Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Молекулярный механизм действия морфина, коменовой и меконовой кислот на медленные натриевые каналы сенсорных нейронов

Диссертация: Молекулярный механизм действия морфина, коменовой и меконовой кислот на медленные натриевые каналы сенсорных нейронов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В представленной работе впервые показано, что морфин, коменовая и меконовая кислоты уменьшают эффективный заряд активационного воротного устройства медленных натриевых каналов, зависящим от дозы агониста образом. При этом величины констант диссоциации (Кц) составили 8 наномоль, 100 наномоль, 10 наномоль, коэффициенты Хилла были равны 0,5- 0,5 и 0,34, соответственно. Весьма важным представляется… Читать ещё >

Содержание

  • Глава 1. Обзор литературы
    • 1. 1. Введение
    • 1. 2. Молекулярная организация и модели опиоидного рецептора
    • 1. 3. Гетерогенность опиоидных рецепторов
    • 1. 4. Эндогенные опиоидные пептиды
  • Опиатная анальгезия
    • 1. 5. Молекулярная структура натриевых каналов
    • 1. 6. Модель постоянного диполя с двумя состояниями
    • 1. 7. Потенциалочувствительность — фундаментальная характеристика электровозбудимого ионного канала
    • 1. 8. Зависимость от напряжения времени жизни канала в открытом состоянии
    • 1. 9. Натрий — калиевый насос 51
  • Заключение
  • Глава 2. Материалы и методы исследования
  • Глава 3. Результаты экспериментов
    • 3. 1. Морфин уменьшает чувствительность к потенциалу медленных натриевых каналов
    • 3. 2. Неспецифические антагонисты опиоидных рецепторов препятствуют вызываемому морфином снижению величины Zeff активационной воротной системы ТТХГ натриевых каналов
    • 3. 3. Модификаторы G-белков не влияют на эффект морфина
    • 3. 4. Оуабаин блокирует эффект морфина
    • 3. 5. Увеличение внутриклеточной концентрации ионов натрия ведет к увеличению эффективного заряда
    • 3. 6. Роль ионов К+ в эффекте морфина
    • 3. 7. ЭГТА блокирует эффект морфина
    • 3. 8. Действие коменовой кислоты на эффективный заряд активационной воротной системы медленных натриевых каналов
    • 3. 9. Действие меконовой кислоты на акгивационную воротную систему медленных натриевых каналов
    • 3. 10. Неспецифический антагонист опиоидных рецепторов устраняет вызванное меконовой и коменовой кислотами уменьшение эффективного заряда
    • 3. 11. Исследование влияния 2-кето-0-глюконовой* кислоты на потенциалочувствительность натриевого канала
    • 3. 12. Действие ацетона на акгивационную воротную систему медленных натриевых каналов
  • Глава 4. Обсуждение результатов
    • 4. 1. Натриевый механизм мембранной сигнализации
    • 4. 2. Возможные функциональные характеристики исследуемого рецептора морфина

Молекулярный механизм действия морфина, коменовой и меконовой кислот на медленные натриевые каналы сенсорных нейронов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Исследования, направленные на выяснение молекулярных механизмов действия наркотических и обезболивающих веществ, особенно актуальны сегодня из-за большой значимости для медицины фундаментальных результатов, полученных в этой области.

Физиологический механизм клеточной сигнализации, связанный с активацией опиоидных рецепторов, G-белков и кальциевых и калиевых каналов (Крутецкая, Лебедев, 19 926- Hescheler et al., 1987; Franks, Lieb, 1994; Connor, Christie, 1998; Ramnarine et al., 1998; Melliti et al., 1999), хорошо изучен. В мировой литературе, однако, отсутствуют данные о связи натриевых каналов с опиоидными рецепторами. Натриевые каналы являются важнейшей молекулярной структурой, обеспечивающей возбудимость живой ткани, они участвуют и в передаче сигналов от мембранных рецепторов. Сейчас начинают появляться первые работы, в которых обнаружена связь медленных натриевых каналов с рецепторами серотонина (Cardenas et al., 1997).

