Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Исследование физико-химических свойств и биологической активности регуляторного белка, выделенного из роговицы глаза быка

Диссертация: Исследование физико-химических свойств и биологической активности регуляторного белка, выделенного из роговицы глаза быка
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Изучены некоторые физико-химические свойства регуляторного белка, выделенного из роговицы глаза быка. Выяснено, что он представляет собой кислый, низкомолекулярный белок со значением «кажущейся» молекулярной массы в интервале 8 — 14,4 кДа, который проявляет резистентность к воздействию ряда физико-химических факторов, имеет способность образовывать в водных растворах межмолекулярные ассоциаты… Читать ещё >

Содержание

  • Список используемых в тексте англоязычных сокращений
  • Список используемых в тексте русскооязычных сокращений
  • 1. Литературный обзор
    • 1. 1. Строение и основные функции роговицы
      • 1. 1. 1. Строение и функции эпителия роговицы
      • 1. 1. 2. Строение и функции етромы роговицы
      • 1. 1. 3. Строение и функции эндотелия роговицы
    • 1. 2. Взаимодействия между слоями роговицы
      • 1. 2. 1. Эндотелиалыю-стромальные взаимодействия
      • 1. 2. 2. Взаимодействия между стромой и эпителием роговицы
    • 1. 3. Процессы ранозаживлепия в роговице
      • 1. 3. 1. Общая последовательность процессов, протекающих в ходе раиозаживления
      • 1. 3. 2. Клеточные источники регенерации роговицы
      • 1. 3. 3. Раиозаживление в эпителии роговицы
      • 1. 3. 4. Процессы раиозаживления в строме роговицы
      • 1. 3. 5. Процессы раиозаживления в эндотелии роговицы
    • 1. 4. Регуляторные белки, биологически активные в сверхмалых дозах
  • Глава 2. Материалы и методы
    • 2. 1. Приготовление экстракта ткани роговицы
    • 2. 2. Приготовление супернатанта экстракта ткани роговицы
    • 2. 3. Получение фракций экстракта ткапи роговицы и супернатанта методом изоэлектрофокусирования
    • 2. 4. Определение концентрации белка
    • 2. 5. Электрофорез белков в полиакриламидиом геле
    • 2. 6. Обращенно-фазовая высокоэффективная жидкостная хроматография (ВЭЖХ)
    • 2. 7. Определение вторичной структуры с помощью метода кругового дихроизма
    • 2. 8. Исследование частиц в водном растворе РБР методом динамического светорассеяния
    • 2. 9. Определение радиуса частиц, присутствующих в растворе РБР, методом атомпо-силовой микроскопии
    • 2. 10. Определение влияния растворов, содержащих РБР, на вязкоупругие свойства мембран гепатоцитов мышипри кратковременном органном культивировании in vitro
    • 2. 11. Получение кроличьей поликлоналыюй антисыворотки
    • 2. 12. Иммупоферментный анализ антител (ELISA)
    • 2. 13. Иммуногистохимическое исследование локализации белка с использованием FITC -копъюгированных антител
    • 2. 14. Культивирование роговицы
    • 2. 15. Приготовление гистологических срезов
    • 2. 16. Нанесение разреза роговицы
    • 2. 17. Исследование клеточной пролиферации методом радиоавтографии
  • Глава 3. Результаты и их обсуждение
    • 3. 1. Выделение и очисткарегуляторных белков, выделенных из роговицы глаза быка
    • 3. 2. Биотестирование фракций РБРв процессе очистки
    • 3. 3. Исследование РБР- фракции методом кругового дихроизма
    • 3. 4. Исследование методами динамического светорассеяния и атомно-силовой микроскопии размеров и формы частиц, присутствующих в водном растворе регуляторного белка роговицы
    • 3. 5. Исследование локализации регуляторного белка, выделенного из роговицы глаза быка
    • 3. 6. Исследование влияния регуляторных белков, выделенных из роговицы глаза быка, на состояние роговицы тритона в условиях роллерпого культивирования in vitro
    • 3. 7. Влияние С-РБР на состояние роговицы тритона при органном культивировании на подложке в условиях in vitro
    • 3. 8. Влияние С-РБР на состояние роговицы крысы при роллерном органном культивировании в условиях in vitro
    • 3. 9. Влияние С-РБР на состояние роговицы крысы в условиях культивирования на подложке in vitro
    • 3. 10. Исследование влияния С-РБР на клеточную пролиферацию эпителия роговицы тритона после нанесесения экспериментального разреза в условиях in vivo
  • Глава IV. Общее обсуждение
  • Выводы

Исследование физико-химических свойств и биологической активности регуляторного белка, выделенного из роговицы глаза быка (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность работы. Важнейшей функцией роговицы глаза является проведение и преломление светового потока, для чего необходимо поддержание ее определенных оптических свойств — прозрачности и коэффициента преломления. В то же время роговица участвует в формировании передней стенки глаза, непосредственно контактирует с окружающей средой и испытывает влияние различных физико-химических факторов, действие которых часто является неблагоприятным и приводит к ее повреждению. В связи с этим травмы и сопутствующие им заболевания роговицы являются одними из самых распространенных патологий глаза человека.

В силу данных обстоятельств изучение процессов восстановления и репарации, лежащих в основе ранозаживления роговицы, представляет собой актуальную проблему современной биологии и офтальмологии. Одним из важнейших путей разрешения данной проблемы является поиск новых соединений, участвующих и регулирующих такие биологические процессы, как адгезия, миграция, дифферепцировка и пролиферация клеток. Среди этих веществ вызывают интерес регуляторпые белки (РБ), проявляющие биологическую активность в сверхмалых дозах (СМД). Белки данной группы были обнаружены в различных тканях животных и растений (Ямскова и др., 1977; Ямскова, Резникова, 1991; Ямсков и др., 1999; Краснов и др., 20 036), в том числе в таких тканях глаза, как нейральная сетчатка и пигментный эпителий (Краснов и др., 2003а). Установлено, что РБ в СМД оказывают влияние на ход и направленность важнейших биологических процессов: РБ влияют па адгезию, диффереицировку клеток сетчатки и пигментного эпителия и увеличивают их жизнеспособность. Биологическая активность РБ тканей глаза характеризуется отсутствием видовой, но наличием тканевой специфичности. При исследовании РБ данной группы был разработан новый экспериментальный подход, применение которого позволяет идентифицировать РБ в различных тканях.

Целыо настоящей работы явилась идентификация в роговице глаза позвоночных животных РБ, биологически активного в СМД, а также исследование его физико-химических свойств и биологической активности.

В отдельные задачи исследования входили:

• идентификация в роговице глаза быка РБ, биологически активного в ОМД;

• изучение физико-химических свойств РБ роговицы;

• изучение локализации РБ роговицы в тканях глаза позвоночных животных с помощью методов иммуногистохимии:

• изучение влияния РБ роговицы на клеточную пролиферацию на модели механической травмы роговицы глаза тритона in vivo;

• разработка новых экспериментальных моделей in vitro для изучения специфической биологической активиости РБ роговицы;

• изучение влияния РБ роговицы на состояние ткани роговицы глаза позвоночных животных условиях in vitro.

Новизна работы. Впервые в роговице глаза млекопитающих обнаружен новый кислый белок, проявляющий биологическую активность в дозах, соответствующих Ю" 10 — 10″ 12 мг белка/мл. Были изучены некоторые физико-химические свойства данного белка. Показано, что данный белок имеет небольшую молекулярную массу — менее 10 кДа, характеризуется высокой резистентностью к воздействию ряда физико-химических факторов (изменению в широком диапазоне значений температуры, рН, ионной силы растворов, воздействию хелатирующих ионы металлов агентов, органических растворителей, действию различных иротеаз и др.). На модели экспериментально нанесенной травмы роговицы глаза тритона in vivo, было показано, что РБ, выделенный из роговицы глаза быка, в СМД стимулировал пролиферацию эпителиальных клеток. Для изучения специфической активности РБ роговицы были разработаны новые экспериментальные модели in vitro, представляющие собой роллерные и стационарные культуры целых роговиц глаз позвоночных животных. Впервые было показано, что при роллерном культивировании роговицы глаза амфибий происходит активация резервного клеточного отдела этой ткани, которая отражается в стимуляции эпителизации роговицы. По сравнению с контролем изучаемый РБ роговицы в СМД стимулирует данные процессы. Таким образом, впервые показано стимулирующее влияние эндогенного биорегулятора в СМД на клеточный резервный отдел ткани взрослых особей позвоночных животных.

