Нуль-аллели в микросателлитных локусах кеты (Oncorhynchus keta Walbaum)
Диссертация
Так как ещё не разработаны надежные способы определения и учета данного явления, во многих популяционных исследованиях, те локусы, в которых предположительно выявляются нуль-аллели, исключаются из популяциониого анализа (Zhan, Hu, Hu et al. 2009; Senn II, Pemberton, 2009). Однако, такой путь решения проблемы этого явления неприемлем при масштабных исследованиях, поскольку в дальнейшем, при… Читать ещё >
Содержание
- ГЛАВА 1. ВВЕДЕНИЕ
- ГЛАВА 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 2. 1. Кета — биология вида и его хозяйственное значение
- 2. 2. ДНК маркеры
- 2. 2. 1. Случайные маркеры
- 2. 2. 2. Специфические маркеры
- 2. 2. 3. Митохондриальная ДНК
- 2. 2. 4. Повторяющиеся последовательности
- 2. 2. 5. Сателлитная, мини- и микросателлитная ДНК
- 2. 2. 6. Микросателлиты
- 2. 2. 7. Краткая история исследований микросателлитов
- 2. 2. 8. Минисаттелиты
- 2. 2. 9. Сателлитная ДНК
- 2. 2. 10. Скорости мутаций в микро- и минисателлитных локусах
- 2. 3. 1. Проблемы, возникающие при изучении микро- и минисателлитных локусов
- 2. 3. 2. Нуль-аллели
- 2. 3. 3. Возможные пути решения проблемы пуль-аллелей
- 3. 1. Характеристика исследуемых проб
- 3. 1. 1. Пробы кеты
- 3. 1. 2. Другие виды рыб рода Опсогкупскиз
- 3. 2. 1. Методика исследования микросателлитного локуса ОкеЪ
- 3. 2. 2. Секвенирование локуса ОкеЗ
- 3. 3. Статистическая обработка данных
- 4. 1. Поиск нуль-аллелей
- 4. 1. 1. Первые шаги. Подбор праймеров для определения нуль-аллеля в выборке с о. Кунашир
- 4. 1. 2. Подбор праймеров для определения нуль-аллелей в различных регионах Дальнего Востока
- 4. 2. 1. Определение нуль-аллелей в локусе Оке
- 4. 2. 2. Результаты теста на равновесия Харди-Вайнберга в выборках кеты
- 4. 3. Географическое распределение выявленных нуль-аллелей по локусу Оке
- 4. 3. 1. Выявление редкого аллеля №
- 4. 3. 2. Распределение выявленных нуль-аллелй локуса ОкеЪ по всему исследуемому ареалу кеты
- 4. 4. 1. Дифференциация популяций кеты различных регионов по локусу ОкеЪ при использовании альтернативных праймеров
- 4. 4. 2. Выявление локализации мутаций, вызывающих появление нуль-аллелей
- 5. 1. Подбор праймеров для секвенирования локуса ОкеЪ для всех видов рыб рода Опсогкупскт
- 5. 2. 1. Результаты секвенирования 5' фланкирующей зоны микросателлитного локуса кеты — ОкеЪ
- 5. 2. 2. Результаты секвенирования 3' фланкирующей зоны микросателлитного локуса кеты — ОкеЪ
- 5. 3. 1. Сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей тела микросателлитного локуса ОкеЪ у разных видов рыб рода Опсогкупскш
- 5. 3. 2. Сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей фланкирующих зон микросателлит локуса ОкеЪ у разных видов рыб рода Oncorhynchus
Список литературы
- Алтухов Ю.П. Динамика нопуляционных генофондов // Москва, Наука, 2004.
- Алтухов Ю.П. Генетические процессы в популяциях // Москва ИКЦ «Академкнига». 2003.
- Алтухов Ю. П., Е. А. Салменкова, В. Т. Омельченко, Г. Д. Сачко,
- B. И. Слынько. О числе мономорфных и полиморфных локусов в популяции кеты Oncorhynchus keta Walb. одного из тетраплоидных видов лососевых // Генетика. 1972. VIII № 2. С. 67−75.
