Филогенетическое разнообразие микроорганизмов в термофильных железовосстанавливающих сообществах
Диссертация
Обнаружено, что в присутствии гранул альгината и 1-е (Ш), в устойчивых накопительных культурах детектируются микроорганизмы филогенетического типа Р1апМотусе1ез, имеющие лишь отдалённое родство с известными культивируемыми видами. Впервые получены устойчивые накопительные культуры термофильных анаэробных планктомицетов. Накопительные культуры восстанавливают ферригидрит и цитрат Ре (Ш… Читать ещё >
Содержание
- 1. ВВЕДЕНИЕ
- 1. 1. Актуальность проблемы
- 1. 2. Цели и задачи исследования
- 1. 3. Научная новизна работы
- 1. 4. Практическое значение
- 1. 5. Апробация работы
- 1. 6. Публикации
- 1. 7. Структура и объем работы
- 1. 8. Место проведения работы
- 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 2. 1. Восстановление железа микроорганизмами
- 2. 1. 1. Типы микробной железоредукции
- 2. 1. 2. Физиологические стратегии железоредукции
- 2. 1. 3. Биохимические механизмы железоредукции
- 2. 2. Термофильные железовосстанавливающие микроорганизмы
- 2. 3. Филогенетическое разнообразие термофильных железоредукторов
- 2. 4. Характеристика представителей филогенетического типа Р1апс1отусе1еБ
- 2. 4. 1. Филогенетическое разнообразие
- 2. 4. 2. Термофильные планктомицеты
- 2. 1. Восстановление железа микроорганизмами
- 3. 1. Отбор проб
- 3. 2. Состав среды и условия культивирования
- 3. 3. Приготовление слабокристаллического оксида железа трехвалентного (ферригидрита)
- 3. 4. Приготовление гранул альгината
- 3. 5. Получение накопительных культур
- 3. 6. Выделение чистой культуры
- 3. 7. Микроскопические методы исследования
- 3. 8. Методы контроля чистоты культур
- 3. 9. Определение параметров роста микроорганизмов
- 3. 10. Изучение физиолого-биохимических свойств
- 3. 11. Аналитические методы
- 3. 12. Молекулярно-биологические методы
- 3. 13. Филогенетический анализ
- 3. 14. Флюоресцентная in situ гибридизация (FISH)
- 4. 1. Получение и микробиологический анализ накопительных культур термофильных железовосстанавливающих микроорганизмов
- 4. 1. 1. Получение железовосстанавливающих накопительных культур
- 4. 1. 2. Микробиологический анализ накопительных культур, полученных из наземных гидротерм Камчатки
- 4. 2. Филогенетический анализ накопительных культур термофильных железовосстанавливающих микрорганизмов
- 4. 2. 1. Общая характеристика филогенетического состава накопительных культур
- 4. 2. 2. Различия филогенетического состава при наличии и отсутствии контакта клеток с минералом
- 4. 2. 3. Различия филогенетического состава в зависимости от донора электронов
- 4. 2. 4. Различия филогенетического состава в зависимости от температуры культивирования
- 4. 3. Новые анаэробные термофильные бактерии, полученные из термофильных железовосстанавливающих микробных сообществ
- 4. 3. 1. Общая характеристика штамма новой термофильной ацетогенной бактерии
- 4. 3. 1. 1. Выделение
- 4. 3. 1. 2. Морфология клеток
- 4. 3. 1. 3. Параметры роста изолята
- 4. 3. 1. 4. Использование субстратов в качестве доноров электронов
- 4. 3. 1. 5. Использование акцепторов электронов
- 4. 3. 1. 6. Восстановление ферригидрита штаммом 64FGQ с использованием экзогенных медиаторов железоредукции
- 4. 3. 1. 7. Продукты метаболизма
- 4. 3. 1. 8. Нуклеотидный состав ДНК
- 4. 3. 1. 9. Филогенетический анализ
- 4. 3. 2. Общая характеристика новых представителей филогенетического типа Planctomycetes
- 4. 3. 2. 1. Флуоресцентная in situ гибридизация
- 4. 3. 2. 2. Морфология клеток
- 4. 3. 2. 3. Параметры роста
- 4. 3. 1. Общая характеристика штамма новой термофильной ацетогенной бактерии
Список литературы
- Балашова В.В., Заварзин Г. А. Анаэробное восстановление железа гидрогенными бактериями // Микробиология. 1979. Т. 48. № 5. С.773−778.