Практическая значимость. Полученные в работе результаты, во-первых, способствуют пониманию механизмов, лежащих в основе восстановительных и репаративных процессов, идущих в травмированных или патологически измененных тканях, а потому могут быть включены в специальные курсы лекций, касающихся проблемы раиозаживления, в частности, в роговице глаза позвоночных животных и человека. В ходе исследования было впервые применено роллерное культивирование роговиц тритона и крысыданная модель может быть использована для изучеиия воздействия различных физико-химических факторов на ткань роговицы.

Учитывая результаты исследования, показавшие стимулирующее действие изучаемого РБ на процесс эпителизации роговицы, а также данные, полученные при исследовании локализации данного белка в ткани, на его основе предполагается разработать новый офтальмологический препарат, который будет эффективен при лечении кератопатий различной этиологии.

Выводы.

1. В роговице глаза быка идентифицирован регуляторный белок, биологически активный в сверхмалых дозах, соответствующих Ю" 10 — 10~12 мг белка/ мл раствора.

2. Изучены некоторые физико-химические свойства регуляторного белка, выделенного из роговицы глаза быка. Выяснено, что он представляет собой кислый, низкомолекулярный белок со значением «кажущейся» молекулярной массы в интервале 8 — 14,4 кДа, который проявляет резистентность к воздействию ряда физико-химических факторов, имеет способность образовывать в водных растворах межмолекулярные ассоциаты размером около 130 нм. По совокупности проявляемых физико-химических свойств изучаемый регуляторный белок роговицы является новым, но относящимся к известной группе биологически активных в сверхмалых дозах белков, идентифицированных в других тканях позвоночных животных.

3. С помощью иммуногистохимических методов показано, что регуляторный белок локализован в эндотелии и эпителии роговицы глаза амфибий и млекопитающих.

4. Для оценки биологической активности регуляторного белка, выделенного из роговицы глаза быка, была разработана модель роллерного культивирования in vitro роговицы глаза позвоночных животных.

5. С помощью тимидиповой радиавтографии установлено, что регуляторный белок стимулирует пролиферацию клеток эпителия роговицы тритона в ходе ранозаживления после наиесепия экспериментальной травмы in vivo.

6. Показана роль адгезионного сигнала со стороны подложки в активации клеточных источников регенерации роговицы: у хвостатых амфибий, в отличие от млекопитающих, роллерпый тип культивирования (отсутствие адгезионного сигнала) приводит к их активации.