- Алтухов Ю. П., Е. А. Салменкова, Г. Д. Рябова, Н. И. Куликова. Генетическая дифференциация популяций кеты и эффективность некоторых акклиматизационных мероприятий // Биология моря. 1980. Т. 3.1. C. 23−38.
- Алтухов Ю. П., Салменкова Е. А., Омельченко В. Т. Популяционная генетика лососевых рыб // М., Наука. 1997. 288 с.
- Алтухов Ю. П., Салменкова Е. А. Полиморфизм ДНК в популяционной генетике // Генетика. 2002. Т. 38. № 9. С. 1173−1195.
- Афанасьев К.И., Рубцова Г. А., Шитова М. В. Межрегиональная дифференциация кеты Сахалина и Южных Курил по микросателлитным локусам // Генетика. 2008. Т. 44. № 7. С. 956−963.
- Афанасьев К. И., Рубцова Г. А., Шитова М. В. И др. Популяционная структура кеты ONCORHYNCHUS КЕТА Российского Дальнего востока, выявленная по микросателлитным маркерам // Биология моря. 20H-.-TOM-37. № 1тсг39−47.- ~-------- ----------- «
- Варнавская II. В. Генетическая дифференциация популяций тихоокеанских лососей // Петропавловск-Камчатский, Изд-во КамчатНИРО, 2006. 488 с.
- Вейр Б. Анализ генетических данных // Москва. Мир. 1995.400 с.
- Гинатулина Л. К., Машкин С. А. Исследование внутривидового полиморфизма митохоидриальной ДНК кеты из Приморья и Сахалина.// Генетика. 1990. Т. 26. № 4. С. 729−738.
- Гриценко О. Ф. Проходные рыбы острова Сахалин (систематика, экология, промысел) // Москва. Издательство ВНИРО. 2002. 248 с.
- Животовский Л.А. Микросагеллитная изменчивость в популяциях человека и методы её изучения // Ипформацион. Вести. ВОГиС. 2006. Т. 10. № 1. С. 74−96.
- Иванов В. И., Киселев Л. Л. Геномика-медицине // ИКЦ „Академкнига“, 2005. 392с.
- Куликова Н. И. Внутривидовая изменчивость кариотипов кеты ОпсогИупскш ке1а // Вопросы ихтиологии. 1971. Т. 11. Вып. 6. С. 11 071 111.
- Малышев С.В., Картель Н. А. Молекулярные маркеры в генетическом картировании растений //Молекулярная биология. 1997. Т. 31 № 62 С. 197−208.
- Макоедов А.Н., Ермоленко Л. Н., Бачевская Л. Т., Овчинников К. А. Генетическая изменчивость кеты Опсогкупскт ке1а (Уа1Ьаит), размножающейся в реках Охотоморского побережья Камчатки // Генетика. 1995.31 (11). С. 1552−1556.
- Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Д. Молекулярное клонирование // М.: Мир. 1984. 480 с.
- Никитина Т. В., Назаренко С. А. Микросателлитные последовательности ДНК человека: мутационный процесс и эволюция // Генетика. 2004. Т. 40. № 10. С. 1301−1318.
- Оганисян А. С., Кочиева Е. 3., Рысков А. П. Маркирование видов и сортов картофеля с помощью метода RAPD-PCR // Генетика. 1996. 32(3): С. 448−451.
- Рубцова Г. А., Афанасьев К. И., Малипина Т. В., Шитова М. В., Ракицкая Т. А., Прохоровская В. Д., Животовский JLA. Дифференциация популяций кеты по микросатсллитным и аллозимным маркерам. // Генетика 2008. Т. 44, № 7. С. 964−971.
- Рысков А. П. Мультилокусны ДНК-фингерпринтинг в генетико-популяционных исследованиях биоразнообразия // Молекулярная биология. 1999. Т. 33. № 6. С. 997−1011.
- Салменкова Е. ' А., Омельчепко В. Т., Алтухов Ю. П. Гепогеографическое исследование популяций кеты, Oncorhynchus keta (Walbaum), в Азиатской части видового ареала // Генетика. 1992. Т. 28. № 1. С. 76−92.
- Хлесткииа Е. К., Салииа Б. А. SNP-маркеры: методы анализа, способы разработки и сравнительная характеристика на примере мягкой пшеницы // Генетика. Т. 42. № 6. С. 725−736.