- Герхардт Ф. Методы общей бактериологии / Москва: Мир. 1984. 264 с.
- Заварзин Г. А. Становление биосферы // Вестник РАН. 2001. Т. 71. № 11. С. 9 881 001.
- Куличевская И. С., Панкратов Т. А., Дедыш С. Н. Выявление представителей planctomycetes в сфагновых болотах с использованием молекулярных и культуральных подходов // Микробиология. 2006. Т. 75. № 3. С. 389−396.
- Панкратов Т.А., Белова С. Э., Дедыш С. Н. Оценка филогенетического разнообразия прокариотных микроорганизмов в сфагновых болотах с использованием метода FISH // Микробиология. 2005. Т. 74. № 6. С. 831−837.
- Пиневич А.В. Микробиология железа и марганца. 2005. Санкт-Петербург: Издательство Санкт-Петербургского университета. 373 с.
- Резников А.А., Муликовская Е. П., Соколов И. Ю. Методы анализа природных вод. 1970. Москва: Недра.
- Слободкин А.И., Ерощев-Шак В.А., Кострикина Н. А., Лаврушин В. Ю., Дайняк Л. Г., Заварзин Г. А. Образование магнетита термофильными анаэробными микроорганизмами // Доклады Академии Наук. 1995. Т. 345. № 5. С.694−697.
- Слободкин А. И. Термофильная микробная металлоредукция // Микробиология. 2005. Т. 74. С. 581−595.
- Тихонов В.В., Якушев А. В., Завгородняя Ю. А., Вызов Б. А., Демин В. В. Действие гуминовых кислот на рост бактерий // Почвоведение. 2010. Т. 3. С. 333−341.
- Чудаев О.В., Чудаева В. А., Карпов Г. А., Эдмунде У. М., Шанд П. Геохимия вод основных геотермальных районов Камчатки. 2000. Владивосток. Дальнаука. 200 с.
- Aguiar P., Beveridge Т. J. Reysenbach A.-L. Sulfurihydrogenibium azorense sp. nov., a thermophilic hydrogen-oxidizing microaerophile from terrestrial hot springs in the Azores // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54. P. 33−39.
- Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J. Basic local alignment search tool // J. Mol. Biol. 1990. V. 215. P. 403−410.
- Balk M., Weijma J., Stams A.J.M. Thermotoga lettingae sp. nov., a novel thermophilic, methanol-degrading bacterium isolated from a thermophilic anaerobic reactor // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. V. 52. P. 1361−1368.
- Balk M., Weijma J., Friedrich M.W. Stams A.J.M. «Methanol utilization by a novel thermophilic homoacetogenic bacterium, Moorella midderi sp. nov., isolated from a bioreactor."// Arch. Microbiol. 2003. V. 179. P. 315−320.
- Balk M., van Gelder T., Weelink S.A., Stams A J. „(Per)chlorate reduction by the theiTnophilic bacterium, Moorella perchloratireducens sp. nov., isolated from an underground gas storage.“ // Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. P. 403−409.
- Balkwill D.L., Kieft T.L., Tsukuda T., Kostandarithes H.M., Onstott T.C., Macnaughton S., Bownas J., Fredrickson J.K. Identification of iron-reducing Thermus strain as Thermus scotoductus II Extremophiles. 2004. V. 8. P. 37−44.
- Bauer I., Kappler A. Rates and Extent of Reduction of Fe (III) Compounds and 02 by llumic Substances // Environ. Sci. Technol. 2009. V. 43. P. 4902−4908.
- Baumgartner LK, D. C., Bucklcy DH, Spear JR, Pace NR, Visscher PT. Microbial species richness and metabolic activities in hypcrsaline microbial mats: insight into biosignaturc formation through lithification//Astrobiology. 2009. V. 9. P. 861−874.
- Beliacv A. S., Saffarini D.A. Shewanella putrefaciens mtrB encodes an outer membrane protein required for Fe (III) and Mn (IV) reduction // J. Bacteriol. 1998. V. 180. P. 6292−6297.