7. При роллерном культивировании роговицы глаза тритона регуляторный белок, выделенный из роговицы глаза быка, стимулирует миграцию, адгезию и пролиферацию эпителиальных клеток, а также способствует поддержанию структуры стромы роговицы. У крыс данный регуляторный белок способствует увеличению количества эпителиальных клеток в роговице без области лимба в условиях роллерного культивирования по сравнению с контролем.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Е.Б. // Вести РАН. 1994, Т. 64. № 5. С. 425.
  2. В.В. Некоторые аспекты определения молекулярной структуры и механизма биологического действия регуляторных белков // Онтогенез. 2005. Т. 36, № 3. С. 230−231
  3. С.Ф., Опиц Д. М., Рэф Р.А. Новый синтез эволюционной биологии и биологии развития // Онтогенез. 1997. Т. 28. № 5. С. 325 343.
  4. Э.Н., Краснов М. С., Алейникова К. С., Поплипская В. А., Миташов В. И. Ротационное культивирование изолированной сетчатки тритона как способ получения малодифференцированных, пролиферирующих клеток in vitro II ДАН. 2005. Т. 405. № 4. С. 566 570.
  5. Р.А., Хорошилова-Маслова И.П., Чснцова Е. В., Платовская Л. В., Ямскова В. П., Романова И. Ю. Применение адгслона в лечении проникающих ранений роговицы в эксперименте // Вопросы офтальмологии. 1997. Т. 113. С. 12−15.
  6. С.В., Ефанов A.M., Сазанов Л. А. // Рос. Хим. Журнал. 1999. т. XLIII. № С. 28.
  7. Г. Г., Олиневич В. Б. Использование S100b белка для оптимизации послеоперационной регенерации роговицы // Изв. Акад. Наук Сер. Биол. 2000. Т. 61. С. 27−32.
  8. М.С., Григорян Э.Н, Ямскова В. П. Модель органотипического культивирования сетчатки вместе с тканями заднего сектора глаза тритона для изучения действия адгезивных гликопротеинов // Изв. Акад. наук. серия биологическая. 2003. № 1. С. 22 36.
  9. М.С., Гурмизов Е. П., Ямскова В. П., Гундорова Р. А., Ямсков И. А. Исследование влияния регуляторного белка, выделенного из хрусталика глаза быка, на катарактогенез у крыс in vitro // Вестник офтальмологии. 2005. т. 121. № 1. с. 37−39.
  10. М.С., Маргасюк Д. В., Ямсков И. А., Ямскова В. П. Действие новых регуляторных белков из растений в сверхмалых дозах // Радициопная биология и радиоэкология. 2003. № 3. С. 269 272
  11. Е. К проблеме нуклеации (образования клеток) при самоорганизации наноструктур белка in vitro и in vivo II Ж. техн. физики. 2005. Т. 75. С. 107 113.
  12. Е. Неравновесное состояние наноструктур белка при его самоорганизации //Ж. техн. физики. 2006. Т. 76. С. 121 127.
  13. Рыбакова ЕЛО. О возможном механизме, лежащем в основе метода биотестирования in vitro регуляторных белков, проявляющих биологическую активность в сверхмалых дозах // Онтогенез. 2005. Т. 36. № 3. С. 238−239.
  14. В.Н., Григорян Э. Н., Миташов В. И., Михайлов А. Т. Синтез кристаллиноподобных антигенов в эпителии роговицы, радужке и сетчатке взрослых амфибий // Онтогенез. 1984. Т. 15. N 4. С. 439 440.
  15. Н.Б., Попова Н. В., Ямскова В. П. Влияние макромолекулярных адгезионных факторов на пролиферацию гепатоцитов в органных культурах эмбриональной печени мышей // Известия Акад. наук, серия биол. 1996. №.6. С/ 653−657.
  16. А.С., Гаврилко Д. Ю., Яминский И. В. Программное обеспечение для обработки трехмерных изображений «ФемтоСкан Онлайн». М.: Центр перспективных технологий, 2005. 89 с. (http://www.nanoscopy.net).
  17. Хэм А., Кормак Д. Гистология: пер. с англ. М. Мир. 1983. Т. 5., 296 с
  18. Н.В. // Иммунохимический аиализ. 1968. М.: Медицина, С. 165−188.
  19. И.А., Ямскова В. П. Фармакологические препараты нового поколения на основе ранее неизвестных биорегуляторов-гликопротеипов клеточного микроокружения // Рос. хим. ж. (ЖРХО им. Д.И. Менделеева). 1998. Т. 42. С. 85 -90.
  20. В.П., Модянова Е. А., Резникова М. М., Маленков А. Г. Высокоактивные тканевоспецифические адгезионные факторы печени и легкого // Молекулярная биология. 1977. Т. 11. № 5. С. 1147−1154.
  21. В.П., Резникова М. М. Низкомолекулярный полипептид сыворотки крови теплокровных: влияние на клеточную адгезию и пролиферацию // Журнал общей биологии. 1991. Т. 52, № 2, С. 181−191.
  22. В.П., Рыбакова Е. Ю., Виноградов А. А., Вечеркин В.В, Ямсков И. А. Исследование белка-инактиватора адгезивного гликопротеина из сыворотки крови млекопитающих // Прикладная биохимия и микробиология. 2004. Т. 40. № 4. С. 407 -413.
  23. В.П., Туманова Н. Б., Логинов А. С. Сравнительное исследование действия экстрактов печени мышей линии С57В1 и СВА на адгезию гепатоцитов // Бюлл. экспер. биол. и мед. 1990. № 3. С.303−306).
  24. В.П., Ямсков И. А. Механизм биологического действия физико-химических факторов в сверхмалых дозах // Российский химический журнал ЖРХО им. Д. И. Менделеева. 1999. Т.43. № 2. С. 74−79.
  25. Anderson Н. Adhesion molecules and animal development // Experientia. 1990. V. 46. P. 2−10.
  26. Andresen J.L., Ledet Т., Ehlers N. Keratocyte migration and peptide growth factors: the effect of PDGF, bFGF, EGF, IGF-I, aFGF and TGF-beta on human keratocyte migration in a collagcn gel // Curr. Eye Res. 1997. V. 16. P. 605. 613.
  27. Ang L.P.K., Tan D.T.H. Ocular surface stem cells and deseases: current concepts and clinical amplications //Ann. Acad. Med. Singapore. 2004. V. 33., P. 576 580.
  28. Araki-Sasaki K., Danjo S., Kawaguchi S., Ilosohata J., Tano Y. Human hepatocyte growth factor (HGF) in the aqueous humor // Jpn. J. Ophthalmol. 1997. V. 41. P. 409−413.
  29. Armstrong J.K., Wenby R.B., Meiselman H.J. Fisher T.C. The Hydrodynamic Radii of Macromolecules and Their Effect on Red Blood Cell Aggregation // Biophysical Journal. 2004. V. 87. P. 4259−4270
  30. Auerbach R, Lewis R, Shinners В., Kubai L., Akhtar N. Angiogenesis Assays: A Critical Overview // Clinical Chemistry. 2003. V. 49. P. 32 40.
  31. Bahn CF., Falls H.F., Varley G.A., Meyer R.F., Edelhauser H.F. Bourne W.M. Classification of corneal endothelial disorders based on neural crest origin // Ophthalmology. 1984. V. 91. P.558 563.
  32. Baldwin H.C., Marshall J. Growth factors in corneal wound healing following refractive surgery: A review // Acta Ophthalmologics Scandinavica. 2002. V. 80. P. 238.
  33. Balestrazzi E., De Molfetta V., Spadea L., et al. Histological, immunohistochemical and ultrastructural findings in human corneas after photorefractive keratectomy//J. Refract. Surg. 1995. V. 11. P. 181 187.
  34. Bazan H.E., Tao Y., Bazan N.G. Platelet-activating factor induces collagenase expression in corneal epithelial cells // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1993. V. 90 P. 8678 -8682.
  35. Bazan H.E.P. Cellular and molecular events in corneal wound healing: significance of lipid signaling // Exp. Eye Res. 2005. V. 80. P. 453−463.
  36. Beloussov L.V. Morphogenetic fields: outlining the alternatives and enlarging the context // Dev. Biol. 2001. V. 94. № 2. P.219 235.
  37. M., Leary R. & Gage J. Evidence for a role of the plasminogen activator-plasmin system in corneal ulceration // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1980. V. 19. P. 1204 -1221.
  38. Binetruy-Tournaire R., Demangel C., Malavaud B. et al. Identification of a peptide blocking vascular endothelial growth factor (VEGF) -mediated angiogenesis. EMBO J. 2000. V. 19. P. 1525 1533.
  39. Birkedal-Hansen H. Proteolytic remodeling of extracellular matrix // Curr. Opin. Cell Biol. 1995. V. 7. P. 728 735.
  40. Bissell M., Barcellos-IIoff M. Influence of ECM on gene expression // J. Cell Sci. Suppl. 1987. V. 8. P. 327−343.
  41. Bissell M., Hall II., Parry G. How does extracellular matrix direct gene expression? // J. Theor. Biol. 1982. V. 99. P. 31−68.