- Хрусталева А. М. Комплексный метод дифференциации нерки (Oncorhynchus пегка) азиатских стад // Москва. 2007. ВНИРО. 164с.
- Шершнев А. П. Биология молоди кеты Oncorhynchus пегка в прибрежных водах юго-восточной части Татарского пролива // Автореф. Дисс. на соиск. уч. ст. биол. наук. 1971. Владивосток. 20 с.
- М.В. Шитова, К. И. Афанасьев, Г. А. Рубцова, Т. В. Малинина С. В. Сидорова, Л. А. Животовский. Микросателлитная изменчивость заводских популяций кеты (Oncorhynchus keta Walbaum) о. Сахалин // Вопросы рыболовства. 2009. Т. 10. № 1−37. С. 102−115.
- Шубина Е. А., Пономарева Б. В., Глубоков А. И. Популяционно-генетический анализ^ минтая Theragra chalcogramma{Teleostei, Gadidae) из Беренгового и Охотского морей // Молекулярная Биология. 2009. Т 43. № 5. С. 918−930.
- Allenorf F. W., Leary R. F. Conservation and distribution of genetic variation in a polytypic spccies, the cutthroat trout // Conserv. Biol. 1988. Vol. 2. P. 170−184,
- Arden W. R., Borer S., Thrower F., Joyce J. E. and Kapuscinski A. R. Inheritance of 12 microsatellite loci in Oncorhynchus mykiss // J Hered. 1999. 90: 529−536.
- Avise J. Molecular markers, natural history and evolution // Champan & Hal 1.2003.TTP Internatiorial Thomson Pub». CompT USAT РГ 5 IT:----
- Banks M. A., Blouin M. S., Baldwin B. A., Rashbrook V. K., Fitzgerald H. A., Blankenship S. M., Hedgecock D. Isolation' and inheritance of novel microsatellites in Chinook salmon (Oncorhynchus tshawylscha) IIJ Hered. 1999.90:281−288.
- Bagley M. J., Anderson S.L., May B. Choice of methodology for assessing genetic impacts of environmental stressors: polymorphism and reproducibility of RAPD and AFLP fingerprints // Ecotoxicology. V. 10. P. 239 244.
- Beacham T. D., Gould A. P., Withler R. E., et. al. Biochemical genetic survey and stock identification of chum salmon (Oncorhynchus keta) in British Columbia // Can. J. Fish. Aquat. Sci., 1987. 44(№ 10). P. 1702−1713.
- Beacham T. D., Le K. D., Candy J. R. Population structure and stock identification of chum salmon (Oncorhynchus keta) based upun microsatellite analysis // NPAFC Tech. Rep. 2004. № 5. p. 1−3.
- Beamount A. R., Hoare K. Biotechnology and genetics in fisheries and aquaculture // Blackwell Science. 2003. UK. P. 158.
- Bensch S., Akesson M. Ten years of AFLP in ccology and avolution: why so few animals? // Molecular Ecology. V. 14. P. 2899−2914.
- Bermingham E., Forbes S. H., Friendland K., Pla C. Discrimination between Atlantic salmon (Salmo salar) of North American and European origin using restriction analyses of mitochondrial DNA // Canad. J. Fish. Aquat. Sci. 1991. Vol. 48. P. 884−893.
- Billington N., Hebcrt P. D. I-I. Mitochondrial DNA diversity of fishes and its implications for introduction // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1991. Vol. 48. suppl. 1. P. 80−94.
- Bhargava A., Fuentes F. Mutational Dynamics of Microsatellites // Mol Biotechnol. 2010. V. 44, P. 250−266.
- Bornet B., Branchard M. Nonanchored Inter Simple Sequence Repeat (ISSR) Markers: Reproducible and Specific Tools for Genome Fingerprinting // Plant Molecular Biology Reporter. 2001. 19: P. 209−215
- Bowen N. J. and Jordan I.K. Transposablc elements and the evolution ofeukaryotic complexity // Curr Issues Mol. Biol. 2002. 4(3): P. 65−76
- Bowcoclc, A. M. et al. High resolution of human evolutionary trees with polymorphic microsatellites // Nature 1994. 368. P. 455−457.