- Boomer S.M., Noll K.L., Geesey G.G., Dutton B.E. Formation of Multilayered Photosynthetic Biofilms in an Alkaline Thermal Spring in Yellowstone National Park, Wyoming // Appl Environ Microbiol. 2009. V. 75 (8). P. 2464−2475.
- Boone D.R., Liu Y» Zhao Z.J., Balkwill D.L., Drake G.R., Stevens T.O., Aldrich H.C. «Bacillus infemus sp. nov., an Fe (III) — and Mn (IV)-reducing anaerobe from the deep terrestrial subsurface.» // Int. J. Syst. Bacteriol. 1995. V. 45. P. 441−448.
- Bosch J., Heister K., Hofmann T., Meckenstock R.U. Nanosized iron oxide colloids strongly enhance microbial iron reduction // Appl Environ Microbiol. 2010. V. 76 (1). P. 184 189.
- Bretschger O., Obraztsova, A., Sturm, C.A., Chang, I.S., Gorby, Y.A., Reed, S.B., et al. Current production and metal oxide reduction by Shewanella oneidensis MR-1 wild type and mutants // Appl Environ Microbiol. 2007. V. 73: 7003−7012.
- Bridge T.A.M, Johnson D.B. Reduction of soluble iron and reductive dissolution of ferric iron-containing minerals by moderately thermophilic iron-oxidizing bacteria // Appl Environ Microbiol. 1998. V. 64 (6). P. 2181−2186.
- Brummer I.H.M., Felske A.D.M., Wagner-Dobler I. Diversity and Seasonal Changes of Uncultured Planctomyceiales in River Biofilms // Appl Environ Microbiol. 2004. V. 70 (9). P. 5094−5101.
- Buckley D.H., Huangyutitham V., Nelson T.A., Rumberger A., Thies J.E. Diversity of Planctomycetes in Soil in Relation to Soil History and Environmental Heterogeneity // Appl Environ Microbiol. 2006. V. 72 (7). P. 4522−4531.
- Butler J.I., Young N.D., Lovley D.R. Evolution of electron transfer out of the cell: comparative genomics of six Geobacter genomes II BMC Genomics. 2010. V. 11 (40). P.1−12.
- Canfield D.E. Pathways of organic carbon oxidation in three continentasl margin sediments // Mar. Geol. 1993. V. 113. P. 27−40.
- Canstein H., Ogawa J., Shimizu S., Lloyd J.R. Secretion of Flavins by Shewanella Species and Their Role in Extracellular Electron Transfer // Appl Environ Microbiol. 2008. V. 74 (3). P. 615−623.
- Cervantes F., Dijksma W., Duong-Dac T., Ivanova A., Lettinga G., Field J.A. Anaerobic mineralization of toluene by enriched sediments with quinones and humus as terminal electron acceptors // Appl Environ Microbiol. 2001. V. 67 (10). P. 4471−4478.
- Cervantes F., Vu-Thi-Thu L., Lettinga G., Field J.A. Quinone-respiration improves dechlorination of carbon tetrachloride by anaerobic sludge // Appl Microbiol Biotechnol. 2004. V. 64 (5). P. 702−711.
- Chen C., Macarie H., Ramirez I., Olmos A., Ong S.L., Monroy O., Liu W. Microbial community structure in a thermophilic anaerobic hybrid reactor degrading terephthalate // Microbiology. 2004. V. 150. P. 3429−3440.
- Childers S.I., Lovley D. R. Differences in Fe (IlI) reduction in the hyperthermophilic archaeon, Pyrobaculum islandicum, versus mesophilic Fe (III)-reducing bacteria // FEMS Microbiology Letters. 2001. V. 195 (2). P. 253−258.
- Childers S.E., Ciufo S., Lovley D.R. Geobacter metallireducens accesses insoluble Fe (III) oxide by chemotaxis //Nature. 2002. V. 416. P. 767−769.
- Chouari R., Le Paslier D., Daegelen P., Ginestet P., Weissenbach J., Sghir, A. Molecular evidence for novel planctomycele diversity in a municipal wastewater treatment plant // Appl Environ Microbiol. 2003. V. 69. P. 7354−7363.
- Coursolle D., Gralnick J.A. Modularity of the Mtr respiratory pathway of Shewanella oneidensis strain MR-1 // Molecular Microbiology. 2010. V. 77 (4). P. 995−1008.
