Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Применение новых молекулярно-биологических технологий для выявления Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью

Диссертация: Применение новых молекулярно-биологических технологий для выявления Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Внедрение результатов исследования в практику. Результаты диссертации используются в Московском городском научно-практическом центре борьбы с туберкулезом Департамента здравоохранения города Москвы и в Институте молекулярной генетики РАН для выявления Mycobacterium tuberculosis методом ПЦР в различном диагностическом материале от больных разными формами туберкулеза на разных стадиях лечения… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений
  • Глава 1. Обзор литературы
    • 1. 1. Введени е
    • 1. 2. Молекулярно-генетические основы резистентности Mycobacterium tuberculosis к изониазиду
    • 1. 3. Молекулярные механизмы устойчивости Mycobacterium tuberculosis к рифампицину
    • 1. 4. Генотипирование штаммов Mycobacterium tuberculosis по ДНК
    • 1. 5. Культуральные и молекулярные методы диагностики чувствительности Mycobacterium tuberculosis к противотуберкулезным препаратам
      • 1. 5. 1. Фенотипические методы диагностики
        • 1. 5. 1. 1. Определение чувствительности Mycobacterium tuberculosis к противотуберкулезным препаратам на плотных сре
        • 1. 5. 1. 2. Определение чувствительности Mycobacterium tuberculosis к противотуберкулезным препаратам на жидких сре
        • 1. 5. 1. 3. Анализ чувствительности Mycobacterium tuberculosis к 39 противотуберкулезным препаратам с помощью бактерио-фагов (?/га В-анализ)
      • 1. 5. 2. Молекулярно-генетические методы определения чув-t ствительности Mycobacterium tuberculosis к противотуберкулезным препаратам
        • 1. 5. 2. 1. Методы пробоподготовки биологических образцов и выделения ДНК Mycobacterium tuberculosis
        • 1. 5. 2. 2. Методы детекции мутаций, ассоциированных с лекарственной устойчивостью
  • Глава 2. Материалы и методы
    • 2. 1. Обследованные пациенты
    • 2. 2. Культуры Mycobacterium tuberculosis, выделенные от больных туберкулезом
    • 2. 3. Методы исследования
      • 2. 3. 1. Определение лекарственной чувствительности
  • Mycobacterium tuberculosis к рифампицину и изониазиду бактериологическими методами
    • 2. 3. 2. Обработка клинического материала для молекулярных исследований
    • 2. 3. 3. Выделение ДНК Mycobacterium tuberculosis из диагностического материала
    • 2. 3. 4. Подбор праймеров
    • 2. 3. 5. Определение ДНК Mycobacterium tuberculosis
      • 2. 3. 5. 1. Реакция амплификации
      • 2. 3. 5. 2. Регистрация и анализ продуктов амплификации
      • 2. 3. 6. Проверка специфичности полимеразной цепной реакции
      • 2. 3. 7. Выявление мутаций в гене rpoB Mycobacterium tuberculosis методом гетеродуплексного анализа
      • 2. 3. 7. 1. Получение универсального гетеродуплексного генератора
      • 2. 3. 8. Прямое секвенирование ПЦР-фрагментов
      • 2. 3. 9. Определение чувствительности Mycobacterium tuberculosis к рифампицину с помощью биологических микрочипов «ТБ-БИОЧИП-(РИФ)»
      • 2. 3. 10. Метод конформационного полиморфизма одноцепочечных фрагментов (SSCP)
      • 2. 3. 10. 1. Определение мутаций в генах, ответственных за резистентность к изониазиду katG, oxyR/ahpC, inhA, kasA
      • 2. 3. 11. Выявление микобактерий резистентных к рифампицину и изониазиду с помощью биологических микрочипов «ТБ-БИОЧИП»
      • 2. 3. 12. Статистическая обработка
  • Глава 3. Собственные исследования
    • 3. 1. Методические подходы применяемые для повышения эффективности выделения ДНК Mycobacterium tuberculosis и определения ее лекарственной чувствительности
      • 3. 1. 1. Забор образцов
      • 3. 1. 2. Пробоподготовка
      • 3. 1. 3. Выделение ДНК
      • 3. 1. 4. Определение Mycobacterium tuberculosis в зависимости от формы туберкулеза и стадии туберкулезного процес
    • 3. 2. Определение лекарственной чувствительности Mycobacterium tuberculosis к рифампицину методом гетеродуплексного анализа
    • 3. 3. Определение чувствительности Mycobacterium tuberculosis к рифампицину с помощью биологических микрочипов «ТБ-БИОЧИП-(РИФ)»
    • 3. 4. Определение чувствительности Mycobacterium tuberculosis к изониазиду методом конформационного полиморфизма одноцепочечных фрагментов
    • 3. 5. Определение лекарственной устойчивости Mycobacterium tuberculosis к рифампицину и изониазиду методом биологических микрочипов «ТБ-БИОЧИП»

Применение новых молекулярно-биологических технологий для выявления Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность работы. Одной из основных причин повышения заболеваемости туберкулезом является увеличение числа лиц, инфицированных Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью, которые определяются как Mycobacterium tuberculosis, резистентные одновременно к изониазиду и рифампицину, независимо от наличия или отсутствия устойчивости к другим препаратам [Iseman М., Madsen D., 1989; Shinder D. et al., 1991; Kochi A. et al., 1993; Espinal M. et al., 2001; Gillespie S., 2002].

У больных с впервые выявленным туберкулезом легких уровень Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью колеблется от 1,7% в Барселоне [Tudo G. et al., 2004], 5,0 — 7,0% в Москве [Литвинов В.И. и др., 2004, 2005], до 10,0% в ряде других стран Европы [Nutini S., et al., 1998; van Deun A. et al., 1999; Gonzavez N. et al., 1999], хотя имеются публикации и о более высоком проценте 21,8% в Эстонии [Kruuner A. et al., 1998; Leimane V., Leimans J., 1998], до 40,0% в отдельных регионах Украины [Чернушенко Е.Ф., Клименко М. Ю., 1999], до 51,1% в Казахстане [Ильина Т.Я. и др., 2003]. По данным А. Г. Хоменко, В. И. Чуканова (1999), А. К. Стрелис и соавт.(2001), Б. И. Вишневского, Е. Б. Вишневской (2003) в разных регионах России множественная лекарственная устойчивость Mycobacterium tuberculosis в 2001 году зафиксирована от 8,0% до 61,0%о у впервые выявленных больных.

В Москве у больных с хроническим течением туберкулеза легких, обнаруживают Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью в пределах 13,0−15,0%) [Сельцовский П.П. и др., 2005]. Эффективность лечения больных с множественно-лекарственно устойчивыми Mycobacterium tuberculosis составляет не более 50,0% [Coninx R. et al., 1999; Dye С. et al., 2002].

Во фтизиатрической практике до последнего времени туберкулез диагностируют на основании данных клинико-рентгенологических исследований с подтверждением роста Mycobacterium tuberculosis на плотных средах золотой стандарт"), хотя известно, что Mycobacterium tuberculosis вырастают на них не раньше, чем через 4−6 недель. Применение автоматизированных систем с использованием жидких сред [МВ/ВасТ или Bact/Alert 3D (BioMerieux) и Bactec MGIT 960 (Becton Dickinson)] сокращает время выделения возбудителя до 2 — 3 недель [Rohner P. et al., 1997; Brunello F., Fontana R., 2000; Somoskovi A. et al, 2001].

Определение чувствительности Mycobacterium tuberculosis к противотуберкулезным препаратам, в зависимости от применяемого метода, удлиняет время анализа еще на 1 — 3 недели и, как правило, больным назначают противотуберкулезные препараты, независимо от того, каким штаммом они заражены, хотя подбор схемы лечения, учитывающей характер чувствительности Mycobacterium tuberculosis у больного, в значительной степени определяет ее эффективность [Егоров A.M. и др., 2000; Соколова Г. Б. и др., 2000; Мишин В. Ю, 2001, 2005]. Кроме того, известно, что 6,0 — 7,0% пациентов, у которых выявляли Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью, умирают от лекарственной непереносимости и более чем у 16,0% из них развивается почечная недостаточность [Мишин В.Ю. и др., 2005; Olle-Goig I. et al., 1999].

Таким образом, вопрос разработки и внедрения экспресс-методов де-* текции и определения лекарственной чувствительности Mycobacterium tuberculosis, остается одной из самых актуальных проблем фтизиатрии.

В последние годы, в связи с внедрением в практику фтизиатрии методов молекулярной биологии, которые отличаются быстротой анализа, высокой чувствительностью и специфичностью, выявление микобактерий и определение их генотипических характеристик значительно облегчает постановку диагноза и назначение больному адекватного лечения. На данный период времени расшифрован геном Mycobacterium tuberculosis H37Rv, который t имеет длину 4 411 529 пар нуклеотидов и включает в себя примерно 4000 генов [Cole S. et al, 1998]. Для ряда генов известны мутации, ответственные за изменение фенотипических свойств микобактерий, связанных с возникновением резистентности к противотуберкулезным препаратам. Установлено, что Mycobacterium tuberculosis с различными типами мутаций требуют для предотвращения размножения разные дозы лекарственных препаратов [Williams D. et al., 1998; Stepanshina V. et al., 1999; Van Soolingen D. et al., 2000].

В настоящее время известно, что резистентность к изониазиду определяется мутациями в 4 основных генах: katG, inhA, ahpC/oxyR, kasA и еще некоторых других, менее изученных: fur A, ndh [Rouse D. et al., 1995; Musser J., 1995; Blanchard J., 1996; Rapiti E. et al., 1998; Riska P. et al., 2000; Zhang Y. et al., 2005].

Более 95% случаев резистентности к рифампицину у больных туберкулезом обусловлено мутациями в коротком фрагменте (81 пара нуклеотидов) гена гроВ, кодирующего /?-субъединицу РНК-полимеразы Mycobacterium tuberculosis [Генерозов Э.В. и др., 2003; Telenti A. et al., 1993; Kapur V. et al., 1994; Ramaswamy S., Musser J., 1998; Chaves F. et al., 2000].

Для выявления мутаций в молекулярной биологии применяют, как правило, сочетание нескольких методов. Прежде всего, это стадия полимеразной цепной реакции, с помощью которой происходит клонирование исследуемой части ДНК, и далее анализ полученных ампликонов с помощью рестриктаз, методом конформационного полиморфизма одноцепочечных фрагментов ' или различными видами гибридизации с соответствующими олигонуклеотидами. В большинстве случаев с помощью этих методов мутации в исследуемой области ДНК только выявляются. Для определения типа мутаций вводятся дополнительные стадии, что делает анализ более длительным [Патрушев Л.И., 2000] или используют дорогостоящие методы секвенирования, не имеющие в настоящее время практической перспективы.