Медленные натриевые каналы также ответственны за генерацию потенциала действия в соме клетке и в терминалях ноцицептивных афферентов. Эти каналы модулируются гиперальгезивными воспалительными медиаторами таким образом, что, вероятно, усиливают возбудимость ноцицептора. (England et al., 1996; Gold et al., 1996; Cardenas et al., 1997).

Медленные натриевые каналы (Веселовский и др., 19 796- 1980) могут взаимодействовать с лигандами непосредственно благодаря активации лигандом определенной части аминокислотной последовательности канала в соответствии с гипотезой так называемого «модулированного рецептора» (Strichartz, 1973; Hille, 1977). По этому механизму происходит взаимодействие с натриевыми каналами молекул тетродотоксина и батрахотоксина (Ревенко, 1977; Можаева и др. 1984; Noda et al., 1989). Альтернативная гипотеза заключается в следующем. Натриевый канал может быть включен в цепь клеточной сигнализации как последовательное звено, передающее сигнал от активированного лигандом специфического мембранного рецептора. Разработке именно этого альтернативного предположения и посвящена работа.

ВЫВОДЫ.

1. Установлено, что морфин, коменовая и меконовая кислоты уменьшают эффективный заряд активационного воротного устройства медленных натриевых каналов зависящим от дозы агониста образом. Величины Ко составили 8 наномоль, 100 наномоль, 10 наномоль, коэффициенты Хилла при этом были равны 0,5- 0,5 и 0,34, соответственно.

2. Эффекты морфина, коменовой и меконовой кислот устраняли предварительным введением во внеклеточный раствор неспецифического блокатора опиоидных рецепторов налтрексона в концентрации 50 мкмоль.

3. Эффект морфина (20 мкмоль) устранялся введением во внеклеточный раствор специфического блокатора Ыа+, К±АТФазы оуабаина в концентрации 100 мкмоль. Увеличение в 3 раза внутриклеточной концентрации ионов (до 30 ммоль) приводило к значительному росту эффективного заряда до 9,1, причем приложение большой концентрации морфина (10 мкмоль) снижало эффективный заряд до 6,4.

4. Внеклеточное приложение морфина в концентрации 100 наномоль приводило к снижению эффективного заряда до значений, обычных для этой концентрации, несмотря на внутриклеточное введение активаторов, ингибиторов и блокаторов в-белков.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

К настоящему времени физиологический механизм клеточной сигнализации, связанный с активацией опиоидных рецепторов, G-белков и кальциевых и калиевых каналов (Hescheler et al., 1987; Крутецкая, Лебедев, 19 926- Franks, Lieb, 1994; Connor, Christie, 1998; Ramnarine et al., 1998; Melliti et al., 1999), хорошо изучен. Настоящая работа была посвящена изучению механизмов взаимодействия морфина и ионных натриевых каналов нейрональной мембраны.

Для достижения поставленных целей нами были сделаны некоторые методические разработки, расширена система автоматизации проведения экспериментов введением численных методов исследования изменений эффективного заряда активационной воротной системы натриевых каналов.

В представленной работе впервые показано, что морфин, коменовая и меконовая кислоты уменьшают эффективный заряд активационного воротного устройства медленных натриевых каналов, зависящим от дозы агониста образом. При этом величины констант диссоциации (Кц) составили 8 наномоль, 100 наномоль, 10 наномоль, коэффициенты Хилла были равны 0,5- 0,5 и 0,34, соответственно. Весьма важным представляется тот факт, что неспецифический антагонист опиоидных рецепторов — налтрексон устраняет эффекты морфина, коменовой и меконовой кислот. Это позволяет предположить, что эти агенты взаимодействуют с опиоидными рецепторами, которые в свою очередь связаны с медленными натриевыми каналами. Наши результаты говорят о том, что существует инерционное звено между рецептором и ТТХГ каналом. На роль этой мембранной структуры претендует Na+, К+ - АТФаза, регулирующая этот процесс (Nishikawa Shimizu, 1990аNishikawa et al., 1990b). Нами было показано, что эффект морфина устранялся введением во внеклеточный раствор специфического блокатора Na+, К±АТФазы — оуабаина, а также величина эффективного заряда регулировалась ионами Na+ (величина переноса эффективного заряда зависит от их концентрации). Эти факты позволили нам сделать предположение об участии натриевого насоса в исследуемом физиологическом процессе.