- Dedysh S.N., Belova S.E., Kulichevskaya I.S., Liesack W. Phylogenetic analysis and in situ identification of bacteria community composition in an acidic Sphagnum peat bog // Appl Environ Microbiol. 2006. V. 72 (3). P. 2110−2117.
- Earhart C.F. Iron metabolism. In Encyclopedia of microbiology. Academic Press. 2000. V. 2. P.860−868.
- Feinberg L.F., Holden J.F. Characterization of dissimilatory Fe (III) versus NO3 -reduction in the hyperthermophilic archaeon Pyrobaculum aerophilum II J. Bacteriol. 2006. V. 188. P. 525−531.
- Feinberg L.F., S. R., Vachet R.W., Holden J.F. Constrains of anaerobic respiration in the hyperthermophilic archaea Pyrobaculum islandicum and Pyrobaculum aerophilum II Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. P. 396−402.
- Fontaine F.E., Peterson W.H., McCoy E., Johnson M.J., Ritter G.J. A new type of glucose fermentation by Clostridium thermoaceticum IIJ Bacteriol. 1942. V. 43. P. 701−706.
- Franzmann P.D., Skerman V.B.D. Gemmata obscuriglobus, a new genus and species of the budding bacteria // Antonie van Leeuwenhoek J. Microbiol. Serol. 1984. V. 50. P. 261−268.
- Fredrickson J., Kostandarithes H. M, Li S. W, Plymale A. E, Daly M.J. Reduction of Fe (III), Cr (VI), U (VI), and Tc (VII) by Deinococcus radiodurans R1 // Appl Environ Microbiol. 2000. V. 66 (5). P. 2006−2011.
- Fredrickson J.K., Zachara J.M. Electron transfer at the microbe-mineral interface: a grand challenge in biogeochemistry// Geobiology. 2008. V. 6. P. 245−253.
- Fuerst J. Intracellular compartmentation in planctomycetes // Annu Rev Microbiol. 2005. V. 59. P. 299−328.
- Giovannoni S.J., Schabtach E., Castenholz R.W. Isosphaera pallida, gen. and comb, nov., a gliding, budding eubacterium from hot springs // Arch Microbiol. 1987. V. 147. P. 276 284.
- Glasauer S.L.S., Beveridge T.J. Intracellular iron minerals in a dissimilatory iron-reducing bacterium // Science. 2002. V. 4 (295). P. 117−119.
- Glasauer S.L.S., Boyanov M., Lai B., Kemner K., Beveridge T.J. Mixed-valence cytoplasmic iron granules are linked to anacrobic respiration // Appl Environ Microbiol. 2007. V. 73 (3). P. 993−996.
- Gralnick J.A., Newman D.K. Extracellular respiration // Mol Microbiol. 2007. V. 65 (1).P. 1−11.
- Greene A. C, Patel B.K.C, Sheehy A. Deferribacter thermophilus gen. nov., sp. nov., a novel thermophilic manganese- and iron-reducing bacterium isolated from a petroleum reservoir // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. P. 505−509.
- Hernandez M.E., Newman D.K. Extracellular electron transfer // Cell Mol. Life Sci. 2001. V. 58. P. 1562−1571.
- Hernandez M., Kappler A., Newman D.K. Phenazines and other rcdox-active antibiotics promote microbial mineral reduction // Appl Environ Microbiol. 2004. V. 70 (2). P. 921−928.
- Hugenholtz P., Pitulle C, Hershberger K.L., Pace N.R. Novel division level bacterial diversity in a Yellowstone hot spring // J Bacteriol. 1998. V. 180 (2). P. 366−376.
- Hungate R.T. A roll tube method for cultivation of strict anaerobes. 1969. New York, Academic. Press. 1969.
- Janssen P. Identifying the dominant soil bacterial taxa in libraries of 16S rRNA and 16S rRNA genes // Appl Environ Microbiol. 2006. V. 72 (3). P. 1719−1728.
- Johnson D.B., Okibe N., Roberto F.F. Novel thermo-acidophilic bacteria isolated from geothermal sites in Yellowstone National Park: physiological and phylogenetic characteristics // Arch. Microbiol. 2003. V. 180. P. 60−68.