В Институте молекулярной биологии им. В. А. Энгельгардта РАН под руководством академика А. Д. Мирзабекова была разработана технология > биологических микрочипов, кардинально изменившая возможности молекулярно-диагностического анализа Mycobacterium tuberculosis [Mikhailovich V. et al., 2001]. С помощью «ТБ-БИОЧИП-(РИФ)» можно определить чувствительность к рифампицину, а «ТБ-БИОЧИП», предоставляет возможность одномоментного выявления чувствительности Mycobacterium tuberculosis к рифампицину и изониазиду с определением 29 типов мутаций к первому препарату по гену гроВ и 19 типов мутаций ко второму препарату по генам katG, oxyR, inhA. Этот метод в 2004 году получил регистрационное удостоверение Федеральной службы РФ по надзору в сфере здравоохранения и социального развития. Принципиальным преимуществом этих тест-систем являются сроки получения результатов (48 часов) при сохранении 95% чувствительности и специфичности определения при выявлении Mycobacterium tuberculosis и определении ее лекарственной устойчивости.

В то же время, с помощью используемых молекулярно-генетических методов выявляется не весь спектр мутаций в целом ряде генов Mycobacterium tuberculosis, ответственных за множественную лекарственную устойчивость, нет единого технологического протокола всех этапов выполнения молекулярных исследований, позволяющих определить множественную лекарственную устойчивость, и совершенно нет данных о возможности их применения в клинико-лабораторной практике фтизиатрических учреждений.

Цель исследования. В связи с вышесказанным, целью данного диссертационного исследования являлась разработка и внедрение в практику единого протокола использования в клинике молекулярно-биологических экспресс тест-систем, позволяющих выявлять Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью у больных туберкулезом, и доказательство их принципиальных преимуществ перед общепринятыми микробиологическими методами.

Задачи исследования.

1. Разработать технологию забора и обработки проб диагностического материала для выделения ДНК Mycobacterium tuberculosis для эффективного определения их чувствительности и/или резистентности к изониазиду и рифампицину.

2. Адаптировать метод гетеродуплексного анализа для выявления резистентных к рифампицину Mycobacterium tuberculosis путем определения мутаций в гене гроВ.

3. Оценить возможность применения в клинико-лабораторной практике метода биологических микрочипов для выявления резистентных к рифампицину Mycobacterium tuberculosis на чипах «ТБ-БИОЧИП-(РИФ)».

4. Разработать собственную тест-систему для выявления устойчивых к изониазиду Mycobacterium tuberculosis в генах katG, inhA, oxyR/ahpC, kasA с наиболее распространенными мутациями, на основе полимеразной цепной реакции и конформационного полиморфизма одноцепочечных фрагментов Single Strengh Conformation Polymorfism (SSCP).

5. Адаптировать для клинико-лабораторного применения тест-систему «ТБ-БИОЧИП», основанную на определении в Mycobacterium tuberculosis типа мутаций, ответственных за множественную лекарственную устойчивость.

6. Изучить молекулярно-генетические особенности Mycobacterium tuberculosis, резистентных к рифампицину и изониазиду, характерных для жителей Московского региона, Астрахани, Нижнего Новгорода, Саратова, Республики Молдова (Кишинев) и Казахстан (Алматы).

Научная новизна. Разработана и практически апробирована технологическая цепочка забора, обработки различных биологических образцов и выделения из них ДНК Mycobacterium tuberculosis у больных туберкулезом, как основополагающий этап для эффективного определения чувствительности к противотуберкулезным препаратам (патент № 2 231 790 от 27 июня 2004 г. «Способ обработки цельной крови для выявления ДНК микобактерий туберкулеза методом ПЦР" — патент № 2 163 022 от 28 мая 2001 г. ««Способ диагностики туберкулеза»).

Посредством подбора условий пробоподготовки расширены возможности использования других биологических секретов, кроме мокроты, для выявления ДНК Mycobacterium tuberculosis в различном биологическом материале.

Впервые для определения резистентности к изониазиду применен метод SSCP по определению мутаций сразу в 4-х генах (патент № 2 200 323 от 29 августа 2001 г. «Способ диагностики чувствительности штаммов Mycobacterium tuberculosis к изониазиду с помощью ПЦР и конформационного полиморфизма одноцепочечных фрагментов»).

Впервые для определения чувствительности L-форм Mycobacterium tuberculosis к рифампицину применен метод «ТБ-БИОЧИП-(РИФ)» (патент № 2 263 149 от 27 октября 2005 г. «Способ определения лекарственной чувствительности L-форм Mycobacterium tuberculosis к рифампицину»).

Впервые использована система множественного генетического зондирования различных биологических образцов для выявления чувствительности к рифампицину и изониазиду в бактериальной и L-формах Mycobacterium tuberculosis методами гетеродуплексного анализа, конформационного полиморфизма одноцепочечных фрагментов и биологических микрочипов.

Впервые в одном штамме Mycobacterium tuberculosis удалось одновременно определить мутации по пяти генам, ответственным за резистентность к рифампицину и изониазиду.

Впервые с помощью технологии биологических чипов проведено мо-лекулярно-генетическое паспортирование штаммов Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью, характерных для Московского региона, Астрахани, Саратова, Нижнего Новгорода, Республики Молдова (Кишинев) и Республики Казахстан (Алматы).

Практическая значимость работы заключается в разработке технологической цепочки забора и обработки разных биологических образцов и выделения из них ДНК Mycobacterium tuberculosis.

Используется в клинико-лабораторнтм практике собственная тест-система «Нестед-ПЦР» для выявления ДНК микобактерий туберкулезного комплекса у больных туберкулезом, которая пригодна для любого биологического материала и отличается от коммерческих низкой себестоимостью и более высокой чувствительностью.

Разработана и апробирована для практического применения собственная тест-система выявления устойчивых к изониазиду Mycobacterium tuberculosis у больных туберкулезом методом конформационного полиморфизма одноцепочечных фрагментов по генам katG, inhA, oxyR/ahpC, kasA.

Адаптирован метод гетеродуплексного анализа для определения чувствительности Mycobacterium tuberculosis к рифампицину по гену гроВ.

Адаптированы для клинико-лабораторной практики биологические микрочипы для выявления устойчивых к рифампицину Mycobacterium tuberculosis с помощью «ТБ-БИОЧИП-(РИФ)» и выявления Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью, устойчивых одновременно к изониазиду и рифампицину, с помощью тест-системы «ТБ-БИОЧИП».

Определены молекулярно-генетические характеристики Mycobacterium, tuberculosis, выявляемые у жителей Московского региона, Астрахани, Саратова, Нижнего Новгорода, Республики Молдова (Кишинев) и Республики Казахстан (Алматы).

Положения, которые выносятся на защиту:

1. Доказана важность дифференцированного подхода при выборе метода, применяемого для обработки биологических образцов и выделения ДНК Mycobacterium tuberculosis, в зависимости от целей исследования.

2. Определена возможность выявления ДНК Mycobacterium tuberculosis в образцах, взятых от больных с разными формами туберкулеза в динамике лечения.

3. Показана эффективность использования метода гетеродуплексно-го анализа для определения устойчивых к рифампицину штаммов Mycobacterium tuberculosis.

4. Осуществлена адаптация метода биологических микрочипов «ТБ-БИОЧИП-(РИФ)» для выявления устойчивых к рифампицину Mycobacterium tuberculosis.

5. Установлена возможность применения метода конформационного полиморфизма одноцепочечных фрагментов для выявления мутаций в генах katG, inhA, oxyR, kasA, ответственных за резистентность к изониазиду.

6. Разработана клинико-диагностическая цепочка, состоящая из этапов обработки диагностических образцов и выделения ДНК для наиболее эффективного применения тест-системы «ТБ-БИОЧИП», определяющей Mycobacterium tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью.

7. Осуществлено молекулярно-генетическое паспортирование резистентных к рифампицину и изониазиду штаммов Mycobacterium tuberculosis из различных регионов Российской Федерации и ряда стран СНГ.

Внедрение результатов исследования в практику. Результаты диссертации используются в Московском городском научно-практическом центре борьбы с туберкулезом Департамента здравоохранения города Москвы и в Институте молекулярной генетики РАН для выявления Mycobacterium tuberculosis методом ПЦР в различном диагностическом материале от больных разными формами туберкулеза на разных стадиях лечения. Адаптированный метод гетеродуплексного анализа применяется для определения штаммов Mycobacterium tuberculosis, резистентных к рифампицину и метод конформационного полиморфизма одноцепочечных фрагментов применяется для характеристики штаммов Mycobacterium tuberculosis, резистентных к изониазиду по четырем генам (katG, inhA, oxyR, kasA) в МНПЦБТ. Для одномоментного выявления штаммов Mycobacterium tuberculosis, резистентных к рифампицину и изониазиду, применяются биологические микрочипы «ТБ.

БИОЧИП". С их помощью также производится молекулярно-генетическое паспортирование штаммов Mycobacterium tuberculosis, то есть в МНПЦБТ создается банк штаммов Mycobacterium tuberculosis с определенными типами мутаций по исследуемым генам.

Материалы диссертации использованы при составлении методических рекомендаций «Выявление ДНК микобактерий туберкулезного комплекса методом „Нестед-ПЦР“ в различных биологических пробах», М. (2001).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 32 печатные работы, в том числе 2 монографии, получено 4 патента.

Апробация работы. Материалы диссертации доложены на IV съезде научно-медицинской ассоциации фтизиатров, Йошкар-Ола (1999) — 3-й Всероссийской научно-практической конференции «Генодиагностика в современной медицине», Москва (2000) — конференции памяти профессора М. М. Авербаха «Туберкулез сегодня: проблемы и перспективы», Москва,.

2000) — Первой Российской научно-практической конференции с международным участием «Нозокомиальная туберкулезная инфекция», Москва.

2001) — конференции к 75-летию ведущего противотуберкулезного учреждения г. Москвы (2001) — Международной конференции «Туберкулез — старая проблема в новом тысячелетии», Новосибирск (2002) — Всероссийской научно-практической конференции «Генодиагностика инфекционных заболеваний», Москва (2002) — 12 Национальном конгрессе по болезням органов дыхания, Москва (2002) — VI Российском съезде фтизиатров, Москва (2003) — 13th Annual Congress of European Respiratory Society, Vienna (2003) — 11 International Congress on Infectious Diseases, Mexico (2004) — 15 Национальном конгрессе по болезням органов дыхания и 1-й Учредительном конгрессе Евроазиатского Респираторного общества, Москва (2005).