Физиологический механизм клеточной сигнализации, связанный с активацией опиоидных рецепторов (Hescheler et al., 1987; Franks, Lieb, 1994; Connor, Christie, 1998; Ramnarine et al., 1998), хорошо изучен. Нами показано, что внеклеточное приложение морфина приводило к снижению эффективного заряда, несмотря на внутриклеточное введение активаторов, ингибиторов и блокаторов G-белков. Полученные результаты свидетельствует о том, что участие G-белков в функционировании обнаруженной нами системы «натриевой» мембранной сигнализации представляется маловероятным. Все эти факты заставляют нас предположить, что медленные натриевые каналы включены как последовательное (в наших экспериментах — эффекторное) звено еще одного, дополнительного, пути «опиоидной» сигнализации.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В. Воротные токи и движение зарядов в возбудимых мембранах. В кн.: Мембраны: ионные каналы. М. «Мир». С. 129−236. 1981.
  2. Н. С., Костюк П. Г., Цындренко А. Я. «Медленные» натриевые каналы в соматической мембране нейронов спинальных ганглиев новорожденных крыс// Доклады АН СССР. 1980. Т. 250. N 1. С. 216−218.
  3. Н. С., Костюк П. Г., Цындренко А. Я. Разделение ионных токов, ответственных за генерацию потенциалов действия в соматической мембране нейронов новорожденных крыс// Доклады АН СССР. 19 796. Т. 249. N 6. С. 1466−1469.
  4. Ю. Ю., Крылов Б. В., Подзорова С. А. Возможный механизм взаимодействия этанола с тетродотоксиннечувствительными натриевыми каналами сенсорных нейронов// Сенсорные системы. 1997а. Т. 11. N 3. С. 323−332.
  5. Л. Р., Шурыгин А. Я. Рибонуклеиновый обмен культур коры головного мозга пренатально стрессированых крысят// Развитие социально-культурной сферы Кубани. Тезисы докладов краевой научно-практической конференции. Краснодар. 1994. С. 48.
  6. Л. Р., Шурыгин А. Я., Пак М. Б. Действие коменовой кислоты на вегетативные ганглии и спинной мозг в условиях культивирования// Деп. в ВИНИТИ. 1990. N 6438.
  7. Н. И., Злюцева Л. И., Шурыгин А. Я. Воздействие бализа-2 и некоторых его компонентов на структурные изменения эпидермиса в процессе заживления полнослойной раны уха кролика// Доклады АН. 1998. Т. 363. N 2. С. 274−277.
  8. Р. П., Шурыгин А. Я., Злищева Л. И. Клиническая оценка препарата бализ-2// Хирургия. 1987. N 1. С. 12−15.
  9. М. В., Сидоренко И. П., Шурыгин А. Я., Каленчук В. Ю. Ростстимулирующее действие препарата бализ-2 на симпатические ганглии в культуре// Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 1988 а. Т. 106. N 12. С. 720−722.
  10. М. В., Шурыгин А. Я., Сидоренко И. П., Каленчук В. Ю. Влияние препарата бализ-2 на рост симпатических ганглиев крыс различных линий// Нейрофизиология. 1988 б. Т. 20. N 4. С. 539−546.
  11. Н. Д., Злищева Л. И., Ратгауз Г. Л., Шурыгин А. Я. Эффект антибоктериального препарата Бализа-2. Ж. Микробиол. Эпидем. Иммунол. 1984. N 12. С. 20−24.
  12. Крутецкая 3. И., Лебедев О. Е. Структурно-функциональная организация G-белков и связанных с ними рецепторов// Цитология. 1992 б. Т 34. N11/12. С. 24−45.
  13. . В., Вилин Ю. Ю., Подзорова С. А., Чалисова Н. И. Натриевые каналы сенсорных нейронов как возможная молекулярная мишень действия этанола// Сенсорные системы. 1996а. Т. 10. N 4. С. 52−66.