  42. Bonanno J.A. Identity and regulation of ion transport mechanisms in the corneal endothelium // Prog, in Ret. and Eye Res. 2003. V. 22. P. 69 94.
  43. Bonanno J.A., Giasson С. Intracellular рН regulation in fresh and cultured bovine corneal endothelium, II. Na+: HCO3″ cotransport and СГ/НСО3″ exchange // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1992b. V. 33. P. 3068−3079.
  44. Bonanno J.A., Giasson C. Intracellular pH regulation in fresh and cultured bovine corneal endothelium, I. Na/H exchange in the absence and presence of HCO3"// Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1992. V. 33. P. 3058 3067.
  45. Bosco L., Filoni S., Cannata S. Relationship between eye factors and lens-forming transformation in the cornea and pericorneal apidermis of larval Xenopus laevis И J. Exp. Zool. 1979. V. 209. P. 261 282.
  46. Bottaro D.P., Rubin J.S., Faletto D.L., Chan A.M., Kmiecik Т.Е., Vande Woude G.F., Aaronson S.A. Identification of the hepatocyte growth factor receptor as the c-met proto-oncogene product//Science. 1991. V. 251. P. 802−804.
  47. Boulton M., Albon J. Stem cells in the eye // The International Journal of Biochemistry and Cell Biology. 2004. V. 36. P. 643−657
  48. Bringmann A., Reichenbach A. Role of Muller cells in retinal degeneration // Front. Biosci. 2001. V. 6. P. 372 392.
  49. Brissette-Storkus C.S., Reynolds S.M. Lepisto A.J., Hendricks R.L. Identification of a Novel Macrophage Population in the Normal Mouse Corneal Stroma // Invest. Ohthalmol.Vis.Sci. 2002. V. 43. P. 2264−2271.
  50. Buck R. C. Measurement of centripetal migration of normal corneal epithelial cells in the mouse // Inv. Ophthalmol. Vis. Sci. 1985. V. 26. P. 1296 1299.
  51. Buck R.C. Ultrastructure of conjunctival epithelium replacing corneal epithelium //Curr. Eye Res. 1986. V.5. P. 149 159.
  52. Burgeson R.E., Christiano A.M. The dermal-epidermal junction // Curr. Opin. Cell Biol. 1997. V. 9. P. 651 -658.
  53. Carpenter G., Wahl M.I. The epidermal growth factor family. In Handbook Exptl. Pharmacol, 95 part I. P. 159−171.
  54. Chandrasekher G., Ma X., LallierT.E., Bazan H.E.P. Delay of Corneal Epithelial Wound Healing and Induction of Keratocyte Apoptosis by Platelet-Activating Factor // Inv. Ophthalmol and Vis. Sci. 2002. V. 43. P. 1422 1428.
  55. Chiang M., Robinson K.R., Vanable J.W. Elcctrical fields in the vicinity of epithelial wounds in the isolated bovine eye // Exp. Eye Res. 1992. V. 54. № 6. P. 999 1003.
  56. Cintron C., Schneider II., Kublin C.L. Corneal scar formation // Exp. Eye Res. 1973. V. 17. P. 251 -259.
  57. Comoglio P.M., Graziani A. Hepatocyte growth factor. In Guidebook to Cytokines and Their Receptors. Edited by N.A.Nicolas- A Sambrook and Tooze Publication. 1994. P. 182- 185.
  58. Connon С J, Meek K.M. Scar Tissue in Penetrating Full-Thickness Wounds // Cornea. 2004. V. 23. P. 165 171.
  59. Cotsarelis G., Cheng G., Dong G., Sun T.T., Lavker R.M. Existence of slow-cycling limbal epithelial basal cells can be preferential stimulated to proliferate: implication on epithelial stem cells // Cell. 1989. V. 57. P. 201 209.
  60. Cui S., Arosio D., Doherty K.M., Brosh R.M., Falaschi A., Vindigni A. Analysis of the unwinding activity of the dimeric RecQl helicase in the presence of human replication protein A //Nucleic Acids Researches. 2004. V. 32. P. 2158−2170.
  61. Daniels J.T., Dart J.K.G., Tuft S.G., Khau P.T. Corneal stem cells in review // Wound Rep. Reg. 2001. V. 9. P. 483−494.
  62. Davanger M., Evenson A. Role of the pericorneal structures in renewal of corneal epithelium // Nature. 1971. V. 229. P. 560 561.
  63. Davies Y., Lewis D., Fullwood N .J., Nieduszynski I.A., Marcyniuk В., Albon J., Tullo A. Proteoglycans on normal and migrating corneal endothelium // Exp. Eye Res. 1999. V. 68. P. 303−311.
  64. Dawson D.G., Edelhauser H.F., Grossinklaus H.E. Long-term Histopathologic Findings in Human Corneal Wounds After Refractive Surgical Procedures // Am. J. Ophthalmol. 2005. V. 139. P.168 178.
  65. Del Pero R.A., Gigstad J.E., Roberts A.D., et al. A refractive and histopathologic study of excimer laser keratectomy in primates // Am. J. Ophthalmol. 1990. V. 109. P. 419−429.
  66. Dikstein S., Maurice D.M. The active control of corneal hydration // Isr. J. Med. Sci. 1972a. V. 8. P. 1523−1528.
  67. Dikstein S., Maurice D.M. The metabolic basis to the fluid pump in the cornea // J.Physiol. 1972b. V. 221. P. 2911.
  68. Dower S.K., Slims J.E. Interleukin-la, interleukin-lp, and interleukin-1 receptor antagonist (11-la, 11-lp, and 11-lra). In Guidebook to Cytokines and Their Receptors. Edited by N.A.Nicolas- A Sambrook and Tooze Publication, 1994. P. 17.-23.
  69. Dua H.S. Conjuctiva in the corneal wound healing // Br. J. Ophtalmol., 1998. V. 82. P. 1407−1411.
  70. Dua H.S., Azuaro-Blanco A. Limbal stem cells of the corneal epithelium // Survey of Ophthalmology. 2000. V. 44. P. 415−425.
  71. Edelman J.L., Castro M.R., Wen Y. Correlation of VEGF expression by leukocytes with the growth and regression of blood vessels in the rat cornea // Invest. Ophthalmol. Visual. Sci. 1999. V. 40. P. 1112 1123.
  72. Egan C.A., Savre-Train I., Shay J.W., Wilson S.E., Bourne W.M. Analysis of telomere lengths in human corneal endothelial cells from donors of different ages // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1998. V. 39. P. 648 653.
  73. Engelmann K., Friedl P. Optimization of culture conditions for human corneal endothelial cells // In Vitro Cell Dev. Biol. 1989. V. 25. P. 106. -1072.
  74. Engvall E., Perlman P. Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). Quantitative assay of immunoglobulin GII Immunochemistry. 1971. V.8. P. 871 874.
  75. Er II., Uzmez E. Effects of transforming growth factor-beta 2, interleukin 6 and fibronectin on corneal epithelial wound healing // Eur. J. Ophthalmol. 1998. V. 8. P. 224 -229.
  76. Fabre E. J., Bureau J., Pouliquen Y., Lorans G. Binding sites for human interleukin-1 alpha, gamma-interferon and tumor necrosis factor on cultured fibroblasts of normal cornea and keratoconus // Curr. Eye Res. 1991. V.10. P. 585 592.
  77. Finch P. W., Rubin J. S., Miki Т., Ron D. and Aaronson S. A. Human FGF-related with properties of paracrine effector of epithelial cell growth // Science. 1989. V. 245. P. 752 755.
  78. Fini M.E. Keratocytes and fibroblasts phenotypes in repairing cornea // Prog. In Ret. And Eye Res. 1999. V. 18. P. 529 -551.
  79. Fini M.E., Girard M.T., Matsubara M. Collagenolytic/ gelatinolytic enzymes in corneal wound healing // Acta Ophthalmol. Suppl. 1992. V. 202. P. 26 33.
  80. Fitch J.M., Birk D.E., Mentzer A., Hasty K.A., Mainardi C., Linsenmayer T.S. Corneal collagen fibrils: dissection with specific collagenases and monoclonals antibodies // Inv. Ophtalmol. Vis. Sci. 1988. V. 29. P. 1126 1135.
  81. Freeman G. Lens regeneration from cornea in Xenopus laevis II J. Exp. Zool. 1963. V. 154. P. 39−65.
  82. Friling R., Yassur Y., Levy R., Kost J., Schwartz В., Mikhailowsky R., Lamprecht S.A. A role of transforming growth factor-beta 1 in the control of corneal neovascularization. In Vivo II 1996. V. 10. P. 59 64.
  83. Gao J., Gelber-Schwalb T.A., Addeo J.V., Stern M.E. Apoptosis in rabbit cornea after photorefractive keratotomy // Cornea. 1997. V. 16. P. 200 208.
  84. Garana R.M., Petroll W.M., Chen W.T., Herma, I.M., Barry P., Andrews P., Cavanagh H.D., Jester J.V. Radial keratotomy. II. Role of the myofibroblast in corneal wound contraction // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1992. V. 33. P.3271 3282.