Содержание работы. Диссертация изложена на 215 страницах машинописного текста и состоит из: введения, обзора литературы, главы собственных исследований, заключения, выводов. В тексте содержится 31 таблица и 18 рисунков. Библиография включает 298 источников литературы, из них 66 на русском и 232 на иностранных языках.

Выводы.

1. Создана технологическая цепочка обработки различных биологических образцов, полученных у больных туберкулезом легких, выделения из них Mycobacterium tuberculosis и ДНК, позволяющая сохранить штаммы микобактерий, имеющие различную чувствительность к рифампицину и изониазиду. Разработан собственный метод выявления ДНК Mycobacterium tuberculosis в цельной крови, заключающийся в обработке крови iV-асетил L-цистеином (NALC) с NaOH (5:1) с последующим отмыванием осадка буфером 10 мМ Трис НС1 и 1 мМ ЭДТА (рН 7,6 далее 8,0 и 8,8) с 1% тритоном.

2. Создана собственная двухэтапная тест-система ПЦР, которая позволяет повысить эффективность выявления ДНК Mycobacterium tuberculosis в различных биологических образцах в среднем на 30%, по сравнению с одноэтапной ПЦР.

3. Определена эффективность использования методов гетеродуплексного анализа (чувствительность 98,2%, специфичность 82,3%) и метода «ТБ-БИОЧИП-(РИФ)» (чувствительность 93,8%>, специфичность 100%) для выявления мутаций, ответственных за резистентность Mycobacterium tuberculosis к рифампицину в гене гроВ.

4. Разработана собственная тест-система для выявления мутаций в генах katG, inhA, oxyR, kasA, ответственных за устойчивость к изониазиду, основанная на методе конформационного полиморфизма одноцепочечных фрагментов (SSCP), отличающаяся тем, что все этапы полимеразной цепной реакции и SSCP осуществляются по единой программе для всех исследуемых генов.

5. Показано, что наиболее эффективным методом определения чувствительности Mycobacterium tuberculosis и L-форм Mycobacterium tuberculosis к рифампицину и изониазиду является лицензированный метод «ТБ-БИОЧИП», заключающийся в том, что всего за 18 часов можно определить множественную лекарственную устойчивость микобактерий в любом биологическом образце, посредством определения мутаций (всего 52 типа) в генах katG, inhA, охуА и гроВ, связанных с резистентностью к исследуемым препаратам (чувствительность тест-системы 93,0%, специфичность 100,0%).

6. При изучении штаммов Mycobacterium tuberculosis, полученных от больных туберкулезом, проживающих в Московском регионе, Астрахани, Саратове, Нижнем Новгороде, Кишиневе (республика Молдова), Алматы (республика Казахстан) определено 52 варианта генотипов микобактерий с признаками множественной лекарственной устойчивости. Особенностями генотипов Mycobacterium tuberculosis из разных регионов были мутации в 533 кодоне гена гроВ, характерные для Mycobacterium tuberculosis, полученных только от больных Московского региона и Саратовав гене inhA наблюдались мутации у 46,7% Mycobacterium tuberculosis больных туберкулезом, проживающих в Кишиневе, в штаммах микобактерий, полученных от больных из Астрахани в гене ahpC мутации встречались в 40%.