  14. . В., Дербенёв А. В., Подзорова С. А., Людыно М. И., Кузьмин А. В., Изварина Н. Л. Возможный натриевый механизм мембранной сигнализации// Российский Физиологический журнал. 1999. Т. 85. N2. С. 225−236.
  15. . В., Подзорова С. А., Вилин Ю. Ю. Кинетика инактивации натриевых каналов сенсорных нейронов зависит от вида буфера водородных ионов// Российский Физиологический Журнал. 19 966. N 7. С. 1−10.
  16. Г. Н., Наумов А. П., Ходоров Б. И. Активация и инактивация модифицированных батрахотоксином натриевых каналов мембраны нервного волокна лягушки// Нейрофизиология. 1984. Т. 16. N1. С. 18−26.
  17. Ю. И., Вислобоков А. И., Шурыгин А. Я. Об изменении биопотенциалов и ионных токов под влиянием препарата бализ-2// Вестник Санкт-Петербургского университета. 1992. В. 4. С. 49−51.
  18. В. И. Локализация и строение участков связывания бис-аммониевых соединений в никотиновом холинорецепторе// Биол. мембраны. 1985. Т. 2. С. 245−255.
  19. С. В. Влияние электрической стимуляции перехвата Ранвье на скорость модификации натриевых каналов батрахотоксином в условиях фиксации потенциала// Нейрофизиология. 1977. Т. 9. N 5. С. 546−549.
  20. S. К., MacKinnon. Contribution of the S4 segment to gating charge in the Shaker K+ channel// Neuron. 1996. V. 16. P. 11 691 177.
  21. Albers R. W., Siegel G. J., Stahl W. L. Membrane transport. In Siegel et al. Basic Neurochemistry: Molecular, cellular and medical aspects. New York. Raven Press. P. 49−70.
  22. Aimers W. Gating currents and charge movements in excitable membranes//Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 1978. V. 82. P. 96−190.
  23. Aimers W., Levinson R. Tetrodotoxin binding to normal and depolarized frog muscle and conductance of a single sodium channel// J. Physiol. 1975. V. 247. N 2. P. 483−509.
  24. Armstrong С. M., Bezanilla F. Charge movements associated with opening and closing of the activation gates of the Na channels// J. Gen. Physiol. 1974. V. 63. P. 533−552.
  25. Beckett A. H., Casy A. F. Synthetic analgesics: stereochemical considerations// J. Pharm. Pharmacol. 1954. V. 6. P. 986−1001.
  26. Bezanilla F., Stefani E. Voltage-dependent gating of ionic channels. Ann. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1994. V. 23. P. 819−846.
  27. BirdsaU N. J., Burgen A. S., Hiley C. R., Hulme E. C. Binding of agonists and antagonists to muscarinic receptors// J. Supramol. Struct. 1976. V. 4. N3.P. 367−371.
  28. Cardenas C. G., Dei Mar L.P., Cooper B. Y., Scroggs R. S. 5HT4 receptors couple positively to tetrodotoxin-insensitive sodium channels in a subpopulation of capsaicin-sensitive rat sensory neurons// J. Neuroscience. 1997. V. 17. N19. P. 7181−7189.
  29. Carr J. A. Beta-endorphin inhibition of endogenous norepinephrine release from the A2 noradrenergic nucleus in vitro: role of mu opiate receptors and Na+ ion permeability// Brain Res. Bull. 1997. V. 44. N 1. P. 19−23.
  30. Cha X. Y., Xu H., Rice K. C., Porreca F., Lai J., Ananthan S., Rothman R. B., Opioid peptide receptor studies. 1. Identification of a novel delta-opioid receptor binding site in rat brain membranes// Peptides. 1995. V. 16. N2. P. 191−198.