  85. Giasson C., Bonanno J.A. Facilitated transport of lactate by rabbit corneal endothelium // Exp. Eye. Res. 1994. V. 59. P. 73 81.
  86. Gillette Т.Е., Chandler J.W., Greiner J.V. Langerhans cells of the ocular surface // Ophthalmology. 1982. V. 89. P.700 711.
  87. Girard M.T., Matsubara M., Fini M.E. Transforming growth factor-beta and interleukin-1 modulate metalloproteinase expression by corneal stromal cells // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1991. V. 32. P. 2441 -2454.
  88. Gitelman S.E., Derynck R. Transforming Growth Factor p (TGFp). In Guidebook to Cytokines and Their Receptors. Edited by N.A.Nicolas- A Sambrook and Tooze Publication, 1994. P. 223 — 227.
  89. Goldberg M.F., Bron A.J. Limbal palisades of Vogt // Trans. Am. Ophthalmol. Soc. 1982. V. 80. P. 155−171.
  90. Goodman G.L., Trokel S.L., Stark W.J., et al. Corneal healing following laser refractive keratectomy // Arch. Ophthalmol. 1989. V. 107. P. 1799 1803.
  91. Gordon S.R. Changes in distribution of extracellular matrix proteins during wound repair in corneal endothelium // J. Histochem. Cytochem. 1988. V. 36. P. 409 -416.
  92. Grierson I., Heathcote, L., Hiscott P., Hogg P., Briggs M., Hagan S. Hepatocyte growth factor/scatter factor in the eye. Prog. Retin. Eye Res. 2000. V. 19. P. 779 802.
  93. Grueterich M., Espana E.M., Scheffer C.G. Tseng M.D. Ex vivo expansion of limbal epithelial stem cells: amniotic membrane serving as a stem cell niche // Surv. of Ophtalmol. 2003. V. 48. P. 631 646.
  94. Hamanaka Т., Thornell L.E., Bill A. Cytoskeleton and tissue origin in the anterior cynomolgus monkey eye // Jpn. J. Ophthalmol. 1997. V.41. P. 138 149.
  95. Hames B.D. One-dimensional gel electrophoresis of proteins// In Gel Electrophoresis of Proteins. A Practical Approach (B.D. Hames and D. Rickwood, eds.) Oxford University Press, New York. 1990. 106P.
  96. Hamrah P., Ying Liu, Qiang Zhang, Dana M.R.The Corneal Stroma Is Endowed with a Significant Number of Resident Dendritic Cells // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2003. V.44. P. 581 -589.
  97. Hayashi S., Osawa Т., Tohyama K. Comparative observations on corneas, with special reference to Bowman’s layer and Descemet’s membrane in mammals and amphibians // J. Morphol. 2002. V.254. P. 247 58.
  98. He J., Bazan H.E.P. Corneal myofibroblasts and keratocytes differ in PAF-induced apoptosis // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2004. V.45. E-Abstract 1417.
  99. Heldin C.-H., Claesson-Welsh L. Receptors for platelet-derived growth factor (PDGF). In Guidebook to Cytokines and Their Receptors. Edited by N.A.Nicolas- A Sambrook and Tooze Publication, 1994. P. 205 208.
  100. Heldin C.-H., Westermark B. Platelet-derived growth factor (PDGF). In Guidebook to Cytokines and Their Receptors. Edited by N.A. Nicolas- A Sambrook and Tooze Publication. 1994. P. 202 205.
  101. Heldin C.-H., Westermark B. Platelet-derived growth factor: mechanism of action and possible in vivo functions // Cell Regul. 1990. V. LP. 555 566.
  102. Henry J.J., Elkins M.B. Cornea-lens transdifferentiation in the anuran, Xenopus tropicalis II Dev. Genes Evol. 2001. P. 377 387.
  103. Hongo M., Itoi M., Yamamura Y., Yamaguchi N., Imanishi J. Distribution of epidermal growth factor receptors in rabbit lens epithelial cells // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1993. V. 34. P. 401 -404.
  104. Hoppenreijs V.P., Pels E., Vrensen G.F., Treffers W.F. Corneal endothelium and growth factors // Survey Ophthalmol. 1996. V. 41. V. 155 164.
  105. Iguchi I., Kamiyama K., Wang X. G., Kita M., Imanishi J., Yamaguchi N., Sotozono C. and Kinoshita S. Enhancing effect of platelet-derived growth factors on migration of corneal endothelial cells. Cornea. 1995. V. 14. P. 365 371.
  106. Imanishi J., Kamiyama K., Iguchi I., Kita M., Sotozono C., Kinoshita S. Growth factors: importance in wound healing and maintenance of transparency of the cornea // Prog. Retin Eye. Res. 2000. V.19. P. 113−129.
  107. Inkeniene A.M., Klimas R. Hormonal anti-inflammatory and anti-allergic ocular drugs and their use // Medicina (Kaunas). 2002. V. 38. P. 779 84
  108. Iwamoto Т., Smelser G.K. Electron microscopy of the human corneal endothelium with reference to transport mechanisms // Invest. Ophthalmol. 1965. V. 4. P. 270−279.
  109. Jager M.J. Corneal Langerhans cells and ocular immunology // Reg. Immunol. 1992. V. 4. P. 186−195.
  110. Jain S., Azar D.T. Extracellular matrix and growth factors in corneal wound healing // Curr. Opin. Ophthalmol. 1994. V. 5. P. 3 12.
  111. Jester J.V., Moller-Pedersen Т., Huang J., Sax C., Kays W.T., Cavanagh H.D., Petroll W.M., Piatigorsky J. The cellular basis of corneal transparency: evidence for «corneal crystallins» // J.Cell.Sci. 1999a. V. 112. P. 613 622.
  112. Jester J.V., Petroll W.M., Cavanagh H.D. Corneal stromal wound healing in refractive surgery: the role of myofibroblasts //Prog. Retin. Eye Res. 1999b. V. 18. P. 311−356.
  113. Johnston M.C., Noden D.M., Hazelton R.D., Coulombre J.L., Coulombre A.J. Origins of avian ocular and periocular tissues // Exp. Eye Res. 1979. V. 29. P. 27- 43.
  114. Jones S.M., Kazlauskas A. Connecting signaling and cell cycle progression in growth factor-stimulated cells // Oncogene. 2000. V. 19. P. 5558 5567.
  115. Jones S.M., Kazlauskas A. Growth Factor-Dependent Signaling and Cell Cycle Progression // Chem. Rev. 2001, V. 101. P. 2413 2423.
  116. Jorissen R.N., Walker F., Pouliot N., Garrett T.P.J., Ward C.W., Burgess A.W. Epidermal growth factor receptor: mechanisms of activation and signaling. Exp. Cell Res. 2003. V. 284. P. 31 -53.
  117. Joseph A., Hossain P., Jham S. et al. Expression of CD34 and L -selectin on human corneal keratocytes // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2003. V. 44. P. 4689 4692.
  118. Joyce N.C., Harris D.L., Zieske J.D. Mitotic inhibition of corneal endothelium in neonatal rats // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1998. V. 39. P. 2572 2583.
  119. Kamiyama K., Iguchi I., Wang X., Kita M., Imanishi J., Yamaguchi N., Hongo M., Sotozono C. and Kinoshita S. Enhancement of growth of rabbit corneal endothelial cells by PDGF // Cornea. 1995. V. 14. P. 187 195.
  120. Kaye G. I. Studies on the cornea. 111. The fine structure of the frog cornea and the uptake and transport of colloidal particles by the cornea in vivo //J. Cell Biol. 1962. V. 15, P. 241 -258.
  121. Kitano S., Goldman J.N. Cytological and hystochemical changes in corneal wound repair// Arch. Ophtalmol. 1966. V. 76. P. 345 -354.
  122. Kitazawa Т., Kinoshita S., Fujita K., Araki K., Watanabe H., Ohashi Y. and Manabe R. The mechanism of accelerated corneal epithelial healing by human epidermal growth factor// Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1990. V. 31. P. 1773 1778.
  123. Klenker В., Sheardown H. Growth factors in the anterior segment: role in tissue maintaince, wound healing and ocular pathology // Exp. Eye Res. 2004. V.79. P. 677 -688.
  124. Ко M.H.K, Kay E.D.P. Differential interaction of molecular chaperones with procollagen I and type IV collagen in corneal endothelial cells // Mol. Vis. 2002. V.8. P. l-9.
  125. Kreutziger G.O. Lateral membrane morphology and gap junction structure in rabbit corneal endothelium. Exp. Eye Res. 1976. V. 23. P. 285−293.
  126. Kvanta A., Sharma S., Fagerholm P. et al. Expression of matrix metalloproteinase-2 (MMP-2) and vascular endothelial growth factor (VEGF) in inflammation-associated corneal neovascularization. Exp. Eye Res. 2000. V. 70. P. 419 -428.
  127. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4// Nature. 1970. V. 227. P. 680−685.