7. В результате исследований впервые выявлены мутации в гене inhA в -9 положении, в гроВ гене двойная мутация Asp516>Val Ser531>Leu и двойная мутация в гене katG Ile335>Val и Ser 315 > Thr.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Альварес Фигероа М. В, Леви Д. Т, Рухамина М. Л. и др. Результаты государственных испытаний ПЦР тест-системы «АМПЛИСЕНС МБТ» для выявления ДНК Mycobacterium tuberculosis complex. // В сб.: Генодиагностика инфекционных болезней 2004. — т.1. — с.159−167.
  2. Альтшулер М. Л, Генерозов Э. В, Черноусова Л. Н, Говорун В. М. Детекция и характеристика мутаций в гроВ гене резистентных к рифампицину клинических штаммов Mycobacterium tuberculosis. // Бюлл. экспер. биол. мед.- 1999.-№ 11.-с. 555−558.
  3. Бобченок А. П, Стеклова Л. Н, Вишневская Е. Б. и др. Частота выявления и клинико-диагностическое значение L -форм возбудителя у больных туберкулезом органов дыхания и внелегочной локализации. // Пробл. туб,-2002.-№ 4.-с.19−21.
  4. Богадельникова И. В, Перельман М. И. Туберкулез на пороге третьего тысячелетия.// Врач. 1997. — № 7. — с. 2−6.
  5. Бондаренко В. М, Мавзютов А. Р. Ингибиторы полимеразной цепной реакции.// В сб.: Генодиагностика инфекционных заболеваний. Тез. 4 Веер, научно-практической конф. -2002.- Москва. с.399−402.
  6. Валиев Р. Ш, Фаизов Т. Х, Зайнуллин Л. И, Валиев Н. Р. Полимеразная цепная реакция в диагностике туберкулеза.// Пробл. туб. 2005. — №.3. -с.25−27.
  7. Вишневский Б. И, Вишневская Е. Б. Лекарственная устойчивость микобактерий туберкулеза на северо-западе России. // Пробл. туб. 2003. — № 5. -с.42−43.
  8. Владимирский М. А, Шипина Л. К, Левченко М. В. Эффективность обнаружения микобактерий туберкулеза методом ПЦР (результаты рандомизированного исследования).// Пробл. туб. 2003. — № 12. — с.28−30.
  9. Голанов В. С, Бухарин О. В, Усвяцов Б. Я. Прогностическое значение выделения L -форм микобактерий туберкулеза.// Пробл. туб. 2002. — № 12. -с. 44−46.
  10. Ю.Генерозов Э. В, Альтшулер M. JL, Говорун В. М. и др. Детекция и характеристика мутаций в гроВ гене резистентных к рифампицину изолятов M. tuberculosis в образцах мокроты.// Пробл.туб. 1999. — № 2. — с.39−42.
  11. П.Генерезов Э. В, Акопиан Т. А, Владимирский М. А. и др. Прямой генетический анализ резистентности к рифампицину изолятов M. tuberculosis в образцах мокроты.//Пробл. туб. 2003. — № 4. — с.49−52.
  12. В.И. Роль ультрамелких форм микобактерий в патоморфозе туберкулеза.// Пробл. туб. 2003. — № 3. — с.26−30.
  13. Горбунова В. Н, Баранов B.C. Введение в молекулярную диагностику и генотерапию наследственных заболеваний. С-Пб. — 1997. — с. 286.
  14. Н.Егоров A.M., Сазыкин Ю. О. Некоторые проблемы химиотерапии туберкулеза с учетом новых данных о его возбудителе. // Антибиот. и химиотер. -2000.-№ 3. с.3−5.
  15. Дорожкова И. Р, Земскова З. С, Шмелева Н. А. Персистирование возбудителя туберкулеза в организме в виде L-форм и их повреждающее дейст-вие.//Вестник АМН СССР. 1976. — т. XX. — с. 161−163.
  16. Дорожкова И. Р, Кочемасова З. Н, Дыхно М. М. I-формы микобактерий туберкулеза.//В кн.: Иммунологические аспекты легочной патологии. М.:Медицина. 1980.- 175 с.
  17. Дорожкова И. Р, Земскова З. С, Круду В. Н. L-трансформация микобактерий в свете современной эпидемиологической ситуации по туберкулезу в мире.//Вестн. РАМН. 1995. — № 7. — с.30−33.
  18. Дорожкова И. Р, Бадлеева М. В, Скотникова О. И. и др. Состав и лекарственная чувствительность микобактериальной популяции у больных с подозрением на туберкулез.// Пробл. туб. 2005. — №.8. — с.36−39.
  19. Ильина Т. Я, Жангиреев А. А, Сидоренко О. А. Резистентность микобактерий туберкулеза у впервые выявленных больных туберкулезом и при рецидивах заболевания.// Пробл. туб. -2003. № 5. — с. 19−21.
  20. Исакова Ж. Т, Пак О. А, Юсупова Э. У. и др. Применение биологических микрочипов в определении лекарственной устойчивости M. tuberculosis к рифампицину.// Пробл. туб. 2005. — № 8. — с.50−53.
  21. Киншт В. Н, Воронина Е. Н, Филипенко М. Л. Методы выделения ДНК M. tuberculosis из клинических образцов для использования в ПЦР: сравнение и оценка. // Клинич. лаб. диагн. 2005. — №.3. — с.23−24.
  22. Клинчева С. А, Николаева Н. П, Гнедой С. Н. и др. Множественное ДНК зондирование, новый подход к лабораторной диагностике туберкулеза. // В сб.: Тезисы 4 Российского национального конгресса «Человек и лекарство» М. — 1997, — 191 с.
  23. Липин М. Ю, Генетические механизмы устойчивости M.tuberculosis. Ав-тореф. дис. канд. мед. наук. 2004.
  24. В.И. Проблемы туберкулеза в мегаполисе. //Пробл. туб. 2005. -№ 8. — с.3−5.
  25. Литвинов В. И, Сельцовский П. П. Туберкулез: проблемы и перспективы.// В сб.: Туберкулез сегодня: проблемы и перспективы. М. 2000. — с. 172 173.
  26. Майерс Р, Шеффилд В, Кокс Д. // В кн.: Анализ генома Методы. — М.: Мир. — 1999.-с.123−175.
  27. Мельникова Н. Н, Мокроусов И. В. Применение молекулярно-генетических методов для изучения устойчивости к рифампицину L-форм микобактерий.// В сб.: Научн. труды Всероссийской научно-практич. конф. С-Пб. — 2005. — 259 с.
  28. Михайлович В. М, Лапа С А, Грядунов Д. А. и др. Использование методов гибридизации и ПЦР на специализированном ТБ-микрочипе для обнаружения рифампицин-резистентных штаммов М. tuberculosis. // Бюлл. экспер. биол. и мед. -2001. ~№ 131.-е. 112−117.
  29. В.Ю. Лекарственно-устойчивый туберкулез легких: диагностика и лечение.//Пульмонология 2001. — № 4. — с.40−46.
  30. В.Ю. Лекарственно-устойчивый туберкулез. М. — 2005. — 142 с.
  31. О.В. Геномный полиморфизм M.tuberculosis и его значение в эпидемическом процессе. Автореф. дис. докт. мед. наук. С-Пб. — 2003.
  32. Нарвская О. В, Мокроусов И. В. Лимегценко Е.В. и др. Молекулярная эпидемиология туберкулеза.//Большой целевой журнал о туберкулезе 2000. -№ 7 — 8. — с.4−6.
  33. Нарвская О. В, Мокроусов И. В, Лимегценко Е. В. и др. Молекулярно-генетическая характеристика микобактерий туберкулеза, выделенных в северо-западном регионе России.// В сб.: Туберкулез сегодня, проблемы и перспективы. М. — 2000. — с.210−211.
  34. Г. М. Цитология туберкулеза и других грануломатозов легких. -М. 2004. — 161с.
  35. Норкина О. В, Филипенко М. Л, Никонова А. А. и др. Молекулярно-генетическая характеристика устойчивых к рифампицину изолятов M. tuberculosis, выделенных в Новосибирске.// Пробл. туб. 2003. — № 12. -с.22−25.
  36. Л.И. Экспрессия генов. М.: Наука. 2000. — 527с.
  37. .М. Проблема химиорезистентного туберкулеза и возможности ее решения. // Украинский химиотерапевтический журнал. 1999. — № 2. -с.37−41.
  38. Сапожникова Н. В, Скворцова Л. А, Павлова М. В. и др. Туберкулез легких, вызванный M. tuberculosis различных генотипов.// Пробл. туб. 2003. -№ 10. — с.13−15.
  39. Сельцовский П. П, Литвинов В. И. Социальные аспекты эпидемиологической ситуации по туберкулезу. М. 2004. — 222 с.
  40. Сельцовский П. П, Кочеткова Е. Я, Сон И. М. Эпидемиологическая ситуация по туберкулезу в Москве в конце XX начале XXI века.// Пробл. туб. — 2005. — № 8. — с.10−14.
  41. Скотникова О. И Соболев А. Ю, Михайлович В. М. и др. Молекулярно-генетические методы выявления рифампицин-резистентных штаммов М.tuberculosis. //Вестн. РАМН. -2002. № 2. — с. 36−39.
  42. Скотникова О. И, Михайлович В. М, Носова Е. Ю. и др. Новые технологии определения лекарственной чувствительности M.tuberculosis.//Проб.туб. -2004. №.6. — с.37−40.
  43. Соколова Г. Б, Куничан А. Д, Можокина Г. М. Новые технологии химиотерапии туберкулезной инфекциии.// Антибиот. и химиотер. 2000. — т.45. — с.30−37.
  44. Степаншина В. Н, Иванов И. Ю, Липин М. Ю. и др. Сполиготипы клинических штаммов M. tuberculosis, выделенных от больных туберкулезом Центрального региона России.// В сб.: Туберкулез сегодня. Материалы VI1 Российского съезда фтизиатров. М. — 2003. — с. 115.
  45. А.К. Туберкулез с множественной лекарственной устойчиво-стью-угроза населению России.// Профилактика заболевания и укрепления здоровья. 2001. — № 2. — с.29−30.
  46. Тунгусова О. С, Марьяндышев А. О. Молекулярная генетика туберкулеза.// Пробл. туб. 2003. — № 11. — с.39−42.
  47. Тунгусова О. С, Марьяндышев А. О, Каугант Д. А. и др. Влияние лекарственной устойчивости на фитнес микобактерий туберкулеза генотипа W-Beijing.// Пробл. туб. 2005. — № 8. — с.46−50.
  48. Л.Б. Микробиологические аспекты выявления больных туберкулезом с лекарственной устойчивостью.//Пробл. туб. 2004. — № 5. — с.3−5.
  49. Херрингтон С, Маги Д. Молекулярная клиническая диагностика. Методы. М.:Мир. — 1999. — с.305−306.
  50. А.Г. Современная химиотерапия туберкулеза.// Клин, фармакол. и терапия 1998. — №.7. с. 16−20.
  51. Хоменко А. Г, Голышевская В. И, Корнеев М. А. и др. Распространенность и микробиологическая характеристика штаммов M. tuberculosis с множественной лекарственной устойчивостью.//В сб.: Туберкулез. 1999. — с. 1−6.
  52. Хоменко А. Г, Чуканов В. И. Туберкулез возвращается.// Медицина и жизнь. 1999.-№ 1.-с.14−21.
  53. Шемякин И. Г, Степаншина В. Н, Коробова О. В. и др. Генетическое типи-рование штаммов M. tuberculosis методом сполиготипирования и геномной дактилоскопии.// Журн. микробиол. эпидемиол. и иммунобиол. 2000. -№ 6. — с.30−35.
  54. Шемякин И. Г, Степаншина В. Н, Манзенюк Щ. Ю. и др. Использование молекулярно-биологических методов для индивидуальной характеристики штаммов M. tuberculosis JI Журн. микробиол. эпидемиол. и иммунол. -2000. № 6. — с.30−35.
  55. Шемякин И. Г, Степаншина В. Н, Иванов И. Ю. и др. Характеристика клинических штаммов M. tuberculosis с использованием молекулярно-биологических методов.// Молек. генетика, микроб, и вирусол. 2003. -№ 1. — с.32−40.
  56. Abate G, Hoffner S, Thomsen V, Miorner H. Characterization of isoniazid-resistant strains of M. tuberculosis on the basis of phenotypic properties and mutations in katG. II Eur. J. Clin. Microb. Infect.Dis. 2001. — v. 20, — p. 329−33.
  57. Abed Y, Davin-Regli.A, Bollet C. et al. Efficient discrimination of M. tuberculosis strains by 16S-23S spacer region-based random amplified polymorphic DNA analysis. //J. Clinyc. Microbiol. 1995. — v.33. — p. 1418−1420.
  58. Agasino C, Ponce de Leon A, Jasmer R. Epidemiology of M. tuberculosis strains in San Franciaco that do not contain IS6 10.//Int. J. Tuberc. Lung Disease. 1998. — v.2. — p.518−520.
