R.J. Relationship between in vitro inhibition of Gauemannomyces graminis var. tritici and suppression of take-all of wheat by fluorescent pseudomonads. Phytopathology 1988. 78(p. 1094−1100.
  168. Weon, H.Y., Kim, B.Y., Kim, M.K., Yoo, S.H., Kwon, S.W., Go, S.J. and Stackebrandt, E. Lysobacter niabensis sp. nov. and Lysobacter niastensis sp. nov., isolated from greenhouse soils in Korea. Int J Syst Evol Microbiol, 2007. 57(Pt 3): p. 548−51.
  169. Whitaker, D.R., Cook, F.D. and Gillespie, D.C. Lytic enzymes of Sorangium sp. Some aspects of enzyme production in submerged culture. Can J Biochem, 1965. 43(12): p. 1927−33.
  170. Wiederanders, B. The function of propeptide domains of cysteine proteinases. Adv Exp Med Biol, 2000. 477(p. 261−70.
  171. Wong, C.F., Salleh, A.B., Basri, M. and Abd Rahman, R.N. Organic-solvent stability of elastase strain K overexpressed in an Escherichia-Pseudomonas expression system. Biotechnol Appl Biochem, 57(1): p. 1−7.
  172. Wong, M.S., Wu, S., Causey, T.B., Bennett, G.N. and San, K.Y. Reduction of acetate accumulation in Escherichia coli cultures for increased recombinant protein production. Metab Eng, 2008.10(2): p. 97−108.
  173. Wong, S.L. and Doi, R.H. Determination of the signal peptidase cleavage site in the preprosubtilisin of Bacillus subtilis. J Biol Chem, 1986. 261(22): p. 10 176−81.
  174. Wright, C.S., Alden, R.A. and Kraut, J. Structure of subtilisin BPN' at 2.5 angstrom resolution. Nature, 1969. 221(5177): p. 235−42.
  175. Yanisch-Perron, C., Viera, J. and Messing, J. Improved M13 phage cloning vectors and host strains: nucleotide sequences of the M13mpl8 and pUC19 vectors. Gene, 1985. 33: p. 103 119.
  176. Zaitsev, E.N., Zaitseva, E.M., Bakhlanova, I.V., Gorelov, V.N. and Kuz’min, N.P. Cloning and characteristics of recA gene in Pseudomonas aeruginosa. Genetika, 1986. 22(11): p. 2721−7.
  177. Zhang, X.X., Kosier, B. and Priefer, U.B. Symbiotic plasmid rearrangement in Rhizobium leguminosarum bv. viciae VF39SM. J Bacteriol, 2001. 183(6): p. 2141−4.
  178. Zhu, X.L., Ohta, Y., Jordan, F. and Inouye, M. Pro-sequence of subtilisin can guide the refolding of denatured subtilisin in an intermolecular process. Nature, 1989. 339(6224): p. 483−4.
  179. Zuckerkandl, E. and Pauling, L. Molecules as documents of evolutionary history. J Theor Biol, 1965. 8(2): p. 357−66.
  180. , B.K., Химия протеолиза. Издательство: Наука, Москва (1991), с. 504.
  181. , П.р., Анализ генома. Методы. Издательство: Мир, Москва (1990), с. 246.
  182. Кулаев Бактериолитические ферменты микробного происхождения в биологии и медицине. Соросовский образовательный журнал, 1997. 3.
  183. , Е.С. Пульс-электрофорез: теория метода, инструментальный арсенал и области применения. Цитология, 2008. 50(11): р. 927−935.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?