  128. Latvala Т., Tervo K., Mustonen R., Tervo T. Expression of cellular fibronectin and tenascin in the rabbit cornea after eximer laser photorefractive keratektomy: a twelwe month study // Br. J. Ophtalmol. 1995. V. 79. P. 65 69.
  129. P.G., Robitzki A., Rothermel A., Willbold E. // Trends in Neurosci. 2002. V.25, P.131−134
  130. Lemp M. A., Mathers W. D. Corneal epithelial cell movement in humans // Eye. 1989. V. 3. P. 438 -445.
  131. Leuenberger P.M. Functional morphology of the cornea // Adv.Ophtalmol. 1978. V. 35. P. 94−166.
  132. Li D. Q., Tseng S. C. Differential regulation of keratinocyte growth factor and hepatocyte growth factor/scatter factor by different cytokines in human corneal and limbal fibroblasts. J. Cell Physiol. 1997. V. 172. P. 361 372.
  133. Li D.Q., Tseng S.C. Three patterns of cytokine expression potentially involved in epithelial fibroblast interactions of human ocular surface // J. Cell Physiol. 1995. V. 163. P. 61−79.
  134. Li J.H., Kau S.T. Amphibian cornea as a model for studying intrinsic activities of loop diuretics // J. Pharmacol. Methods. 1987. V. 18. P. 283 294.
  135. Lightner V.A., Erickson H.P. Binding of hexabrachion (tenascin) to the extracellular matrix and substratum and its effect on cell adhesion. J. Cell Sci. 1990. V. 95, P. 263−277.
  136. Lin H.Y., Lodish H.F. Receptors for TGF0 superfamily: multiple polypeptides and serine/threonine kinases // Trends Cell Biol. 1993. V. 3. P. 14−19.
  137. Lohmann C.P., Guell J.L. Regression after LASIK for the treatment of myopia: the role of the corneal epithelium // Semin. Ophtalmol. 1998. V. 13. P. 79 82.
  138. Ludens J.H. Nature of the inhibition transport by furosemide: evidence for competitive inhibition of active transport in toad cornea // J. Pharmacol. Exp.Ther. 1982. V. 223. P.25−29.
  139. Ma X., Bazan H.E. Increased platelet-activating factor receptor gene expression by corneal epithelial wound healing // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2000. V. 41. P. 1696 1702.
  140. Malecaze F., Simorre V., Chollet P. et al. Interleukin-6 in tear fluid after photorefractive keratectomy and its effects on keratocytes in culture // Cornea. 1997. V.16. P. 580−587.
  141. Mann I., Pullinger B. D. Proc. R. Soc. Med. 1942. V. 35. P. 229.
  142. Margaritis L.H., Politof Т.К., Koliopoulos J.X. Qualitative and comparative ultrastructure of the vertebrate cornea. I. Urodele Amphibia // Tissue Cell. 1976. V. 8. P. 591 602.
  143. Marshall G.E., Konstas A.G., Lee W.R. Immunogold fine structural localization of extracellular matrix components in aged human cornea. I. Types I-IV collagen and laminin // Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 1991. V. 229. P. 157 163.
  144. Matsubara M., Zieske J.D., Fini M.E. Mechanism of basement membrane dissolution preceding corneal ulceration // Invest Ophthalmol Vis Sci.1991. V. 32. P. 3221−3237.
  145. Maurice D. The Cornea and Sclera // Academic Press, New York. 1981.
  146. McBain V.A., Forrester J.V., McCaig C.D. HGF, МАРК, and a small physiological electric field interact during corneal epithelial cell migration // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2003. V. 44. P. 540 547.
  147. Michelacci Y.M. Collagens and proteoglycans of the corneal extracellular matrix// Brazilian Journal of Medical and Biological Researches. 2003, V. 36. P. 1037 1046.
  148. Miki Т., Fleming T.P., Bottaro D.P., Rubin J.S., Ron D., Aaronson S. A/ Expression cDNA cloning of the KGF receptor by creation of a transforming autocrine loop // Sciense. 1991. V. 251. P. 72 -75.
  149. Т., Otori Т., Нага J., Fujita, N., Okahara S., The movement of the epithelial cells after lamellar homokeratoplasty studied by autoradiography // Jpn. J. Ophthalmol. 1963. V. 7. P. 196 202.
  150. Mohan R. R., Liang Q., Kim W.-J., Helena M. C., Baerveldt F., Wilson S. E. Apoptosis in the cornea: further characterization of Fas/Fas ligand system // Exp. Eye Res. 1997. V. 65. P. 575 -589.
  151. Mohan R.R., Wilson S.E. Discoidin domain receptor (DDR) 1 and 2: collagen-activated tyrosine kinase receptors in the cornea // Exp. Eye Res. 2001. V. 72. P. 87 92.
  152. Moller-Pedersen Т., Cavanagh H.D., Petroll W.M., et al. Neutralizing antibody to TGFp modulates stromal fibrosis but not regression of photoablative effect following PRK // Curr. Eye Res. 1998. V. 17. P. 736 747.
  153. Montcourrier P., Hirsch, M. Intercellular junctions in the developing rat corneal endothelium//Ophthalmic Res. 1985. V. 17 P. 207−215.
  154. Moolenaar W.H. Lisophosphatidic acid signaling // Curr. Opin. Cell. Biol. 1995. V. 7. P. 103−110.
  155. Morimoto К., Mishima H., Nishida Т., Otori Т. Role of urokinase type plasminogen activator (u-PA) in corneal epithelial migration. Thromb. Haemostas. 1993. V. 69. P. 387−391.
  156. Moscona A. Studies of cell aggregation: demonstration of material with selective cell-binding activity // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1963. V. 49. P. 743 748.
  157. Moscona A. A. Cell agregation: properties of specific cell-ligands and their role in the formation of multicellular systems // Develop. Biol. 1968. V. 18. C. 250 277.
  158. Moscona A. Rotation mediatrd histogenetic aggregation of dissociated cells // Exp. Cell Res. 1961. V. 22. C. 455 — 458.
  159. Murakami J., Morimoto K., Nishida Т., Otori T. Movement of corneal epithelium of rats in situ observed by time-lapse cinematography // Curr. Aspects Ophthalmol. 1992. V. 1. P. 315−319.
  160. Murphy-Ullrich J.E. The de-adhesive activity of matricellular proteins: Is intermediate cell adhesion an adaptive state?// J. Clin. Invest. 2001. V. 107. P. 785 790.
  161. Murphy-Ullrich J.E., Hook M. Thrombospondin modulates focal adhesions in endothelial cells//J. Cell Biol. 1989. V. 109. P. 1309- 1319.
  162. Murphy-Ullrich J.E., Lane T.F., Pallero M.A., Sage E.H. SPARC mediates focal adhesion disassembly in endothelial cells through a follistatin-like region Ca2±binding EF-hand // J. Cell. Biochem. 1995. V. 57. P. 341 350.
  163. Murphy-Ullrich J.E., Lightner V.A., Aukhil I., Yan Y.Z., Erickson H.P., Hook M. Focal adhesion integrity is downregulated by the alternatively spliced domain of human tenascin// J. Cell Biol. 1991. V. 115. P. 1127 1136.
  164. Muthukkaruppan V.R., Auerbach R. Angiogenesis in the mouse cornea // Science. 1979.V. 205. P. 1416−1418.
  165. Nakamura K. Interaction between injured corneal epithelial cells and stromal cells // Cornea. 2003. V.22 (7 Suppl.). S. 35 47.
  166. Nakamura K., Kurosaka D., Yoshino M., et al. Injured corneal epithelial cells promote myodifferentiation of corneal fibroblasts // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2002. V. 43. P. 2603−2608.
  167. Nakamura Y., Sotozono C., Kinoshita S. The epidermal growth factor receptor (EGFR) — role in corneal wound healing and homeostasis // Exp. Eye Res. 2001. V. 72. P. 511−517.
  168. Nicola N.A. Guidebook to Cytokines and their receptors I I Oxford University Press, 1994 pp. 261.
  169. Nishida K., Sotozono C., Adachi W., Yamamoto S., Yokoi N. and Kinoshita S. Transforming growth factor-bl, -b2 and -b3 mRNA expression in human cornea // Curr. Eye Res. 1995. V. 14. P. 235 241.
  170. Nishida Т., Nakamura M., Mishima H., et al. Hyaluronan stimulates corneal epithelial migration. Exp. Eye Res. 1991. V.53. P. 753−758.
  171. O’Brien Т., Li Q, Ashraf M.F., Matteson D.M., Stark W.J., Chan C.C. Inflammatory response in the early stages of wound healing after excimer laser keratectomy // Arch. Ophthalmol. 1998. V. 116. P. 1470 1474.