  59. Agerton T, Valway S, Blinkhorn R. Spread of strain W, a highly drug=resistant strain of M. tuberculosis, across the Unated States.// Clin. Infect. Dis. -1999. v.29.-p.85−92.
  60. Ahmad S, Mokaddas E. Contribution of AGC to ACC and other mutation at codon 315 of the katG gene in isoniazid-resistant M. tuberculosis isolates from the Middle East.// Int. J. Antimicrob. Agents. 2004. — v.23. — p.473−479.
  61. Albert H, Stupple M, Wilson S. et al. Rifampicin susceptibility results of M. tuberculosis cultures in 48 hours using FAST Plaque TB=RIF. II Int. J. Tuberc. Lung Dis. 1999. — v.3. — p.130−131.
  62. Alexander R, Domenech O, Honore N. et al. Regulation of catalase-peroxidase (katG) expression, isoniazid sensitivity and virulence by furA of M.tuberculosis.!I Mol. Microbiol. -2001. v.40. — p.879−889.
  63. Aquado J, Rebollo M, Palengue E. et al. Blood-based PCR assay to detect pulmonary tuberculosis.//Lancet. 1996. — v.3. — p.1836−1837.
  64. Arenkov P, Kukhtin A, Gemmel A. et al. Protein microchips: use for immunoassay and enzimatic reactions.// Anal, biochem. 2000. — v.278. — p. 123−131.
  65. Bakayev V, Bahrmand A, Samar G. CMC analysis of heteroduplex of ri-fampin-resistant M. tuberculosis. // Int. J. Tuberc. Lung Dis. 1999. — v.3. -p.123.
  66. Ball P, Tillotson G. Tolerability of fluoroquinolone antibiotics: past, present, and future.// Drug Safety-1995.-v.l3.-p.343−358.
  67. Balazs D, Cojocaru R, Damian H. Molecular characterization of M. bovis BCG: Romanian substrain.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 1999. — v.3. — p. 13−16.
  68. Banerjee A, Dubnau E, Quemard A. et al. InhA, a gene encoding a target for isoniazid and ethionamide in M.tuberculosis. //Science. 1994. — v.263. — p.227−230.
  69. Bardou F, Raynaud C, Ramos C. et al. Mechanism of isoniazid uptake in M.tuberculosis./Microbiology. 1998. — №.9. — p.2539−2544.
  70. Basso L, Zheng R, Musser J. et al. Mechanisms of isoniazid resistance in M. tuberculosis: enzymatic characterization of enoyl reductase mutants identified in isoniazid-resistant clinical isolates.// J. Infect. Dis. 1998. — v.178. — 769 775.
  71. Bahrmand A. Bakayev V. Polymerase chain reaction of bacterial genomes with single universal primer: application to distinguishing mycobacteria species.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 1998. — v.2. — p.34−37.
  72. Bjorkman J, Andersson J. The cost of antibiotic resistance from a bacterial perspective.// Drug resistance updates. 2000. — v.3. — p.237−245.
  73. Bergmann J, Woods G. Evaluation of the ESP culture system II for testing susceptibilities of M. tuberculosis isolates to four primary antituberculous drugs.//J. Clin. Microb. 1998. — v.36. — p.2940−2943.
  74. Behr M, Small P. Molecular fingerprinting of M. tuberculosis-. how can it help the clinical.// Clin. Infect. Dis. 1997. — v.25. — p.806−810.
  75. Blanchard J. Molecular mechanisms of drug resistance in M. tuberculosis. // Ann. Rev. Biochem. -1996. v.65. -p.215−39.
  76. Bloch A, Cauthen G, Onorato I. et al. Nationwide survey of drug-resistant tuberculosis in the United States // JAMA. 1994. — v.271. — p.665−671.
  77. Bonora S, Gutierres C, Perri G. et al. Comparative evaluation of ligation-mediated PCR and spoligotyping as screening methods for genotyping of M. tuberculosis strains.// J. Clin. Microbiol. 1999. — v.37. — p.3118−3123.
  78. Bozeman I, Mazurek G, Brim S. et al. The freguency of low-level isoniazid-resistant M. tuberculosis in Florida and Texas.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. -1999. v.3. — p.165−166.
  79. Brunello F, Favari F, Fontana R. Comparison of the MB/BacT and BACTEC 460 ТВ systems for recovery of mycobacteria from various clinical specimens. // J. Clin. Microbiol. 1999. — v.37. — p. 1206−1209.
  80. Brunello F, Fontana R. Reliability of the MB/BacT system for testing susceptibility of M. tuberculosis complex isolates to antituberculosis drugs. // J. Clin. Microbiol. 2000. — v. 38. — p. 872−873.
  81. Buchmeier N, Blanc-Potard A, Piddington D. et al.// mgtC is reguired for growth of M. tuberculosis in human macrophages, in vivo in mice and in low magnesium medium.// Tubercle Lung Dis. 2000. — v.81. — p.88−89.
  82. Canetti G, Fox W, Khomenko A. et al. Advances in techniques of testing mycobacterial drug sensitivity and the use of the sensitivity test in tuberculosis control programs. // Bull. World Health Org. 1969. — v. 41 — p. 21−43.
  83. Cangelosi G, Brabant W, Britschgi T, Wallis C. Detection of rifampin-and ciprofloxacin-resistant M. tuberculosis by using species-specific assays for precursor rRNA// Antimicrob. Agents Chemother. -1996. v.40. — p. 1790−1795.
  84. Cardoso R, Cooksey R, Morlock G. et al. Screening and characterization of mutations in isoniazid-resistant M. tuberculosis isolates obtained in Brazil.// Antimicrob. Agents Chemother. 2004. — v.48. — p.3373−3381.
  85. Caugant D, Sandven P, Eng J. et al. Detection of rifampin resistance among isolates of M. tuberculosis from Mozambique.// Microbial Drug Resist. 1995. -v.l.-p. 321−326.
  86. Chaves F, Alonso-Sanz M, Rebollo M. et al. RpoB mutations as an epidemiologic marker in rifampin-resistant M.tuberculosis.II Int. J. Tuberc. Lung Dis. -2000. -v.4. -p.765−770.
  87. Chakrabarti P. Drug targets and drug resistance in mycobacteria. // Proc. Nat. Acad. Sci. (India, B). 1997. — v.67. — p. 169−179.
  88. Chen X, Wang, Jin Y. Detection of DNA extracted from Mycobacterium tuberculosis by Taq Man-PCR technique and its clinical application.// Zhonghua Jie He He Hu Xi Za Zhi. 2000. — v.23. — p.284−288.
  89. Churchyard G, Corbett E, Kleinschmidt I. et al. Drug-resistant tuberculosis in South African gold miners: incidence and associated factors.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. -2000. v.4. — p.433−440.
  90. Cole S, Brosch R, Parkhill J. et al. Deciphering the biology of M. tuberculosis from the complete genome sequence. // Nature. 1998. — v.393. — p.537−544.
  91. Coninx R, Mathieu C, Debacker M. et al. First line tuberculosis therapy and drug-resistant M. tuberculosis in prisons.// Lancet. 1999. — v.353. — p.969−973.
  92. Cooksey R, Morlock G, Glickman S, Crawford J. Evalution of a line probe assay kit for characterization of rpoB mutation in rifampin-resistant M. tuberculosis isolates from New York City.// J. Clin. Microbiol. 1997. -v.35. -p.1281−1283.
  93. Cousins D, Williams S, Liebana E. et al. Evaluation of four DNA typing techniques in epidemiological investigations of bovine tuberculosis.// J. Clin. Microbiol. 1998.- v.36.-p.168−178.
  94. Daley C, Kawamura L. The role of molecular epidemiology in contact investigations^ US perspective.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 2003. — v.7. -p.1104−1108.
  95. Danelishvili L, Khechinashvili G, Shubladze N, Mskhiladse 1. Emergence of drug dependant M. tuberculosis strains among patients with pulmonary tuberculosis.// Изв. АН Грузии (серия биол.). 1999. — v.25. — p. 49−53.
  96. Deepa P, Therese K, Mahadevan H. Detection and characterization of mutations in rifampicin resistant M. tuberculosis isolates by DNA sequencing.// Indian J. Tuberc. 2005. — v.52. — p. 132−136.
  97. Deretic V, Pagan-Ramos E, Zhang Y, et al.// The extreme sensitivity of M. tuberculosis to the front-line antituberculosis drug isoniazid. Nat. Biothech-nol.-1996.-v.14.-p. 1557−1561.
  98. De Wit D, Wootton M, Dhillon J, Mitchison D. The bacterial DNA content of mouse organs in the Cornell model of dormant tuberculosis.// Tubercle Lung Dis. 1995.-v.76.-p.555−562.
  99. De Viedma G, Infantes D, Lasala F. et al. New real-time PCR able to detect in a single tube multiple rifampin resistance mutation and high-level isoniazid resistance mutations in M.tuberculosis.// J. Clin. Microbiol. 2002. — v.40. — p.988−995.
  100. Diaz-Infantes M, Ruiz-Serrano M, Martinez-Sanchez L. et al. Evaluation of the MB/BacT mycobacteium detection system for susceptibility testing of M.tuberculosis. //J. Clin. Microbiol. -2000. v.38. — p. 1988−1989.
  101. Dobner P, Rusch-Gerdes S, Bretzel et al. Usefulness of M. tuberculosis genomic mutations in the genes katG and inhA for the prediction of isoniazid resistance.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. -1997. v. 1(4). — p. 365−369.
  102. Domenech P, Honore N, HeymB, Cole S. Role of oxyR of M. tuberculosis in oxidative stress: overexpression confers increased sensitivity to organ hydroperoxides. // Microb. Infect. 2001. — v.3. — p. 713−721.
  103. Dorronsoro J, Catmen M, Cabodedevilla B. Influencia del numero de mus-tras estudiadas en el diagnostico de la tuberculosis.// Enferm. Infect. Microbiol. Clin. -2000. v.18.-p.215−218.
  104. Douglas J, Qian L, Gou W. et al. Tracing DNA spoliogotypes of M. tuberculosis across the pacific. /Tubercle Lung Dis. 2000. — v.80. — p.98.
  105. Dussurget 0, Smith I. Interdependence of mycobacterial iron regulation, oxidative-stress response and isoniazid resistance.// Trends Microbiol. 1998. — v.6. — p.354−358.
  106. Dussurget O, Rodriguez M, Smith J. Interdependence of mycobacterial iron regulation, oxidative-stress response and isoniazid resistance.// Tubercle Lung Dis. 1998.- v.79.-p.99−106.
  107. Dye C, Williams B, Espinal M. Raviglione M. Erasing the worlds slow strain: strategies to beat multidrug-resistant tuberculosis.// Science. 2002. -v.295. — p.2042−2046.
  108. Dziadek J, Sajduda A, Borun M. et al. IS 1606 and IS990, single-copy insertion sequence-related elements as the useful tools for diagnosis of M. tuberculosis complex infection.// J.Infect. Dis. 1999. — v.3. — p. 854−867.
  109. Dziadek J, Wolinska I, Sajdula A. et al. /?1617, a single-copy insertion se-guence-related element of the M. tuberculosis complex.// Int. J. Tuberc. Lung Dis.-2000. v.4. — p.1078−1081.
  110. Elia-Pasquet S, Tessier-Maugein J, Meynerard J. et al. Epidemiological survey on tuberculosis transmission based on RFLP analysis and contact investigation. // Int. J. Tuberc. Lung Dis. 1999. — v3. — p.14−15.
  111. Escalante P, Ramaswamy S, Sanabria Y. et al. Genotypic characterization of drug-resistant M. tuberculosis isolates from Peru.// Tubercle Lung Dis. -1998. v.79. — p.111−118.