- Brookes A. The essence of SNP // Gene. 1999. V. 234. P. 177−186.
- Brown B., Epifanio J. Nuclear DNA. Population Genetics: Principles and Applications for Fisheries Scientists // Ed. E.M. Hallerman. amer. Fish. Society. Bethesda, Maryland, USA. 2003. P. 101−126.
- Brykov VI. A., Polyakova N., Skurihina L. A., Kukhlevsky A. D., Geographical and temporal mitochondrial DNA variability in populations of pink salmon. // J. Fish. Biol. 1996. Vol. 48. P. 899−909.
- Buchholz W. G., Miller S. J., Spearman W. J. Isolation and Characterization of Chum salmon microsatellite loci and use across species amplification//Animal Genetics. 2001. V.32. № 3. P. 162−165.
- Cooper G, Miller PL, and Holland PWH. Molecular genetic analysis of sperm competition in the damselfly Ischnura elegans (Vander Linden) // Proc R Soc Lond Ser B Biol Sci. 1996. 265: P. 1343−1349.
- John M. Butler. Forensic DNA typing biology, technology, and genetics of STR markers // Second edition. Copyright © 2005, Elsevier (USA)
- Callen DF, Thompson AD, Shen Y, Phillips FLA, Richards Rl, Mulley
- JC, and Sutherland GR, 1993. Incidence and origin of «null» alleles in thei
- AC)n microsatellite markers // Am J Hum Genet 52: P. 922−927.
- Carlsson J. Effects of Microsatellite Null Alleles On Assignment
- Testing // Fleredity. 2008. V.99. № 6. P. 616−623.
- Cavalli-Sforza L. L. The DNA revolution in population genetics // Trends Genet. 1998. Vol. 14. N 2. P. 60−65.
- Chang H. W., Tan K. Y. and Chou Y. C. The complete sequence of Oncorhynchus keta mitocondrial genome // Department of Medical Technology,
- College of Edical Technology. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/EF 105 341) 2006.
- Cnops G., den Boer B., Gerats A., Van Montagu M. and Van Lijsebettens M. Chromosome landing at the Arabidopsis TORNADO 1 locus using an AFLP-based strategy II Mol Gen Genet. 1996. 253(1−2): P. 4 32.
- Crow J. F. Exp. // Clin. Immunogenet. 1995. V. 12. № 3. P. 121.
- Ellegren, H. DNA typing of museum birds // Nature 1991. 354. P.113.
- Ellegren, H. Microsatellites: simple sequences with complex evolution //Nature Reviews Genetics. 2004. V. 5. P. 435−445.
- Falque M., Keurentjes J., Bakx-Schotman J., and van Dijk P. J. Development and characterization of microsatellite markers in the sexual-apomictic complex Taraxacum officinale (dandelion) // Theor Appl Genet. 1998. 97: P. 283−292.
- Fisher P. J, Richardson T. E, and Gardner R. C. Characteristics of single- and multi-copy microsatellites from Pinus radiate II Theor Appl Genet. 1998.96: P. 969−979.
- Galandc A. A., Tiwari R., Ammiraju J.S.S., Santra D.K., Lagu M.D., Rao V.S., Gupta V.S., Misra B.K., Nagarajan S., Ranjckar P.K. Genetic analysis of kernel hardness in bread wheat using PCR-based markers // Theor. Appl. Genet. 2001. V. 103: P. 601−606.
- Garza, J. C., Slatkin M., and Freimer N. B. Microsatellite allele frequencies in humans and chimpanzees, with implications for constraints on allele size // Mol. Biol. Evol. 1995. V. 12: P. 594 603.
- Gupta M., Chyi Y.S., Romero-Severson J., Owen J.L. Amplification of DNA markers from evolutionarily diverse genomes using single primers of simple-sequence repeats // Theorct. Appl. Genet. 1994. V.89. P.998−1006.
- Hamada, H. & Kakunaga, T. Potential Z-DNA forming sequences are highly dispersed in the human genome // Nature 1982. V. 298, P. 396−398.
- Hayashi J. I., Yoshida M. C., Tagashira Y. Absence of extensive recombination between interspecies and interspecies mitochondrial DNA in mammalian cells // Exp. Cell Res. 1985. V. 160. Iss. 2. P. 378−395.