  31. Cho T. M., Cho J. S., Loh H. H. A model system for opiate-receptor interactions: mechanism of opiate-cerebroside sulfate interaction// Life Sci. 1975. V. 18. N2. P. 231−244.
  32. Chothia C., Pauling P. The conformation of cholinergic molecules at nicotinic nerve receptors// Proc. Nat. Acad. Sci. US. 1970. Vol. 65. P.477−482.
  33. Cole K. S. Dynamic electrical characteristics of the squad axon membrane//Arch. Sci. Physiol. 1949. N3. P. 253−258.
  34. Cole K. S. Membranes, Ions, and Impulses. 1968. Berkley: Univ. Califomia press.
  35. Connor M., Christie M. Modulation of Ca2+ channel currents of acutely dissociated rat periaqueductal grey neurons// J. Physiol. 1998. V. 509 (Pt 1). P. 47−58.
  36. Dafiiy N., Zielinksi M., Reyes-Vezquez C. Alteration of morphine withdrawal to naloxone by interferon// Neuropeptides. 1983. V. 3. N. 6. P. 453−463.
  37. Davis M., Akera T., Brody T., Watson L. Opiate receptor: cooperativity of binding observed in brain slices// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. V. 74. N. 12. P. 5764−5766.
  38. Ehrlich P. On immunity with special reference to cell life. Cronian Lecture. Proc. R. Soc. Lond. 1900. V. 66. P. 424−448.
  39. Elliott A. A., Elliott J. R. Characterization of TTX-sensitive and TTX-resistant sodium currents in small cells from adult rat dorsal root ganglia// J. Physiol. (Lond.) 1993. V. 463. P. 39−56.
  40. England S., Bevan S., Docherty R. PGE2 modulates the tetrodotoxin-resistant sodium current in neonatal rat dorsal root ganglion neurons via the cyclic AMP-protein kinase A cascade// J. Physiol. (Lond.) 1996. V. 495. p. 429−440.
  41. Fambrough D. M., Bayne E. K. Multiple forms of (Na+, K+) ATPase in the chicken: Selective detection of the major nerve, skeletal muscle, and kidney from by a monoclonal antibody. J. Biol. Chem. 1983. V. 258. P. 3926−3935.
  42. Feinberg A. P., Creese J., Snyder S. H. The opiate receptor: a model explaining structure-activity relationships of opiate agonists and antagonists//Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1976. V. 73. N 11. P. 4215−4219.
  43. Fields H. L. Pain// New York. MgGraw-Hill. 1987.
  44. Franks N. P., Lieb W. R. Molecular and cellular mechanisms of general anesthesia//Nature. 1994. V. 367. N 6464. P. 607−613.
  45. Gait H. B. The opiate anomaHes-another possible explanation?// J. Pharm. Pharmacol. 1977. V. 29. N 11. P. 711−714.
  46. Gilbert P. E., Martin W., R. Sigma effects of nalorphine in the chronic spinal dog//Drug Alcohol Depend. 1976 V. 1. N6. P. 373−376.
  47. Gillan M. G. C., Kosterlitz H. W., Paterson S. J. Comparison of the binding characteristics of tritiated opiates and opioid peptides// Brut. J. Pharmacol. 1979. V. 66. N 1. P. 86−87.
  48. Gold M. S., Reichling D. B., Shuster M. J., Levine J. D. Hyperalgesic agents increase a tetrodotoxin-resistant Na+ current in nociceptors// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996b. V. 93. P. 1108−1112.
  49. Goldstein A. Interactions of narcotic antagonists with receptor sites// Adv. Biochem. Psychopharmacol. 1973. V. 8. P. 471−481.