  112. Espinal M, Laszlo A, Simonsen L. et al. Global trends in resistance to antituberculosis drugs.//New Engl. J. Med. 2001. — v.344. — p.1294−1303.
  113. Folgueira L, Delgado R, Palenque E. et al. Rapid diagnosis of M. tuberculosis bacteremia by PCR.// J. Clin. Microbiol. 1996. — v.34. -p.512−515.
  114. Gale E, Cundliffe E, Reynolds P. et al. The molecular basis of antibiotic action, (ed. John Wiley). New York. — 1981- p. 131−142.
  115. Gali N, Dominguez J, Mc Nerney R. et al. Rapid detection of drug resistance in M. tuberculosis clinical isolates using micobacteriophage D29. Preliminary study.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 1999. — v.3. — p.129.
  116. Gamboa F, Manterola J, Lonca J. et al. Rapid detection of M. tuberculosis in respiratory specimens, blood and other non-respiratory specimens by amplification of rRNA.// Int J. Tuberc. Lung Dis. 1997. — v.l. — p.542−555.
  117. Gillespie S, Newport L, Mc Hugh T. Ftoroquinolones: A new treatment for tuberculosis? // J. Clin. Microbiol. 1998. — v.36. — p.853−854.
  118. Gillespie S. Evolution of drug resistance in M. tuberculosis: clinical and molecular perspective. // Antimicrob. Agents and Chemother. 2002. — v.46. -p.267−274.
  119. Gingeras T, Ghandour G, Wang E. et al. Simultaneous genotyping and species identification using hybridization pattern recognition analysis of generic Mycobacterium DNA arrays.// Genome Research. 1998. — v. 8. — p. 435−448.
  120. Glavac D, Dean M. Optimization of the single-strand conformation polymorphism (SSCP) technique for detection of point mutations. // Hum. Mutat.-1993. v.2. — p.404−414.
  121. Glynn J, Whiteley M, Bifani P. et al. Wordwide occurence of W-Beijing strains of M. tuberculosis:A systematic review.// Emerg. Infect. Dis. 2000. -v.8. — p.843−849.
  122. Go M, Kapur V, Graham D, Musser J. Population genetic analysis of Helicobacter pylori by multilocus enzyme electrophoresis: extensive allelic diversity and recombinational population structure.//! Bacteriol. 1996. — v.178. -p.3934−3938.
  123. Goble M. Drug-resistant tuberculosis.//Semin Respir. Infect.-1986.-v.l.-p.220−229.
  124. Gold B, Rodriguez G, Marras S. et al. The M. tuberculosis ide R is a dual functional regulator that controls transcription of genes involved in iron acquisition, iron storage and survival in macrophages.// Mol. Microbiol. 2001. — v.42. — p.851−865.
  125. Gonzalez N, Torres M, Aznar J, Palomares J. Molecular analysis of rifampin and isoniazid resistance of M. tuberculosis clinical isolates in Seville, Span.// Tubercle Lung Dis. 1999. — v.80. — p. 187−190.
  126. Grompe M. The rapid detection of unknown mutations in nucleic acids. // Nature Genet. 1993. — v.5. — p. 111 -116.
  127. Guerrero M, van Soolingen D, RibonW, Leon C. Rifoligotyping for the early detection of multiresistant M. tuberculosis strains.// Int.J. Tuberc. Lung Dis.-1999. v.3. — № 9. — p.129.
  128. Gutierrez C, Vincent V, Aubert D. et al. Molecular fingerprinting of M. tuberculosis and risk factors for tuberculosis transmission in Paris, France, and Surrounding Area. // J. Clin. Microbiol. 1998. — v.36. — p.486−492.
  129. Hauer B, Serke M, Loddenkemper R. et al. Various polyresistant strains of M. tuberculosis in one patient (case report).//Int. J. Tuberc. Lung dis. 1999. -v.3. -p.122−124.
  130. Hawkins J, Wallace R, Brown B. Antibacterial susceptibility tests: mycobacteria. // In.: Manual of clinical microbiology, (ed. A. Balows et al.). -Washington, -1991.-p. 1138−1152.
  131. Hazbon M, Orozco S, Labrada L. et al. Evaluation of is-test for susceptibility testing of multidrug-resistant isolates of M.tuberculosis.// J. Clin. Microbiol.- 2000. v.38.- p. 4599−4603.
  132. Heifets L. Antituberculosis drugs: antimicrobial activity in vitro. In L.B. Heifets (ed.), Drug susceptibility in the chemotherapy of mycobacterial infections, 1st ed. CRC Press, Boca Raton, Fla. 1991. — p. 14−57.
  133. Heifets L, binder T, Sanchez T. et al. Two liquid medium systems, Mycobacterium Growth Indicator Tube and MB Redox Tube, for M. tuberculosis isolation from sputum specimens. // J.Clin. Microbiol. 2000. — v.38. — p. 12 271 230.
  134. Heym B, Honore N, Truffot-Pernot C. et al. Implications of multidrug resistance for the future of short-course chemotherapy of tuberculosis: a molecular study.// Lancet. 1994. — v.344. — p.293−298.
  135. Heym B, Alzari P, Honore N, Cole S. Missens mutations in the catalase-peroxidase gene, katG, are associated with isoniazid resistance in M. tuberculosis. II Mol. Microbiol. 1995. — v.15. — p.235−245.
  136. Hewish M, Meikle A, Hunter S. et al. Quantifying phagocytosis of M. avium complex by human monocytes in whole blood.// Immunol. Cell Biol.-1996. v.74. — p.306−312.
  137. Huang G, Lin T, M. tuberculosis L-forms.// Microb. Ecol. Health Dis.1998. v.10. — p.129−133.
  138. Hunt J, Roberts G, Stockman L. et al. Detection of a genetic locus encoding resistance to rifampin in mycobacterial cultures and in clinical specimens.// Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 1994. — v.18. — p.219−227.
  139. Iademarco M, Salfinger M, Zuber P. Evalution of laboratory methods used to examine sputum specimens for M. tuberculosis JI Int. J. Tuberc. Lung Dis.1999.-v.3.-p.482−485.
  140. Imwidthaya P, Mieskes K, Rienthong S. Evaluation of katG codon 315 mutations among isoniazid sensitive and resistant M. tuberculosis isolates from Thailand. //Med. Thai 2001. — v.84. — p.864.
  141. Iseman M. Evolution of drug-resistant tuberculosis: a tale of two species.// Proc. Natl. Acad. Sci. (USA). 1994. — v.91. — p.2428−2429.
  142. Iseman M, Madsen D. Drug-resistant tuberculosiss. // Clin. Chest. Med. -1989.-v.10.-p. 341−353.
  143. Jaber M. A simple method of DNA extraction from M.tuberculosis./1 Tubercle Lung Dis. 1995. — v.76. — p.578−581.
  144. Jacobs R. Multiple drug-resistant tuberculosis.// Clin. Infect. Dis 1994. -v.19. -p.1−8.
  145. Jenks P. Sequencing microbial genomes-what will it do for microbiology?// J. Med. Microbiol. 1998. — v.47. — p.375−382.
  146. Jin D, Gross C. Mapping and sequencing of mutations in the E. coli rpoB gene that lead to rifampicin resistance.//J. Mol. Biol. 1998. — v.202. — p.45−54.
  147. Kam K, Yip C. Surveillance of M. tuberculosis drug resistance in Hong Kong, 1986−1999, after the implementation of directly observed treatment.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 2001. — v.5. — p. 815−23.
  148. Kam K, Yip C, Tse L. et al. Utility of mycobacterial interspersed repetetive unit typing for differentiating multidrug-resistant M. tuberculosis isolates of the Beijing family.//J. Clin. Microbiol. 2005. — v.43. — p.306−313.
  149. Kamerbeek J, Schouls L., Коlk A. et al. Simultaneous detection and strain differentiation of M. tuberculosis for diagnosis and epidemiology.// J Clin. Microbiol. 1997. — v.35. — p.907−914.
  150. Kent P, Kubica G. Public health Mycobacteriology a guide for the Levee 3 laboratory.// U.S. Departament of Health and human services. Centers for Dis. Contr. Atlantia, Georgia 30 333.
  151. Khisimuzi M, Slayden R, Ya qi Zhu. Inhibition of a M. tuberculosis /?-ketoacil ACP synthase by isoniazid. // Science. 1998. — v.280. — p. 1607−1610.
  152. Kim T, Khanh H, Minh L. et al. Molecular fingerprinting of M. tuberculosis strains isolated in Vietnam using IS6110 as probe.//Tubercle Lung Dis. 2000. -v.81. -p.75−83.
  153. Kochi A, Vareldris B, Styblo K. Multidrug -resistant tuberculosis and its control.//Res. Microbiol. 1993. — v.144. — p.104−106.
  154. Kremer K, van Soolingen D, Putova I, Kubin M. Use of/?6110 DNA fingerprinting in tracing man-to-man transmission of M. tuberculosis in the Czech Republic.//Center Eur J Publ. 1996. — №.4. — p.3−6.
  155. Kremer K, Dover L, Morbidoni H. et al. Inhibition of inhA activity, but not kasA activity, induces formation of a fosw^-containing complex in Mycobacteria.,// J. Biol. Chem. 2003. — v.278. — p.20 547−20 554.
  156. Kruuner A, Sillastu H, Danilovitsh M. et al. Drug resistant tuberculosis in Estonia. //Int. J. Tuberc. Lung Dis.- 1998. v.2. — p.130−133.
  157. Kubica T, Rusch-Gerdes S, Niemann S. The Beijing genotype is emerging among multidrug-resistant M. tuberculosis strains from Germany. // Int. J. Tub. Lung Dis. 2004. — v.8. — p. 1107−1113.
  158. Kwiatkowska S, Marczak I, Lieba M, Nowa K. Clinical utility of a commercial ligase chain reaction kit for the diagnosis of smear-negative pulmonary tuberculosis.// Tubercle Lung Dis. 1993. — v.74. — p.421−425.
  159. Larsen M, Vilcheze C, Kremer L. et al. Over expression of inhA, but not kas A, confers resistance to isoniazid and ethionamide in M. smegmatis, M. bovis and M.tuberculosis.// Mol. Microbiol. 2002. — v.46. — p.453−466.
  160. Lavender C, Globan M, Sievers A. et al. Molecular Characterization of isoniazid-resistant M. tuberculosis isolates collected in Australia.// Antimicrob. Agents Chemother. 2005. — v.49. — p.4068−4074.
  161. Lee A, Tang L, Lim I. et al. Lac of clinical significance for the common Arginine-to-leucine substitution at codon 463 of the katG gene in isoniazid-resistant M. tuberculosis in Singapore.//JID. 1997. — v.176. — p. l 125−1126.
  162. Lee A, Teo A, Wong S. Novel mutations in ndh in isoniazid-resistant M. tuberculosis isolates.// Antimicrob. Agents Chemother. 2001. — v.45. — p.2157−2159
  163. Lee G, Andrey S. et al. Novel mutations in ndh in isoniazid-resistant M. tuberculosis isolates.// Antimicrob. Agents and Chemotherapy.—2001. -v.45. p.2157−2159.
  164. Lee H, Cho S, Bang H. et al. Exlusive mutations related to isoniazid and ethionamide resistance among M. tuberculosis isolates from Korea.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 2000. — v.4. — p.441−447.
  165. Lee W.R. Drug-resistant tuberculosis.// Clinic Infect. Dis.-1993.-v.17.-p.442−446.
  166. Leimane V, Leimans J. Surveillance of multi-drug resistant tuberculosis in Latvia. //Int J Tuberc. Lung Dis. 1998. — v.2. — p.297−301.
  167. Levin M, Hatfull G. Mycobacterium smegmatis RNA polymerase: DNA su-percoiling, action of rifampicin and mechanism of rifampicin resistance.// Mol Microbiol. — 1993. — v.8. — p.277−285.
  168. Levine R. Steatorrhea induced by para-aminosalicilic acid.// Ann Intern Med -1968.-v.68.-p. 1265−1270.