- Kanokratana P., Chanapan S., Pootanakit K., Eurwilaichitr L. Diversity and abundance of Bacteria and Archaea in the Bor Khlueng Hot Spring in Thailand // J Basic Microbiol. 2004. V. 44 (6). P. 430−444.
- Kappler A., Benz M., Shink B., Brune A. Electron shuttling via humic acids in microbial iron (ill) reduction in a freshwater sediment // FEMS Microbiology Ecology. 2004. V. 47. P. 85−92.
- Kashefi K, Lovley D.R. Extending the upper temperature limit for life // Science. 2003. V. 301. P. 934.
- Kashefi K., Lovley D. R. Reduction of Fe (lII), Mn (IV), and toxic metals at 100 °C by Pyrobaculum islandicum //Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 1050−1056.
- Kerisit S., Rosso k.M., Dupuis M., Valiev M. Molecular computational investigation of electron-transfer kinetics across cytochrome-iron oxide interfaces // J. Phys. Chem. 2007. V. 111. P. 11 363−11 375.
- Kirkpatrick J., Oakley B., Fuchsman C., Srinivasan S., Staley J.T., Murray J.W. Diversity and distribution of Planctomycetes and related bacteria in the suboxic zone of the Black Sea// Appl Environ Microbiol. 2006. V. 72 (4). P. 3079−3083.
- Kohler T., Stingl U., Meuser K., Brune A. Novel lineages of Planctomycetes densely colonize the alkaline gut of soil-feeding termites (Cubitermes spp.) // Environmental Microbiology. 2008. V. 10 (5). P. 1260−1270.
- Korenevsky A.A., Vinogradov E., Gorby Y., Beveridge T.J. Characterization of lipopolysacharides and capsules of Shewanella spp // Appl Environ Microbiol. 2002. V. 68. P. 4653−4657.
- Lai R. Carbon sequestration impacts on global climate change and food security // Scicnce. 2004. V. 304. P. 1623−1627.
- Lane D. J. 16S/23S rRNA sequencing. In Nucleic Acid Techniques in Bacterial Systematics. 1991. New York, Wiley.
- Leang C., Coppi M.V., Lovley D.R. OmcB, a c-type polyheme cytochrome, involved in Fe (III) reduction in Geobacter sulfurreducens IIJ Bactcriol. 2003. V. 185 (7). P. 2096−2103.
- Leang C., Lovley D.R. Regulation of two highly similar genes, omcB and omcC, in a 10 kb chromosomal duplication in Geobacter sulfurreducens II Microbiology. 2005. V. 151 (6). P. 1761−1767.
- Ledyard K.M., Butler A. Structure of putrebactin, a new dihydroamate siderophore produced by Shewanella putrefaciens II. J Biol Inorg Chem. 1997. V. 2. P. 93−97.
- Lee A.K., Newman D.K. Microbial iron respiration: impacts on corrosion processes // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2003. V. 62. P. 134−139.
- Lee K., Webb R.I., Fuerst J.A. The cell cycle of the planctomycete Gemmata obscuriglobus with respect to cell compartmentalization // BMC Cell Biology. 2009. V. 10 (4). P. 1−12.
- Liu C., Zachara J. M, Zhong L., Heald S.M., Wang Z., Jcon B.H., Fredrickson J.K. Microbial reduction of intragrain U (VI) in contaminated sediment // Environ Sci Technol. 2009. V. 43 (13). P. 4928−4933.
- Lovley D.R. Dissimilatory Fe (III) and Mn (IV) reduction // Microbiol.Rcv. 1991.V. 55. P. 259−287.
- Lovley D.R. Microbial reduction of iron, marganese, and other metals // Adv. Agron. 1995. V. 54. P. 175−231.
- Lovley, D.R., Coates, J.D., Blunt-Harris E.L., Phillips E.J.P., Woodward J.C. Humic substances as electron acceptors for microbial respiration // Nature. 1996. V. 382. P. 445−448.
- Lovley D.R., Fraga J.L., Blunt-Harris I.L., Hayes P., Coates J.D. Humic substances as a mediator for microbially catalyzed metal reduction // Acta hydrochim. hydrobiol. 1998. V. 26 (3). P. 152−157.