  50. Goldstein A., Goldstein T., Cox B. A synthetic peptide with morphine-like pharmacological action//Life Sci. 1975. V. 17. P. 1643−1654.
  51. Guy H.R., Conti F. Pursuing the structure and function of Voltage-gated channels// Trends inNeurosciences. 1990. V. 13. N 6. P. 201−206.
  52. Hamill O. P., Marty A., Neher E., Sakmann B., Sigworth F. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches// Pflugers Arch. 1981. V. 391. N 1. P. 85−100.
  53. Harris R. A., Loh H. H, Way E. L. Alterations in the efficacy of naloxone induced by stress, cyclic adenosine monophosphate, and morphine tolerance//Eur. J. Pharmacol. 1976 a. V. 39. N 1. P. 1−10.
  54. Harris R. A., Loh H. H., Way E. L. Antinociceptive effects of lanthanum and cerium in nontolerant and morphine tolerant-dependent animals// J. Pharmacol. Exp. Ther. 1976 b. V. 196. N 2. P. 288−297.
  55. Heinemann S.H., Terlau H., Stiihmer W., Imoto K., Numa S. Calcium channel characteristics conferred on the sodium channel by single mutations//Nature. 1992. V. 356. N 6368. P. 441−444.
  56. Hescheler J., Rosenthal W., Trautwein W., Schultz G. The GTP binding protein, G0, regulates neuronal calcium channels// Nature. 1987. V. 325. N6103. P. 445−447.
  57. Hille B. The selective inhibition of delayed potassium currents in by tetraethylamonium ions//J. Gen. Physiol. 1967 V. 50. P. 1287−1302.
  58. Hille B. Local anesthetics: Hidrophilic and hydrophobic pathways for the drug-receptors interaction// J. Gen. Physiol. 1977. V. 69. P. 497−515.
  59. Hodgkin A. L., Huxley A. F. Currents carried by sodium and potassium ions through the membrane of the giant axon of Loligo// J. Physiol. 1952a. V. 116. N 4. P. 449−472.
  60. Hodgkin A. L., Huxley A. F. The dual effect of membrane potential on sodium conductance in the giant axon of Loligo// J. Physiol. 1952b. V. 116. N4. P. 497−506.
  61. Hodgkin A. L., Huxley A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve// J. Physiol. 1952c V. 117. N 4. P. 500−544.
  62. Hodgkin A. L., Huxly A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve// J. Physiol. 1952d. V. 117. N4. P. 500−544.
  63. Hollt V., Haarmann I., Herz A., Identification of opiate/receptor binding in vivo! I Arzneimittelforschung. 1976. V. 26. N 6. P. 1102−1104.
  64. Hollt V., Herz A., In vivo receptor occupation by opiates and correlation to the pharmacological effect// Fed. Proc. 1978. V. 37. N2. P. 158−161.
  65. Hughes J. Enkephalin and drug dependence// Br. J. Addict. Alcohol. Other Drugs. 1976. V. 71. N 3. P. 199−209.
  66. Jaconet Y. F., Klee W. A., Rice K. C. et al. Stereospecific and nonstereospecific effects of (+) and (-) morphine: evidence for a new class of receptors// Science. 1977. V. 198. N. 4319. P. 842−844.
  67. Kaczmarek L. K., Levitan I. B. Neuromodulation: the biochemical control of neuronal excitability. N. Y. 1987.
  68. Kayano T., Noda M., Flockerzi V., Takahashi H., Numa S. Primary structure of rat brain sodium channel Hi deduced from cDNA sequence// FEBS Lett. 1988. V. 228. N 1. P. 187−194.
  69. Keith D. E., Murray S. R., Zaki P. A., Chu P. C., Lissin D. V., Kang L., Evans C. J., von Zastrow M. Morphine activates opioid receptors without causing their rapid internalization// J. Biol. Chem. 1996. V. 271. N 32. P. 19 021−19 024.