  169. Lukacs J, Sor E, Bohacs A. et al. Tuberculosis due to multidrug resistant M. tuberculosis Beijing genotype indentified by DNA fingerprinting: the first case indentified in Hungary.// Orv. Hetil. 2005. — v. 146. — p. 1833−1837.
  170. Magdalena L, Vachnee A., Supplu P. et al. Identification of a new DNA region specific for members of M. tuberculosis complex.// J. Clin. Microb. 1998. -v.36. -p.2471−2476.
  171. Manca C, Paul C, Barry C. et al. M. tuberculosis catalase and peroxidase activities and resistance to oxidative killing in human monocytes in vitro.// Infect, and Immunol. 1999. — v.67. — p.74−79.
  172. Master S, Zahrt T, Song J, Deretic V. Mapping of M. tuberculosis katG promoters and their differential expression in infected macrophages. //Bacteriology. 2001. — v. 183. — p.254−263.
  173. Matsiota-Bernard P, Vrioni G, Marinis E. Characterization of rpoB mutations in rifampin-resistant clinical M. tuberculosis isolates from Greece.// J. Clin. Microbiol. 1998. — v.36. — p.20−23.
  174. McClure W, Cech C. On the mechanism of rifampicin inhibition of RNA synthesis. // J. Biol. Chem. -1978. v.253. — p. 8949−8956.
  175. Mc Hugh T, Newport L, Gillespie S. // 7S6110 homologies are present in multiple copies in mycobacteria other than tuberculosis-causing mycobacteria. /Л Clin Microbiol. 1998. — v.35. — p.273−277.
  176. Mdluli К, Slauden R, Zhu Y, et al.// Inhibition of M. tuberculosis beta-ketoacyl ACP synthase by isoniszid. Science-1998.-v.280.-p.1607−1610.
  177. Mikhailovich V, Lapa S, Gryadunov D. et al. Identification of rifampin-resistant M. tuberculosis strains by hybridization, PCR, and Ligase detection reaction on oligonucleotide microchips. // J. Clin. Microbiol. 2001. — v.39. -p.2531−2540.
  178. Mokrousov I, Narvskaya O, Otten T. High prevalence of katG Ser315Thr substitution among isoniazid resistant M. tuberculosis clinical isolates from Northwestern Russia, 1996 to 2001.// Antimicrob. Agents Chemother. 2002. -v.46. — p.1417−1424.
  179. Mokrousov I, Otten T, Filipenko M. Detection of isoniazid-resistant M. tuberculosis strains by a multyplex allele-specific PCR assay targeting katG codon 315 variation.// J. Clin. Microbiol. 2002. — v.40. — p.2509−2512.
  180. Mokrousov I, Otten T, Vyazovaya A. et al. PCR-based methodology for detecting multidrug-resistant strains of M. tuberculosis Beijing family circulating in Russia.// Eur. J.Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2003. — v.22. — p.342−348.
  181. Mokrousov I, Otten T, Vyshnevskiy B, Narvskaya O. Allele-specific rpoB PCR assays for detection of rifampin-resistant M. tuberculosis in sputum smears.//Antimicrob. Agents Chemother. 2003. — v.47. — p.2231−2235.
  182. Musser J. Antimicrobial agents resistance in mucobacteria: molecular genetic insights.// Clin. Microbiol. Rev. 1995. — v.8. — p. 496−514.
  183. Nachamkin I, Kang C, Weinstein M. Detection of resistance to isoniazid, rifampin and streptomycin in clinical isolates of M. tuberculosis by molecular methods. // Clin. Infect. Dis. 1997. — v.24. — p.894−900.
  184. Narvskaya 0, Mokrousov I, Limeschenko E. et al. Molecular characterization of M. tuberculosis strains from north-west region of Russia.// Epi. North. -2000. v.2. — p.22−24.
  185. Narvskaya O, Otten T, Limeschenko E. et al. Nosocomial outbreak of mul-tidrug-resistfnt tuberculosis caused by a strain of M. tuberculosis W-Beijing family in St. Petersburg, Russia.// Eur. J. Clin. Microb. Infect. Dis. 2002. — v.21. — p.596−602.
  186. Nieman S, Rusch-Gerdes S, Richter E. Fingerprinting of drug-resistant M. tuberculosis strains isolated in Germany during 1995.//J.Clin.Microbiol. -1997, — v.35. p.3015−3020.
  187. Niyaz A, Monanty A, Mukhopadhyay U. PCR- based rapid detection of M. tuberculosis in blood from immunocompetent patients with pulmonary tuberculosis.// J. Clin. Microbiol. 1998. — v.36. — p.394−395.
  188. Nutini S, Tortoli E, Corrado A. Multidrug-resistant tuberculosis in the Fluorence province from 1992 to 1995.//Int. J. Tub. Lung Dis. 1998. — v.2. -p.484−489
  189. Ohno H, Koga H, Kohno S. et al. Relationship between rifampin MICs and rpoB mutations of M. tuberculosis strains isolated in Japan.// Antimicrob. Agents Chemother. 1996. — v.40. — p.1053−1056.
  190. Olle-Goig I. Culliyy J, Vargas R. A survey of prescribing patterns for tuberculosis treatment amongst doctors in a Bolivian city.// Int. J. Tuberc. Lung Dis.- 1999.-v.3.-p.54−57.
  191. Orita M, Iwahana H, Kanazawa H, Sekya Т. Detection of polymorphism of human DNA by gel electrophoresis as single cell conformation polymorphism.// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. — v.86. — p.2766−2770.
  192. Pagan -Ramos E, Song I, Mc Falone M. et al. Oxidative stress response and characterization of the oxyR-ahpC and furA-katG loci in M. tuberculosis J I J. Bacterid. 1998. — v.180. — p.4856−4864.
  193. Patel R, Kvach J, Mounts P. Isolation and restriction endonuclease analysis of mycobacterial DNA.// J. Gen. Microbiol. 1986. — v.132. — p.541−555.
  194. Ping C, Ruiz R, Li Q. The M. tuberculosis alternate sigma factor SigF, controls late-stage bacterial virulence.// Tubercle Lung Dis. 2000. — v.81. — p.87.
  195. Pretorius G, Van Helden P, Sirgel F. et al. Mutation in katG gene se-guences in isoniazid-resistant clinical isolates of Mycobacterium tuberculosis are Rare.// Antimicrob. Agents and Chemother.-1995.-v.39.-p.2276−2281.
  196. Ramaswamy S, Musser J. Molecular genetic basis of antimicrobial agent resistance in M. tuberculosisl998 update.// Tubercle Lung Dis. 1998. — v.79. -p.3−29.
  197. Ramaswamy S, Reich R, Dou S. et al. Single nucleotide polymorphisms in genes associated with isoniazid resistance in M.tuberculosis./! Antimicrob. Agents Chemother. 2003. — v.47. — p.1241−1250.
  198. Ramaswamy S, Reich R, Dou S. et al. Genotypic analysis of multidrug-resistant M. tuberculosis isolates from Monterrey, Mexico.// J. Bacteriol. 2004.- v.186. -p.104−106.
  199. Rapiti E, Fano V, Forastiere F. et al. Determinants of tuberculosis in an immigrant population in Rome: A case-control study.// Int. J. Tuberc. Lung Dis.- 1998. v.2. — p.479−483.
  200. Ratledge C. Iron, mycobacteria and tuberculosis.// Tubercul.-2004.-v.84.-p.110−130.
  201. Rattan A, Awdhesh K, Nishat A. Multidrug-resistant M. tuberculosis: molecular perspectives. // Emerg. Infect. Dis. 1998. — v.4. — p.195−209.
  202. Reddy M, Luna-Herrera J, Daneluzzi D, Gangadharum P. Chemotherapeu-tic activity of benzoxazinorifamycin, KRM-1648, against M. tuberculosis in C57BL/6 mice.// Tubercle Lung Dis. 1996. — v.77. — p. 154−159.
  203. Rhee J, Tanaka M, Behr M. et al. Use multiple marcers in population-based moiecular epidemiologic studies of tuberculosis.// Tubercle Lung Dis. 2000. -v.80. — p.103−104.
  204. Rinder H, Thomschke A, Rusch-Gerdes S. et al. Significance of ahpC promoter mutations for the prediction of isoniazid resistance in M. tuberculosis.// Eur. J. Clin Microbiol. Infect. Dis. 1998. — v.17. — p.508−511
  205. Rindi L, Nicletta L, Garzelli C. et al. Search for genes potentialy involved in M. tuberculosis virulence by mRNA differential displey.// Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. — v.25. — p.94−101.
  206. Riska P, Jakobs W, Alland D. Molecular determinants of drug resistance in tuberculosis.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 2000. — v.4. — № 2. — p.4−10.
  207. Rodrigues C. DNA amplification of /?6110 in rapid detection of M.tuberculosis.//Indian J. Med. Microbiol. 1997. — v. 15. — p. 167−171.
  208. Rohner P, Ninet B, Metral C. et al. Evaluation of the MB/BacT system and comparison to the BACTEC 460 system and solid media for isolation of mycobacteria from clinical specimens.// J. Clin. Microb. 1997. — v.35. — p.3127−3131.
  209. Rouse D, Zhongming 1, Bai G. et al. Characterization of the katG and inhA genes of isoniazid-resistant clinical isolates of M. tuberculosis.// Antimicrob. Agents Chemother. 1995. — v.39. — № 11. — p.2472−2477.'
  210. Rubina A, Dementieva A, Stomakhin A. et al. Hydrogel-based protein microchips: manufacturing, properties, and applications.// Biotechniques. 2003. -v.34. — p.1008−1022.
  211. Riisch-Gerdes S, Domehl C, Nardi G. et al. Multicenter evaluation of the Mycobacteria Growth Indicator Tube for testing susceptibility of M. tuberculosis to first-line drugs. // J. Clin. Microb. 1999. — v.37. — p.45−48.
  212. Rys P, Felmlee T. // PCR protocols for emerging infectious Diseases. In.: A supplement to diagnostic molecular microbiology: principles and applications. D.H. Persing (ed.). 1996. — p. l06−111.
  213. Sajduda A, Dziadek J, Dela A. et al. DNA fingerprinting as an indicator of active transmission multidrug-resistant tuberculosis in Poland.// Int. J. Infec. Dis. 1998.-№ 1.-р.12 017−12 018.
  214. Saint-Joanis В., Souchon H, Wilming M. et al. Use of site-directed mutagenesis to probe the structure, function and isoniazid activation on the catalase/peroxidase, katG, from M. tuberculosis//Biochem. J.-1999.-v.338.-p.753−760.
  215. Sampson S, Lukey P, Warren R. et al. Expression, characterization and subcellular localization of the M. tuberculosis PPE gene Rvl917.// Tuberculosis.- 2001. v.81. — p.3056−317.
  216. Sechi L, Zanetti S, Dupre I. et al. Enterobacterial repetitive intergenic consensus sequences as molecular targets for typing of M. tuberculosis strains.// J. Clin. Microb. 1998. — v. 36. — p. 128−132.
  217. Sechi L, Zanetti S, Sanguinetti M. Molecular basis of rifampin and isoniazid resistance in M. bovis strains isolated in Sardinia, Italy.// Antimicrob. Agents Chemother. 2001. — v. 45(6). — p. 1645−1647.
  218. Sharma S, Mohan A. Multidrug-resistant tuberculosis.// Indian J. Med. Res.- 2004. v.120. — p.354−376.
  219. Shi R, Otomo K, Yamada H. et al. Temperature-mediated heteroduplex analysis for the detection of drug-resistant gene mutations in clinical isolates of M. tuberculosis by denaturing HPLC, SURVEYOR nuclease.// Microb. Infect. -2005. v.21. — p.32−41.
  220. Shinder D, Cauthen G, Farer L. et al. Drug-resistant tuberculosis.// Amer.Rev.Resp.Dis. 1991. — v.141. — p.732−732.