- Lovley D.R., Holmes D.E., Nevin K.P. Dissimilatory Fe (III) and Mn (IV) reduction // Advances in Microbial Physiology. 2004. V. 49. P. 219−286.
- Lovley D.R. Potential role of dissimilatory iron reduction in the early evolution of microbial respiration. Origins, Evolution and Biodiversity of Microbial Life. J. Seckbach, (ed). 2005. Kluwer. Netherlands. 301−313.
- Lovley D.R. Extracelular electron transfer: wires, capacitors, iron lungs, and more // Geobiology. 2008. V. 6. P. 225−231.
- Lower B.H., Shi L., Yongsunthon R" Droubay T.C., McCready D.I., Lower S.K. Specific bonds between an iron oxide surface and outer membrane cytochromes MtrC and OmcA from Shewanella oneidensis MR-1 // J. Bacteriol. 2007. V. 189. P. 4944−4952.
- Marsiii E., Baron D.B., Shikhare I.D., Coursolle D., Gralnick J.A., Bond D.R. Shewanella secretes flavins that mediate extracellular electron transfer // Proc Natl Acad Sei U S A. 2008. V. 105 (10). P. 3968−3973.
- McKnight D., Aiken G.R. Sources and ages of aquatic humus. 1998. Berlin, Springer.
- Mehta T., Coppi M.V., Childers S.E., Lovley D.R. Outer Membrane c-Type Cytochromes Required for Fe (III) and Mn (IV) Oxide Reduction in Geobacter sulfurreducens Appl Environ Microbiol. 2005. V. 71 (12). P. 8634−8641.
- Myers C., Myers J.M. MtrB is required for proper incorporation of the cytochromes OmcA and OmcB into the outer membrane of Shewanella putrefaciens MR-1 11 Appl Environ Microbiol. 2002. V. 68 (11). P. 5585−5594.
- Neef A., Araann R., Schlesner H., Schleifer K. Monitoring a widespread bacterial group: in situ detection ofplanctomycetes with 16s rRNA-targeted probes // Microbiology. 1998. V. 144. P. 3257−3266.
- Nevin K., Lovley D. Potential for Nonenzymatic Reduction of Fe (III) via electron Shuttling in Subsurface Sediments // Environ. Sci. Technol. 2000a. 34: 2472−2478.
- Nevin K.P., Lovley D. R. Lack of production of electron-shuttling compounds or solubilization of Fe (III) during reduction of insoluble Fe (III) oxide by Geobacter metallireducens // Appl Environ Microbiol. 2000b. V. 66. P. 2248−2251.
- Nevin K.P., Lovley D.R. Mechanisms for accessing insoluble Fe (III) oxide during dissimilatory Fe (III) reduction by Geothrix fermentans II Appl Environ Microbiol. 2002 V. 68 (5). P. 2294−2299.
- Niu L., Song L., Liu X., Dong X. Tepidimicrobium xylanilyticum sp. nov., an anaerobic xylanolytic bacterium, and emended description of the genus Tepidimicrobium II Int J Syst Evol Microbiol. 2009. V. 59. P. 2698−2701.
- Niftrik L.A., Fuerst J.A., Sinninghe Damste J.S., Kuenen J.G., Jetten M.S., Strous M. The anammoxosome: an intracytoplasmic compartment in anammox bacteria // FEMS Microbiol Lett. 2004. V. 233 (1). P. 7−13.
- Norris T.B., Wraith J.M., Castenholz R.W., McDermott T.R. Soil Microbial Community Structure across a Thermal Gradient following a Geothermal Heating Event // Appl Environ Microbiol. 2002. V. 68 (12). P. 6300−6309.
- Nosanchuk J.D., Casadevall A. The contribution of melanin to microbial pathogenesis // Cell Microbiol. 2003. V. 5 (4). P. 203−223.
- Ogg CD, Patel BK. Fervidicola ferrireducens gen. nov., sp. nov., a thermophilic anacrobic bactcrium from geothermal waters of the Great Artesian Basin, Australia // Int J Syst Evol Microbiol. 2009. V. 59. P. 1100−1107.
- Ogg C. D. and Patel B.K. C. Fervidicella metallireducens gen. nov., sp. nov., a thermophilic, anaerobic bacterium from geothermal waters // Int J Syst Evol Microbiol. 2010. V. 60. P. 1394−1400.