  172. Olivier J.- C. Drug Transport to Brain with Targeted Nanoparticles // The Journal of the American Society for Experimental NeuroTherapeutics. 2005. V. 2. P. 108−119).
  173. Olsen E.G., Davanger M., Moen T. The role of microfilaments in the healing of the corneal endothelium // Acta Ophthalmol. 1985. V. 63. P. 104 108.
  174. Onuma K., Kanzaki N., Kobayashi N. Association of calcium phosphate and fibroblast growth factor-2: a dynamic light scattering study // Macromol Biosci. 2004. V. 4. P. 39−46.
  175. O’Reilly M.S., Wiedcrschain D., Stetler-Stevenson W.G., Folkman J., Moses M.A. Regulation of angiostatin production by matrix metalloproteinase-2 in a model of concomitant resistance // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 29 568 29 571.
  176. Ottino P., He J., Axelrad T.W., Bazan H.E.P. PAF-induced furin and MT1-MMP expression is independent of MMP-2 activation in corneal myofibroblasts // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2005. V. 46. P. 487 496.
  177. Ottino P., Taheri F., Bazan H.E. Growth factor-induced proliferation in corneal epithelial cells is mediated by 12(S)-HETE // Exp. Eye Res. 2003. V. 76. P. 613 622.
  178. S., Tullo A., Khaliq A., Foreman D. & Boulton M. The effects of growth factors and conditioned media on the proliferation of human corneal epithelial cells and keratocytes // Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 1998. V. 236. P. l 8.
  179. Parelman J.J., Nicolson M., Pepose J.S. Epidermal growth factor in human aqueous humor// Am. J. Ophthalmol. 1990. V.109. P. 603 604.
  180. Pasquale L.R., Dorman-Pease M.E., Lutty G.A., Quigley H.A., Jampel H.D. Immunolocalization of TGF-beta 1, TGF-beta 2, and TGF-beta 3 in the anterior segment of the human eye // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1993. V. 34. P. 23 30.
  181. Prockop D.J., Kivirikko K.I. Collagens: molecular biology, diseases, and potentials for therapy // Annu. Rev. Biochem. 1995. V. 64. P. 403 34.
  182. Provencher S.W.//Makromol. Chem. 1985. B.82. № 15 P. 632.
  183. Puangsricharern V., Tseng S.C. Cytologic evidence of corneal deseases with limbal cells deficience // Ophthalmology. 1995. V. 102. P. 1476 1485.
  184. Raines E.W., Bowen-Pope D.F., Ross R. Platelet-derived growth factor. In Handbook of experimental pharmacology. Peptide growth factors and their receptors. (Ed. M.B. Sporn and A.B. Roberts). 1990. P.173 262. Springer, Heidelberg.
  185. Raines E.W., Ross R. Compartmentalization of PDGF on extracellular binding sites dependent on exon-6-encoded sequences // J. Cell Biol. 1992. V. 116. P. 533 543.
  186. Ramchandran R., Dhanabal M., Volk R., et al. Antiangiogenic activity of restin, NC10 domain of human collagen XV: comparison to endostatin // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. V. 255. P. 735−739.
  187. Raphael В., Kerr N.C., Shimizu R.W. et al. Enhanced healing of cat corneal endothelial wounds by epidermal growth factor // Invest Ophthalmol Vis. Sci. 1993. V. 34. P. 2305 -2312.
  188. Rawe I.M., Meek K.M., Leonard D.W., et al. Structure of corneal scar tissue: An x-ray diffraction study // Biophys. J. 1994. V. 67. P. 1743 1748.
  189. Rayner S.A., Gallo, J.L., George A.J., Larkin D.F. Distribution of integrins alpha v beta 5, alpha v beta 3 and alpha v in normal human cornea: possible implications in clinical and therapeutic adenoviral infection // Eye. 1998. V. 12. P. 273 277.
  190. Reeve J.G., Wild A.E. Lens regeneration from cornea of larval Xenopus laevis in the presence of the lens // J. Embryol. Exp. Morph. 1978. V. 48. P. 205 214.
  191. Riley M., Winkler В., Czajkowski C., Peters M. The roles of bicarbonate and C02 in transendothelial fluid movement and control of corneal thickness // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1995. V. 36. P. 103 112.
  192. Robinson K.R., Messerli M.A. Left/right, up/down: the role of endogenous electrical fields as directional signals in development, repair and invasion // Bioassays. 2003. V. 25. № 8. P. 759 766.
  193. Ronnov-Jessen L., Petersen O.W. A function for filamentous alpha-smooth muscle actin: retardation of motility of fibroblasts // J. Biol. Chem. 1996. V. 134. P. 67 -80.
  194. Ross C.A., Poirier M.A. Protein aggregation and neurodegenerative disease // Nat. Med. 2004, 10 Suppl. S 10 17.
  195. Rubin J. S., Osada H., Finch P. W., Taylor W. G., Rudikoff S. and Aaronson S. A. Purification and characterization of a newly identified growth factor specific for epithelial cell // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. P. 802 806.
  196. Rugged A, Pajaro S. Automatic recognition of cell layers in corneal confocal microscopy images // Computer Methods and Programs in Biomedicine. 2002. V.68. P. 25 -35.
  197. Saika S., Kawashima Y., Okada Y., et al. Immunohistochemical and ultrastructural analysis of dysplastic epithelium of human ocular surface: basement membrane and intermediate filament // Cornea. 1999. V. 18. P. 343 52.
  198. Saika S., Kawashima Y., Okada Y., et al. Recombinant TIMP-1 and -2 enhance the proliferation of rabbit corneal epithelial cells in vitro and the spreading of rabbit corneal epithelium in situ // Curr. Eye Res. 1998. V. 17. P. 47 52.
  199. Saika S., Ohnishi Y., Ooshima A, Liu C.Y., Kao W.W. Epithelial repair: roles of extracellular matrix // Cornea. 2002. V. 21 (Suppl. 1). S. 23 9.
  200. Saika S., Shiraishi A., Saika S., et al. Role of lumican in the corneal epithelium during wound healing // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 2607 703.
  201. Sakamoto Т., Nakashima Y., Sueishi K. The effect of thrombin on actin filament and vinculin of corneal endothelial cells // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1993. V. 34. P. 438−446.
  202. Sangwan V.S. Limbal Stem Cells in Health and Disease // Bios. Rep., 2002. V. 21. P. 385−405.
  203. Sasaki Т., Larsson H., Tisi D., et al. Endostatins derived from collagens XV and XVIII differ in structural and binding properties, tissue distribution and anti-angiogenic activity. J. Mol. Biol. 2000. V. 301. P. 1179 1190.
  204. Schilling-Schon A., Pleyer U., Hartmann C., Rieck P.W. The role of endogenous growth factors to support corneal endothelial migration after wounding in vitro // Exp. Eye Res. 2000. V. 71. P. 583 589.
  205. Schlessinger J. How receptor tyrosine kinases activate Ras // TIBS. 1993. V. 18. P. 273−275.
  206. Schlessinger J. The epidermal growth factor receptor as a multifunctional allosteric protein // Biochemistry. 1988. V. 27. P. 3119 3123.
  207. Schulz M.W., Chamberlain C.G., De Iongh R.U., McAvoy J.W. Acidic and basic FGF in ocular media and lens: implications for lens polarity and growth patterns // Development. 1993. V. 118. P. 117 126.
  208. Shashoua V.E., Hesse G.W., Moore B.W. Proteins of the Brain Extracellular Fluid: Evidence for Release of S-100 Protein // J. of Neurochemistry. 1984. V. 42. P. 1536- 1541.
  209. Sherrard E.S., Ng Y.L. The other side of the corneal endothelium // Cornea. 1990. V. 9. P. 48−54.
  210. Sivak J.M., Fini M.E. MMPs in the eye: emerging roles for matrix metalloproteinases in ocular physiology // Prog. Retin. Eye Res. 2002. V. 21. P. 1−14.
  211. Smith P.K., Krohn R.I., Hermanson G.T., Mallia A.K., Gartner F.H., Provenzano M.D., Fujimoto E.K., Goeke N.M., Olson B.J., Klenk D.C. Measurement of protein using bicinchoninic acid // Anal. Biochem. 1985. V. 150. P. 76 85.
  212. Smith R.S., Hawes N.L., Kuhlmann S.D., et al. Cornh mouse model for corneal surface disease and neovascularization // Invest. Ophthalmol. Vis.Sci. 1996. V. 37. P. 397−404.