  221. Shinnik T. Molecular approach to the diagnosis of tuberculosis.// In.: Tuberculosis: pathogenesis, protection and control. (Ed. Bloom В.). Washington. -1994.-v.30.-p. 517−530.
  222. Singh R, Wiseman B, Deemagarn T. et al. Catalase-peroxidases (kat G) exibit NADH oxidase activity.// J. Biol. Chem. 2004. — v.279. — p.43 098−43 106.
  223. Slayden R, Lee R, Barry C. Isoniazid affects multiple components of the type 11 fatty acid-syntetase system of M. tuberculosis JIMo. Microbiol. 2000. -v.38(3).-p 514−525.
  224. Soini H, Pan X, Amol A. et al. Characterization of M. tuberculosis isolates from patients in Houston, Texas, by Spoligotyping. // J. Clin. Microbiol. 2000. -v.38. — p.669−676.
  225. Sola C, Horgen L, Maiseff I. et al. Spoligotyping followed by double-repetitive PCR as rapid alternative to /?6110 fingerprinting for epidemiological studies of tuberculosis.//J. Clin. Microbiol. 1998. — v.36. — p. l 122−1124.
  226. Sola C, Filliol I, Gutierrez C. et al. Spoligotype database of M. tuberculosis: biogeografhic distribution of shared types and epidemiologic and phylogenetic perspectives.// Emerg. Infect. Dis. 2001. — v.7. — p.390−396.
  227. Somoskovi A, Kodmon C, Lantos A. et al. Comparison using recoveries of Mycobacterium tuberculosis using the automated BACTEC MGIT 960 system, the BACTEC 460 ТВ system, and Lowenstein-Jensen medium. // Respir. Res. -2001. -v.2. -p.164−168.
  228. Sperhacke R, Mello F., Zaha A. et al. Detection of M. tuberculosis by a polymerase chain reaction colorometric dot-blot assay.//Int. J. Tuberc. Lung Dis. -2004. v.8. — p.267−270.
  229. Stauffer F, Haber H, Rilger A. Genus level identification of mycobacteria from clinical specimens by using an Easy-To-Handle mycobacterium-specific PCR assay// J. Clin. Microbiol. 1998. — v.36. — p.614−617.
  230. Streicher E, Warren R, Kewley C. et al. Genotypic and phenotypic characterization of drug-resistant M. tuberculosis isolates from rural districts of the Western Cape province of South Africa.// J. Clin. Microbiol. 2004. — v.42. -p.891−894.
  231. Sue W, Kiran G, Jonjoe M. et al. Context-sensitive transposition of IS6110 in mycobacteria.//Microbiology. 1999.-v.145. — p.3169−3176.
  232. Tan Y, Zhang Y. Quantitative detection of M. tuberculosis DNA in peripheral blood from patients with pulmonary tuberculosis by AmpliSensor-PCR technique.// Zhonghua lie He He Hu Xi Za Zhi. 1999. — v.22. — p.481−483.
  233. Taniguchi H, Aramaki H, Nikaido Y. et al. Rifampicin resistance and mutation of the rpoB gene in M. tuberculosis.//FEMS Microbiol. Letters. 1996. -v.144. — p.103−108.
  234. Telenty A, Imboden P, Marchesi F. et al. Detection of rifampicin-resistant mutations inM tuberculosis.//Lancet. 1993. — v.341. — p.647−50.
  235. Telenty A., Imboden P, Schmidheini F. et al. Direct, automated detection of rifampin M. tuberculosis by PCR and SSCP. //Antimicrob. Agents Chemother. 1993. — v.37. — p.2054−8.
  236. Telenty A, Honore N, Bernasconi C. et al. Genotypinc assessment of isoniazid and rifampin resistance in M. tuberculosis: a blind study at reference laboratory level.// J. Clin. Microbiol. 1997. — № 3. — p.719−723.
  237. Telles M, Ferrazoli L, Waldman E. et al. A population-based study of drug resistance and transmission of tuberculosis in an urban community.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 2005. — v.9. — p.970−976.
  238. Therry D, Chavarot P, Marchal G. et al. M. tuberculosis strains unidentified using the IS6110 probe can be detected by oigonucleotides derived from the Mt 308 sequence.//Res. Microbiol. 1995. — v.146. -p.325−328.
  239. Torres M, Criado A, Palomares I, Aznar J. Use of real-time PCR and fluorometry for rapid detection of rifampin and isoniazid resistance-associated mutations in M. tuberculosis J/ J. Clin. Microbiol. 2000. — v.38. — p.3194−3199.
  240. Torres M, Criado A., Gonzalez N. et al. Rifampin and isoniazid resistance associated mutation in M. tuberculosis clinical isolates in Seville, Spain// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 2002. — v.6. — p. 160−163.
  241. Tracevska T, Jonsone I, Baumanis V. et al. Prevalence of Beijing genotype in Latvian multidrug-resistant M. tuberculosis isolates.// J. Clin. Microbiol. -2004. v.42. — p.5528−5536.
  242. Troesch A, Ngueyen H, Miyada C. et al. Mycobacterium species identification and rifampin resistance testing with high-density DNA probe assays.// J. Clin. Microbiol. 1999. — v.37. — p.49−55.
  243. Van Deun A, Aung K, Chowdhury S. et al. Drug susceptibility of M. tuberculosis in a rural area of Bangladesh and its relevance to the national treatment regimens// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 1999. — v.3. — № 2. — p. 143−148.
  244. Van Deun A, Salim A, Dam P. et al. Drug resistance monitoring: combined rates may be the best indicator of programme performance. // Int. J. Tuberc Lung Dis. 2003. — v.7. — p.501−509.
  245. Van Deutekom H., Gerritsen J, van Soolingen D. et al. A molecular epidemiological approach to studying the transmission of tuberculosis in Amsterdam.// Clin. Infec. Dis. 1997. — № 5. — p. 1071−1077
  246. Van Duin J, Pijneburg J, van Ryswoud C. et al. Investigation of cross contamination in a M. tuberculosis laboratory using /?6110 DNA fingerprinting. // Int. J. Tuberc. Lung Dis. 1998. — v.2. — p.425−429.
  247. Van Soolingen D, Hoogenboezem T, de Baas P. et al. A novel pathogenic taxon of the M. tuberculosis complex, canettii characterization of an exceptional isolate from Africa.// Int. J. Syst. Bacteriol. 1997- v.47. — p.1236−1245.
  248. Varma-Basil M, El-Hajj H, Colangeli R. et al. Rapid detection of rifampin resistance in M. tuberculosis isolates from India and Mexico by a molecular beacon assay. //Corresponding author. E-mail:allandda @umdnj.edu. 2004.
  249. Victor T, Jordan A, van Rie A. et al. Detection of mutations in drug resistance genes of M. tuberculosis by a dot-blot hibridization strategy.// Tub. Lung Dis.- 1999. v.80.-p.343−348.
  250. Viedma G, del Sol Diaz I, Lasala F. et al. New real-time PCR able to detect in a single tube multiple rifampin resistance mutations and high-level isoniazid resistance mutations in M. tuberculosis!I J. Clin. Microbiol. 2002. — v.40. -p.988−995.
  251. Watterson S, Wilson S, Yates M, Drobniewski F. Comparison of three molecular assays for rapid detection of rifampin resistance in M. tuberculosis. II J. Clin. Microbiol. 1998. — v.36. — p.1969−1973.
  252. Wengenack N, Uhl J, Amand A. et al Evidence for differential binding of isoniazid by M. tuberculosis kat G and the isoniazid-resistant mutant katG (S315T).// Biochemistry. 1998. — v.37. — p.15 825−15 834.
  253. Whelen A, Felmlee T, Hunt J. et al. Direct genotypic detection of M. tuberculosis rifampin resistance in clinical specimens by using single-tube heminested.// J. Clin. Microbiol. 1995. — v.33. — p. 556−561.
  254. Williams D, Waguerpack C, Eisenach K. et al. Characterization of ri-fampin-resistance in pathogenic mycobacteria. // Antimicrob. Agents Chemother. 1994. — v.38. -p.2380−2386.
  255. Williams D, Limbers C, Spring L. et al. PCR-heteroduplecx detection of rifampin-resistant M.tuberculosis. II In: PCR protocols for emerging infectious diseases. D. Persing (ed.) 1996. — p. 122−129.
  256. Williams D, Spring L, Collins L. et al. Contribution of rpoB mutations to development of rifamicin cross-resistance in M.tuberculosis. // Antimicrob. Agents Chemother. 1998. — v.42. — p. 1853−1857.
  257. Williams D, Spring L, Gillis T. et al. Contribution of rpoB mutations to development of rifamycin cross-resistance in M. tuberculosis J7 Clin. Infect. Dis. -1998. v.26. — p.446−450.
  258. Wilson S, Al-Suwaidi Z, McNerney R. et al. Evaluation of a new rapid bac-teriophage-based method for the drug susceptibility testing of M.tuberculosis.// Nat. Med. 1997. — v.3. — p.465−468.
  260. Wobeser W, Broukhanski G, Hoeppner V. et al. Application of a commercial DNA typing kit (Isogen) for analysis of M. tuberculosis isolates from remote Northern Canadian communities.// Int. J. Tuberc. Lung Dis. 2000. — v.4. -p.1105.
  261. Wu X, Zhang J, Zhuang X. et al. Molecular mechanisms of drug resistance in M. tuberculosis clinical isolates //Chin. Med. J. 1999. — v. l 12. — p. 524−528.
  262. Yang Z, Barnes P, Chaves F. et al. Diversity of DNA fingerprints of M. tuberculosis isolates in the United States.// J. Clin. Microbiol. 1998. — v.36. — p.1003−1007.
  263. Yew W, Tong S, Lui K. et al. Comparison of MB/BacT system and agar proportion method in drug susceptibility testing of M. tuberculosis. II Diagn. Microb. Infect. Dis. 2001. — v. 39. — p. 229−232.
  264. Van Doom H, Kuijper E., van der Ende A. et al. The susceptibility of M. tuberculosis to isoniazid and the Arg-Leu mutation at codon 463 of katG are not associated.// J. Clin. Microb. 2001. — v.39. — p.1591−1594.
  265. Villegas M, Labtada L, Sazvia V. Evaluation of polymerasa chain reaction, adenosindeaminase and interferon-gammain pleural fluid for differential diagnosis of pleural tuberculosis // Chest. 2000. — v. l 18. — p.1355−1364.
  266. Zahrt T, Song I, Siple J. et al. Mycobacterial FurA is a negative regulator of catalase-peroxidase gene katG. II J. Mol. Microbiol. 2001. — v.39(5). -p.1174−1185.
  267. Zhang Y, Heym B, Allen B. et al. The catalase-peroxidase gene and isoniazid resistance of Mtuberculosis. il Nature. 1992. — v.358. — p.591−593.
  268. Zhang Y, Vilcheze C, Jacobs W. Mechanism of drug resistance in M.tuberculosis. II In.: Tuberculosis and the tubercle bacillus (Ed. T. Stewart et al.).-Washington. -2005.
  269. Zhang Z, Ishaque M. Evaluation of methods for isolation of DNA from slowly and rapidly growing mycobacteria.// Int J Leprosy. 1997. — v.65. -p.469−476.
  270. Zhu M, Xia P, Zhang. Y. Detecting mycobacteria and their L-forms in peripheral blood from pulmonary tuberculosis patients by cultivation with hemo-lyzed-centrifugated blood in liguid medium.// Zhonghua Jie He He Hu Xi Zhi. -2000.-v.23.-p.556−8.
  271. Zwolska Z, Augustynowicz-Kopec E, Klatt M. Drug resistance, primary and acquired, among M. tuberculosis strains isolated from patients in Poland in the years 1996−1997. // Int. J. Tuberc. Lung Dis. 1999. — v.3. — p. 112−115.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?