  70. Keynes R., Rojas E. Kinetics and steady-state properties of the charged system controlling sodium conductance in the squid giant axon// J. Physiol. 1974. V. 239. P. 383−434.
  71. Kniffki K.-D., Vogel W. Molecular concept of gating the ionic channels in the nerve membrane// Proceedings of the Third School on Biophysics of membrane Transport. 1976. V. 2. Kuczera J. and Prestalski S., eds. Wroclaw, Poland, P. 71−116.
  72. Koester J. Membrane potential. Principles of neural science// A&L. 1991. P. 81−94.
  73. Kolb V. M. New opiate-receptor model// J. Pharm. Sci. 1978. V. 67. N7. P. 999−1001.
  74. Kornberg R. D., McConnell H. M. Inside-outside transitions of phospholipids in vesicle membranes// Biochemistry. 1971. V. 10. P. 11 101 120.
  75. Kosterlitz H. W., Paterson S. J. Characterization of opioid receptors in nervous tissue// Proc. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 1980. V. 210. N 1178. P. 113−122.
  76. Kostyuk P. G., Krishtal O. A., Pidoplichko V. I. Effect of internal fluoride and phosphate on membrane currents during intracellular dialysis of nerve cells// Nature. 1975. V. 257. N 5528. P. 691−693.
  77. Kostyuk P. G., Veselovsky N. S., Tsyndrenko A. Y. Ionic currents in the somatic membrane of rat dorsal root ganglion neurons.// Neuroscience. 1981. V. 6. N12. P. 2423−2430.
  78. Krishnan-Sarin S., Wand G. S., Li X. W., Portoghese P. S., Froehlich J. C. Effect of mu opioid receptor blockade on alcohol intake in rats bred for high alcohol drinking// Pharmacol. Biochem. Behav. 1998. V. 59. N 3. P. 627−635.
  79. Martin W. R. Opioid antagonists// Pharmacol. Rev. 1976. V. 19. N 4. P. 463−521.
  80. Melzack B., Wall P. Pain mechanisms: A new Theory// Science. 1983. V. 150. 971−979.
  81. Melliti К., Meza U., Fisher R., Adams B. Regulators of G protein signaling attenuate the G protein-mediated Inhibition of N-type Ca channels// J. Gen. Physiol. 1999. V. 113. P. 97−110.
  82. Meves H. The effect of holding potential on the asymmetry currents in squid giant axons// J. Physiol. 1974. V. 243. P. 847−867.
  83. Meves H., Vogel W. Slow recovery of sodium current and gating current from’inactivation//J. Physiol. 1977. V. 267. P. 395−410.
  84. Monteillet-Agius G., Fein J., Phan Т., Anton В., Lam H., Zaki P., Miotto K., Evans C. J. Regulation and distribution of members of the opioid receptor family//Proc. West. Pharmacol. Soc. 1996. V. 39. P. 69−70.
  85. Nernst W. On the kinetics of substances in solution. Traslated from Z. Physic. Chemie V. 2. P. 613−622. P. 634−637. In Kepner (ed.). Cell membrane Permeability and transport. Strroudsburg. Dowden, Hutchinson & Ross, 1979. P. 174−183.
  86. Nishikawa Т., Shimizu S. Inhibition of noradrenaline release from cerebrocortical synaptosomes and stimulation of synaptosomal Na+, K±ATPase activity by morphine in rats// J. Pharm. 1990 a. V. 42. N 1. P. 6871.
  87. Nishikawa T., Teramoto T., Shimizu S. Effect of morphine on Na+, K±ATPase from homogenate of synaptosomes and of synaptic membrane of rat cerebral cortex// Brain Res. 1990 b. V. 510. N 1. P. 92−96.