  213. Soler C., Carpenter G. The Epidermal growth factor (EGF) family. In Guidebook to Cytokines and Their Receptors. Edited by N.A.Nicolas- A Sambrook and Tooze Publication, 1994. P.194 198.
  214. Song Q.H., Klepeis V.E., Nugent M.A., Trinkaus-Randall V. TGF-bl regulates TGF-bl and FGF-2 mRNA expression during fibroblast wound healing // Mol. Pathol. 2002. V. 55. P. 164- 176.
  215. Sosnova M., Bradl M., Forrester J.V. CD34+ corneal stromal cells are bone marrow-derived and express hemopoetic stem cell markers // Stem Cells. 2005. V. 2. P. 507−515.
  216. Sotozono C., Kinoshita S., Kita M. and Imanishi J. Paracrine role of keratinocyte growth factor in rabbit corneal epithelial cell growth // Exp. Eye Res. 1994. V. 59. P. 385 -392.
  217. Stepanek P. Dynamic Light Scattering. The method and some applications // Ed. By Brown W. Oxford: Clarendron Press, 1993. P. 177.
  218. Stevens A., Lowe J. S. Histology // Mosby Year Book Europe Ltd, London, 1993, pp. 378.
  219. Stramer B.M., Zieske J. D., Jung J.-C., Austin J.S., Fini M.E. Molecular Mechanisms Controlling the Fibrotic Repair Phenotype in Cornea: Implications for Surgical Outcomes // Invest. Ophthalmol. Vis. Science. 2003. V. 44. P. 4237 4246.
  220. Streuli C., Schmidhauser C., Bailey N., Yurchenco P., Skubitz A., Roskelley C., Bissell M. Laminin mediates tissue-specific gene expression in mammary epithelia // J. Cell Biol. 1995. V.129. P.591−603.
  221. Sudesh S., Laibson P.R. The impact of the Herpetic Eye Disease Studies on the management of herpes simplex virus ocular infections // Curr. Opin. Ophthalmol. 1999. V.10. P.230 233.
  222. Suzuki K., Saito J., Yanai R., Yamada N., Chikama Т., Seki K., Nishida T. Cell-matrix and cell-cell interaction during corneal epithelium wound healing // Prog, in Ret. and eye Res. 2003. V. 22. P. 113 133.
  223. Tao Y., Bazan H.E., Bazan .G. Platelet-activating factor induces the expression of metalloproteinases-1 and -9, but not -2 or -3, in the corneal epithelium // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1995. V.36. P. 345 354.
  224. Tao Y., Bazan H.E., Bazan N.G. Platelet-activating factor enhances urokinase-type plasminogen activator gene expression in corneal epithelium // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1996. V. 37. P. 2037 2046.
  225. Thalmann-Goetsch A., Engelmann K., Bednarz J. Comparative study on the effects of different growth factors on migration of bovine corneal endothelial cells during wound healing// Acta Ophthalmol. Scand. 1997. V. 75. P. 490 -495.
  226. Toti P., Tosi G.M., Traversi C. et al. CD-34 stromal expression pattern in nor-mal and altered human corneas // Ophthalmology. 2002. V. 109. P. 1167 1171.
  227. Tuori A., Uusitalo H., Burgeson R.E., et al. The immunohistochemical composition of the human corneal basement membrane // Cornea. 1996. V. 15. P. 286 -294.
  228. Turner M.L. Cell adhesion molecules: a unifying approach to topographic biology // Biol. Rev. 1992. V. 67. P. 359 377.
  229. Vainikka S., Mustonen Т., Alitalo K. Fibroblast growth factors (FGFs). In Guidebook to Cytokines and Their Receptors. Edited by N.A.Nicolas- A Sambrook and Tooze Publication, 1994. P. 214 218.
  230. Vantrappen L. Geboes K., Missotten L., Maudgal P.C., Desmet V. Lymphocytes and Langerhans cells in the normal human cornea // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1985.V. 26. P. 220−225.
  231. Venyaminov S. Yu, Yang J.T. «Determination of protein secondary structure» In «Circular Dichroism and the conformational analysis of Biomolecules», Edited by G.D.Fasman, New York, Plenum Press, pp. 69−107, 1996.
  232. I.V., Lyjin A.A., Aleksandrova O.P. // Brain Res. Prot. 2001. V. 7. P. 30 -37.
  233. О.V., Fong Т., Koch A.E., Peterson J.D., Waltenbaugh C., Tepper R.I. & Bouck N.P. Inhibition of angiogenesis by interleukin 4 // J. Exp. Med. 1998. V. 188. P. 1039 1046.
  234. Wang I.-J., Kao C.W.-C., Liu C.-Y., et al. Characterization of Corn I mice: alteration of epithelial and stromal cell gene expression I I Mol. Vis. 2001. V. 7. P. 20 -26.
  235. Waring 3rd G.O., Bourne W.M., Edelhauser H.F., Kenyon K.R. The corneal endothelium: normal and pathologic structure and function // Ophthalmology. 1982. V. 89. P. 531 -590.
  236. Watt F.M., Hogan B.L. Out of Eden: stem cells and their niches // Science. 2000. V. 287. P. 1427- 1430.
  237. Welge-Luben U., May C.A., Neubauer A.S., Priglinger S. Role of tissue growth factors in aqueous humor homeostasis // Curr. Opin. Ophthalmol. 2001. V. 12. P. 94 99.
  238. West-Mays J.A., Sadow P.M., Tobin T.W., Strissel K.J., Cintron C., Fini M.E. Repair phenotype in corneal fibroblasts is controlled by an interleukin-1 alpha autocrine feedback loop//Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1997. V. 38. P. 1367 1379.
  239. Williams K.A., Mann T.S., Lewis M., Coster D.J. The role of resident accessory cells in corneal allograft rejection in the rabbit // Transplant. 1986. V. 42. P. 667 671.
  240. Wilson C.M. Staining of proteins on gel: comparision of dyes and procedures // Methods in Enzymol. 1983. V. 91. P. 236 247.
  241. Wilson S. E., He Y.-G., Weng J., Li, Q., Vital M., Chwang E. L. Epithelial injury induces keratocyte apoptosis: hypothesized role for the interleukin-1 system in the modulation of corneal tissue organization // Exp. Eye. Res. 1996. V. 62. P. 325 338.
  242. Wilson S. E., Walker J. W., Chwang E. L., He Y.-G. Hepatocyte growth factor (HGF), keratinocyte growth factor (KGF), their receptors, FGF receptor-2, and the cells of the cornea. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1993. V. 34. P. 2544 2561.
  243. Wilson S.E., Liu J.J., Mohan R.R. Stromal-epithelial interactions in the cornea // Prog. Ret. Eye Res. 1999. V. 18. P. 293−309.
  244. Wilson S.E., Mohan R.R., Ambrosio Jr R., Hong J.W., Lee J.S. The corneal wound healing reponse: cytokine-mediated interaction of the epithelium, stroma and inflammatory cells // Prog, in Ret and Eye Res. 2001. V. 5. P. 625 637.
  245. Wolburg H., Willbold E., Layer P.G. Muller glia endfeet, a basal lamina and the polarity of retinal layers from properly in vitro only in the presence of marginal pigmented epithelium //Cell Tissue Res. 1991. V. 264. P. 437 -451.
  246. Wolosin J.M., Budak M.T., Akinci M.M.A. Ocular surface epithelial and stem cell development//Int. J. Dev. Biol. 2004. V. 48. P. 981 -991.
  247. Wolosin J.M., Xiong X., Schutte M., Stcgman Z., Tieng A. Stern cells and differentiation stages in the limbo-corneal epithelium // Prog. Ret. Eye Res. 2000. V. 19. P. 223−255.
  248. Woost P. G., Jumblatt M. M., Eiferman R. A. and Schultz G. S. Growth factors and corneal endothelial cells: I. Stimulation of bovine corneal endothelial cell DNA synthesis by defined growth factor // Cornea. 1992. V. 11. P. 1 10.
  249. Ye H.Q., Azar D.T. Expression of gelatinases A and B, and TIMPs 1 and 2 during corneal wound healing//Invest. Ophthalmol. Vis Sci. 1998. V. 39. P. 913−21.
  250. Yu F.X., Guo Y., Zhang Q. Expression and differentiation of adhesion molecule CD44 in healing corneal epithelia // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1998. V. 39. P.710−717.
  251. Zieske J.D., Guimaraes S.R., Hutcheon A.E. Kinetics of keratocyte proliferation in response to epithelial debridement // Exp. Eye Res. 2001. V. 72. P. 33 39.
  252. Zimmerman G.A., Mclntyre T.M., Prescott S.M., Stafforini D.M. The platelet-activating factor signaling system and its regulators in syndromes of inflammation and thrombosis // Crit. Care Med. 2002. V. 30. P. 294 301.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?