- Hicks M., Adams D., O’Keefe S., Macdonald E., and Hodgetts R. The development of RAPD and microsatellite markers in lodgcpole pine (Pinus contorta var. latifolia) // Genome 1998. V. 41: P. 797−805.
- Hilbert P.- Lindpaintner K.- Beckmann J.S.- Serikawa T.- Soubrier F.-t
- Dubay C.- Cartwright P.- Dcgouyon B.- Julicr C.- Talcahasi S.- Vincent M.- Ganten D.- Georges M.- Lathrop G.M. //Nature (London), 1991. V. 353, P. 521 529.
- Ho Pauline, A. Barton, J. Worthington, W. Thomson, A. J Silman, and I. N Bruce. HLA-Cw6 and HLAr) DRBl*07 together are associated with less severe joint disease in psoriatic arthritis // Ann Rheum Dis. 2007 June- 66(6): P. 807−811.
- Therapy in Multiple Sclerosis // Am J Hum Genet. 2008 August 8- 83(2): P. 219 227.
- Holt, C.L., Buoncristiani, M., Wallin, J.M., Nguyen, T., Lazaruk, K.D. and Walsh, P. S. TWGDAM validation of the AmpFSTR PGR amplification kits for
- Forensic DNA casework // Journal of Forensic Sciences, 2002.47, P. 66−96.
- Hu J., Quiros C.F. Identification of brokkoli and cauli-flower cultivarswith RAPD markers // Plant Cell Rep., 1991. V. 10. P.505−511
- Huang Q. Y., Xu F. H., Shen H., Deng H. Y., Liu Y. J., Liu Y. Z., J. Li L., Recker R. R., and Deng H. W. Mutation patterns at dinuleotide microsatellite loci in humans // Am. J. Hum. Genet. 2002, 70:625−634
- Hummel S. Ancient DNA typing: Methods, strategies and applications // Springer-Verlag. New York. 2003. P. 298.
- Jeffreys, A. J., Wilson, V. & Thein, S. L. Hypervariable 'minisatellite' regions in human DNA // Nature 1985. 314, P: 67−73.
- Jiang C. and Sink K.C. RAPD and SCAR markers linked to the sex expression locus M in asparagus // Euphytica 1997. 94: P. 229−333.
- Li W. H. Ellsworth D. L. Krushkal. J., Chang B. H., Hewett-Emmet D. Rates of nucleotide substitution in primates and rodents and the generationtime effect hypothesis // Mol. Phylogenet. Evol. 1996 V. 5. № 1. P. 182−187.
- Li Y. C., Korol A. B., Fahima T. ct al. Microsatellites: genomic distribution, putative function and mutayional mechanism: a review // Molrcular Ecology. 2002. V. 11. P. 2453−2465.
- Kimura M., Crow J. The number of alleles that can be maintained in a finite population // Genetics. 1964. V. 49. P. 725−738.
- Kruglyak S., Durett R. T., Shug M. D., Aquardo C. F. Equilibrium distribution of microsatellite repeat length resulting from a balance between slippage events and point mutation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 10 774−10 778.
- Krutovskii K.V., Vollmer S.S., Sorenscn F.C. et. al. RAPD genome map of Douglas-fir // J. Heredity. 1998. V. 89. P. 197−205.
- Konieczny A. and Ausubel F.M. A procedure for mapping Arabidopsis mutations using co-dominant ecotype-specific PCR-based markers // Plant J, 1993. 4(2): P. 403−410.
- Lai E. Application of SNP technologies in medicine: lessons learned and future challenges // Genome Res. 2001. VI. 1. № 6. P.927−929.
- Lazaro A. ML, Xiao Y., Regenscheid A., Ng J., Hurley C. K., Posch P.E. Characterization of 104 novel alleles at the HLA-A, -B, and -BKH1 loci from National Marrow Donor Program volunteer donors // Tissue Antigens. 2009. V. 73. P. 364−372.