- Pierson L.S., Pierson E.A. Metabolism and function of phenazines in bacteria: impacts on the behavior of bacteria in the environment and biotechnological processes // Appl Microbiol Biotechnol. 2010. V. 86 (6). P. 1659−1670.
- Pfennig N. Z. Bacteriol. Hyg. I. Abt. Suppl. 1965. 1: 179.
- Powell G.E. Interpretation of gas kinetics of batch cultures // Biotech. Lett. 1983. V. 5 (7). P. 473−440.
- Reguera G., McCarthy K.D., Mehta T., Nicoll J.S., Tuominen M.T., Lovley D.R. Extracellular electron transfer via microbial nanowires //Nature. 2005. V. 435. P. 1098−1101.
- Reynolds E. The use of leadcitrate at high pH as an electron opague stain in electron microscopy// J. Cell. Biol. 1963. V. 17. P. 208−212.
- Reysenbach AL, Liu Y, Banta AB, Beveridge TJ, Kirshtein JD, Schouten S, Tivey MK, Von Damm KL, Voytek MA. A ubiquitous thermoacidophilic archaeon from deep-sea hydrothermal vents. Nature. 2006. 27:444−447.
- Romine M.F., Carlson T.S., Norbeck A.D., McCue L.A., Lipton M.S. Identification of mobile elements and pseudogenes in the Shewanella oneidensis MR-1 genome // Appl Environ Microbiol. 2008. V. 74. P. 3257−3265.
- Schlesner H. Planctomyces brasiliensis sp. nov., a halotolerant bacterium from a salt pit // Syst Appl Microbiol. 1989. V. 12. P. 159−161.
- Schuetz B., Schicklberger M., Kuermann J., Spormann A.M., Gescher J. Periplasmic electron transfer via the c-type cytochromes MtrA and FccA of Shewanella oneidensis MR-1 // Appl Environ Microbiol. 2009. V. 75 (24). P. 7789−7796.
- Scott D.T., McKnight D.M., Blunt-IIarris E.L., Kolesar S.E., Lovley D.R. Quinone moieties act as electron acceptors in the reduction of humic substances by humics-reducing microorganisms // Environ Sci Technol. 1998. V. 32. P. 2984−2989.
- Shi L., Squier T.C., Zachara J.M., Fredrickson J.K. Respiration of metal (hydr)oxides by Shewanella and Geobacter: a key role for multihaem c-type cytochromes // Mol Microbiol. 2007. V. 65 (1). P. 12−20.
- Slobodkin A.I., Wiegel J. Fe (III) as an electron acceptor for H2 oxidation in thermophilic anaerobic enrichment cultures from geothcrmal areas // Extremophiles. 1997. V.l. P. 106−109.
- Slobodkin A., Reysenbach A.L., Mayer F., Wiegel J. «Isolation and characterization of the homoacetogenic thermophilic bacterium Moorella glycerini sp. nov.» // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997b. V. 47. P. 969−974.
- Slobodkina G.B., Kolganova T.V., Querellou J., Bonch-Osmolovskaya E.A., Slobodkin A.I. Geoglobus acetivorans sp. nov., an iron (III)-reducing archaeon from a deep-sea hydrothermal vent // Int J Syst Evol Microbiol. 2009a. V. 59. P. 2880−2883.
- Soo R., Wood S.A., Grzymski J.J., McDonald I.R., Cary S.C. Microbial biodiversity of thermophilic communities in hot mineral soils of Tramway Ridge, Mount Erebus, Antarctica // Environ Microbiol. 2009. V. 11 (3). P. 715−728.
- Stackebrandt E., Ludwig W., Schubert W., Klink F., Schlesner H., Roggentin T., Hirsch P. Molecular genetic evidence for early evolutionary origin of budding peptidoglycan-less eubacteria// Nature. 1984. V. 307. P. 735−737.
- Stackebrandt E., Hirsch P. Rejection of the genus name Pirella for pear-shaped budding bacteria and proposal to create the genus Pirellula gen. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1987. V. 37. P. 441.
- Stahl D., Amann R. Development and application of nucleic acid probes / In: E. Stackebrandt and M. Goodfellow (Eds.), Nucleic acid techniques in bacterial systematics. 1991. John Wiley and Sons, New York, NY. P. 205−248.