- Lewis P.O., Zaykin D. Genetic Data Analysis: Computer program for the analysis of allelic data. 2001, Version 1.0 (dl6c). Free program distributed by the authors over the internet from http://lewis.eeb.uconn.edu/lewishome/software.html
- Liewlaksaneeyanawin C., Ritland C. E., El-Kassaby Y. A. Inheritance of Null Alleles for Microsatellites in the White Pine Weevil (Pissodes strobe Coleoptera: Curculionidae.) // Heredity. 2002. № 93(1). P. 67−70.
- Litt, M. & Luty, J. A. A hypervariable microsatellite revealed by in vitro amplification of a dinucleotide repeat within the cardiac muscle actin gene // Am. J. Hum. Genet. 1989. V. 44. P. 397−401.
- Lodhi M.A., Daly M.J., Yc G.N. et al. A molecular marker based linkage map of Vitis // Genome. 1995. V.38. p.786−794,
- Malik H.S. and Henikoff S. Adaptive evolution of Cid, a centromcrcspecific histonc in Drosophila//Genetics. 2001. 157(3): 1293−1298,
- Metzgar D., Bytof J. and Wills C. Selection against frameshift mutations limits microsatellite expansion in coding DNA // Genome Res. V. 10(1): 2000. P. 72−80.
- Miesfeld, R., Krystal, M. & Arnheim, N. A member of a new repeated sequence family which is conserved throughout eucaryotic evolution is found between the human and-globin genes // Nucleic Acids Res 1981. V. 9. P. 59 315 947.
- Mikac K. M., Fitzsimmons N.N., Genetic structure and dispersal patterns of the invasive procid Liposcelis decolor (Pearmen) in Australian grain storage systems // Bull Entomol Res. 2010. Feb 2: P. 1−7.
- Morgante M., Hanafey M. and Powell W. Microsatellites are preferentially associated with nonrepetitive DNA in plant genomes // Nature Genetics 2002. 30(2): P. 194−200.
- Moxon R. and Wills C. DNA Microsatellites: Agents of Evolution? // Scientific American January 1999 V. 280: P. 94−99.
- Mullis K., Erlich H., Faloona F., Horn G., Saiki R., Scharf S., Specific enzymatic amplification of DNA in vitro the polymerase chain reaction // Cold Spring Harbor symp. Quant. Biol. 1986. V. 51. P. 263−273
- Pcreira S. Mitochondrial genome organization and vertebrate phylogenenetics // Genet Mol Biol 2000. P. 745−752.
- Phillips RB, DeKonirig J, Morasch MR, Park LK, Devlin RH. Identification of the sex chromosome pair in chum salmon (Oncorhynchus keta) and pink salmon (Oncorhynchus gorbuscha) // Cytogenet Genome Res. 2007. V. 118(4): P. 298−304. «1. .. V’V — - '
- Rakoczy-Trojanowska M. and Bolibok II. Characteristics and a comparison of three classes of microsatellite-based markers and their application in plants // Cell. Mol. Biol 2004. Lett V. 9(2): P. 221−238.
- Schlotterer, C., Amos, B. & Tautz, D. Conservation of polymorphic simple sequence loci in cetacean species. Nature 1991, 354, 63−65.'
- Schlottcr C. Microsatellites. Molecular Genetic analysis of Populations// Ed. Hoelzel a. R. Oxford Univ. Press., 1998. P. 237 260.
- Schlotter C. Evolutionary dynamics of microsatellite DNA *// Chromosoma. 2000. V. 109. P. 365−371.
- Schlotter C. Opinion: The evolution of molecular markers -just a matter of fashion // Nature Rev. Genet. 2004. Vol. 5. P. 63−69.
- Schumm, J.W., Lins, A.M., Miclca, K.A., Sprecher, C.J., Rabbach, D.R. and Bacher, J. WProceeding of the Seventh International Symposium on Human Identification // Madison. Wisconsin. 1996. Promega Corporation P. 7088.
- Seeb L.W., Crane P.A. Allozymes and mitochondrial DNA Discriminate Asian and Noeth American populations of chum salmon in mixed-stock fisheries along the south coast of the Alaska peninsula // Trans. Am. Fish. Soci. 1999. V. 128. P. 88−103.
- Senn H, Pembcrton J. Variable extent of hybridization between invasive sika (Cej*vus nippon) and native red deer (C. elaphus) in a small geographical area 11 Molecular Ecology. 2009. № 18. P. 862−876.