- Stams A.J.M., Plugge C.M., van Eekert M.H.A., Dolfmg J., Schraa G., Exocellular electron transfer in anaerobic microbial communities // Environ. Microbiol. 2006. V. 8. P. 371 382.
- Stetter K.O. Hyperthermophiles in the history of life // Philos Trans R Soc Lond B Biol Sei. 2006 V. 361. (1474). P. 1837−1842.
- Steven B., Le veille R., Pollard W., Whyte L. Microbial ecology and biodiversity in permafrost // Extremophiles. 2006. V. 10. P. 259−267.
- Strous M., Fuerst J.A., Kramer E.H., Logemann S., Muyzer G., van de Pas-Schoonen K.T., Webb R., Kuenen J.G., Jetten M.S. Missing lithotroph identified as new planctomycete //Nature. 1999. V. 400. P. 446−449.
- Takai K., Kobayashi H., Nealson K.H., Horikoshi K. Sulfurihydrogenibium subterraneum gen. nov., sp. nov., from a subsurface hot aquifer // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003a. V. 53. P.823−827.
- Tamura K., Dudley J., Nei M., Kumar S. MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) software version 4.0 // Molecular Biology and Evolution. 2007. V. 24. P. 1596−1599.
- Thamdrup B. Bacterial manganese and iron reduction in aquatic sediments // Adv. Microb. Ecol. 2000. V. 16. P. 41−84.
- Thauer R.K., Jungermann K., Decker K. Energy Conservation in Chemotrophic Anaerobic Bacteria// Bacteriological Reviews. 1977. V. 41 (1). P. 100−180.
- Tor J.M., Kashefi K., Lovley D. R. Acetate oxidation coupled to Fe (III) reduction in hyperthermophilic microorganisms // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 1363−1365.
- Tor J., Lovley D.R. Anaerobic degradation of aromatic compounds coupled to Fe (III) by Ferroglobusplacidus II Environ. Microbiol. 2001. V. 3. P. 281−287.
- Turick C., Tisa L.S., Caccavo F.J. Melanin production and use as a soluble electron shuttle for Fe (III) oxide reduction and as a terminal electron acceptor by Shewanella algae BrY // Appl Environ Microbiol. 2002. V. 68 (5). P. 2436−2244.
- Vargas M., Kashefi K., Blunt-Harris E.L., Lovley D.R. Microbiological evidence for Fe (III) reduction on early Earth // Nature. 1998. V. 395. P. 65−67.
- Walker J.C.G. Was the Archaean biosphere upside down? // Nature. 1987. V. 329. P. 710−712.
- Wangt Y, Newman D.K. Redox reactions of phenazine antibiotics with ferric (hydr)oxides and molecular oxygen // Environ Sci Technol. 2008. V. 42 (7). P. 2380−2386.
- Wiegel J., Brawn M., Gottschalk G. Clostridium thermoautotrophicum species novum, a thermophile producing acetate from molecular hydrogen and carbon dioxide // Curr Microbiol. 1981. V. 5. P. 255−260
- Winkelmann N., Jaekel U., Meyer K., Serrano W., Rachel R., Rossello-Mora R., Harder J. Determination of the Diversity of Rhodopirellula Isolates from European Seas by Multilocus Sequence Analysis // Appl Environ Microbiol. 2010. V. 76 (3).P. 776−785.
- Woese C. R. Bacterial evolution // Microbiol Rev. 1987. V. 51. P. 221−271.
- Wolff-Boenisch D., Traina S.J. The effect of desferrioxamine B, enterobactin, oxalic acid, and Na-alginate on the dissolution of uranyl-treated goetite at pH 6 and 25 °C // Chemical Geology. 2007. V. 243. P. 357−368.
- Wolin E.A., Wolin M. J., Wolfe R.S. Farmation of methane by bacterial extracts // J.Biol.Chem. 1963. V. 238. P. 2882−2886.
- Zhang, G., Dong IT, Xu Z, Zhao D, Zhang C. Microbial Diversity in Ultra-High-Pressure Rocks and Fluids from the Chinese Continental Scientific Drilling Project in China // Appl Environ Microbiol. 2005. V. 71 (6). P. 3213−3227.