- Sharma S. and Raina S.N. Organization and evolution of highly repeated satellite DNA. sequences in plant chromosomes // Cytogenet Genome Res. 2005. V. 109: P. 15 26.
- Southern E.M. Detection of specific sequences among DNA fragments separated by gel electrophoresis. J. Mol. Biol. 1975. 98(3): P. 503−517.
- Spritz, R. A. Duplication/deletion polymorphism 5'- to the human a-globin gene. Nucleic Acids Res 1981. V. 9. P. 5037−5047.
- Tautz, D. tlypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA markers. Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 6463−6471.
- Tiercy J., Sivakumar R. Rathinam, Marianne Gex-Fabry, and Edoardo Baglivo. A shared IILA-DRB1 epitope in the DR beta first domain is associated with Vogt-Koyanagi-Harada syndrome in Indian patients Mol Vis. 2010- 16: P. 353 358.
- Tishkoff S. A., Dietzsch E., Speed W. et al. Global patterns of linkage disequilibrium at the CD4 locus and modem human origins // Science. 1996. Vol. 271. P. 1380−1387.
- Treuren R. Estimating null allele frequencies at a microsatellite locus in the oystercatcher (Haematopus ostralegus) // Molecular Ecology. 1998. № 7. P. 1413−1417.
- Van de Goor L. H. P., Koskinen M. T., van Haeringen W. A. Population studies of 16 bovine STR loci for forcntsic purposes // SpringerVerlag 2009. Int J. Legal Med.
- Vergnaud G. and Denoeud F. Minisatellites: Mutability and Genome Architecture // Genome Research 2000. V. 10: P. 899−907.
- Vos P., Hogers R., Bleeker M., Rejans M., van de Lee T., Homes M., Fritjers A., Pot J., Peleman J., Kuiper M., and Zabeau M. AJFLP: a new technique for DNA fingerprinting // Nucl. Acids Res. 1995. 23: P. 4407−4414.
- Weber, J. L. & May, P. E. Abundant class of human DNA polymorphisms which can be typed using the polymerase chain reaction // Am. J. Hum. Genet. 1989. V. 44. P. 388−396.
- Weber, J. L. & Wong, C. Mutation of human short tandem repeats // Hum. Mol. Genet. 1993. V. 2. P. 1123 1128.
- Weising K., Nybom H., Wolff K., Kahl G. DNA fingerprinting in plants: principles, methods, and application // 2nd. Taylor and Francis Group. Boca Raton. 2005. USA. P.444.
- Weissenbach, J. A second-generation linkage map of the human genome. Nature. 1992. V. 359 P. 794−801.
- Williams J.G.K., Kubelik A.R., Livak K.J., Rafalski J.A. and Tingey S.V. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers. Nucleic Acids Research. 1990. 18(22): P. 6531−6535.
- Wilson A. C., Cann R. L., Carr S. M. ct. al. Mitochondrial DNA and two perspectives on evolutionary genetics // Biological J. of the Linnean Society. 1985. V. 26. P. 375−400.
- Xu X., M. Peng, Z. Fang, and X. Xu. The direction of microsatellitc mutations is dependent upon allele length //Nat. Genet. 2000. 24:396−399.
- Yinglei L. and Fengzhu S. The Relationship Between Microsatellite Slippage Mutation Rate and the Number of Repeat Units // Mol. Biol. Evol. 2003. 20(12):2123—2131.
- Yonsei Sung Yoon Choo. The IILA System: Genetics, Immunology, Clinical Testing, and Clinical Implications // Med J. 2007 February 28- 48(1): 11−23.
- Zietkiewicz E., Rafalski A., Labuda D. Genome fingerprinting by simple sequence repeat (SSR)-anchorcd polymerase chain reaction amplification //Genomics. 1994. 20: 176−183.
- Zhan A., IIu J., I-Iu X. et al. Construction of microsatellite-based linkage maps and identification of size-related quantitative trait loci for Zhikong scallop {Chlamys farreri) II Animal Genetics. 2009. № 40. P. 821−831.
- Zhivotovsky, L.A., M.W. Feldman, and S A. Grishechkin. Biased mutations and microsatellite variation // Mol. Biol. Evol. 1997.14: 926−933.