  88. Noda M., Shimizu S., Tanade T. Primary structure of Electrophorus electricus sodium channel deduced from cDNA sequence// Nature. 1984. V. 312. N5990. P. 121−127.
  89. Noda M., Ikeda T., Kayano T. Existence of distinct sodium channel messenger RNAs in rat brain// Nature. 1986. V. 320. N 6056. P. 188−192.
  90. Noda M., Suzuki H., Numa S., Stuhmer W. A single point mutation confers tetrodotoxin and saxitoxin insensitivity on the sodium channel II// FEBS Letters. 1989. V. 259. P. 213−216.
  91. Nonner W., Rojas E., Stampfli R. Displacement currents in the node of Ranvier: Voltage and time dependence. Pflugers Arch. 1975. VI. N 354. P. 1−18.
  92. Osipchuk Y. V., Timin E. N. Electrical measurements on professed cells. In: Intracellular perfusion of excitable cells. London. 1984. Eds. P. G. Kostyuk and O. A.Kryishtal. P. 103−129.
  93. Pablo J. P, Mash D. C., Noribogaine stimulates naloxone-sensitive 35S. GTPgammaS binding//Neuroreport. 1998. V. 9. N 1. P. 109−114.
  94. Pasternak G. W., Snyder S. H. Identification of novel high affinity opiate receptor binding in rat brain// Nature. 1975. V. 253. N 5492. P. 563 565.
  95. Pert C. B., Snyder S. H., Opiate receptor: demonstration in nervous tissue// Science. 1973. V. 179. N 4077. P. 1011−1014.
  96. Pert C. B, Aposhian D., Snyder S. H. Phylogenetic distribution of opiate receptor binding// Brain Res. 1974. V. 75. N 2. P. 356−361.
  97. Portoghese P. S. Linear free energy relationship among analgesic N-substituted phenylpiperidine derivatives. Method of detecting similar modes of molecularbinding to common receptors// J. Pharm. Sci. 1965. V. 54. N 7. P. 1077.
  98. Pusch M., Noda M., Stiihmer W., Numa S., Conti F. Single point mutations of the sodium channel drastically reduce the pore permeability without presenting its gating// Eur. Biophys. J. 1991. V. 20. N 3. P. 127 133.
  99. Ramnarine S. I, Liu Y. C., Rogers D. F., Neuroregulation of mucus secretion by opioid receptors and K (ATP) and BK (Ca) channels in ferret trachea in vitro// Br. J. Pharmacol. 1998. V. 123. N 8. P. 1631−1638.
  100. Raynor K., Kong H., Mestek A., Bye L. S., Tian M., Liu J., Yu L., Reisine T., Characterization of the cloned human mu opioid receptor// J. Pharmacol. Exp. Ther. 1995. V. 272. N 1. P. 423−428.
  101. Schwarz G. On dielectric relaxation due to chemical processes// J. Phys. Chem. 1967. V. 71. P. 4021−4030.
  102. Schwarz G. Electric-field effects on macromolecules and the mechanism of voltage-dependent processes in biological membranes// The neurosciences/ ed. Worden. The MIT Press, Cambridge, Massachusetts and London: 1979. P. 631−639.
  103. Schwarz G., Bauer P.-J. Structural flexibility and fast proton transfer reflected by the dielectric properties of poly-L-proline in aqueous solution// Biophys. Chem. 1974. V. 1. P. 257−265.
  104. Schwarz G., Seelig J. Kinetic properties and the electric field effect of the helix-coil transition of poly (r-benzil-L-glutamate) determined from dielectric relaxation measurements// Biopolymers. 1968. V. 6. P. 12 631 277.
  105. Selley D., Liu Q., Childers S., Signal transduction correlates of mu opioid agonist intrinsic efficacy: receptor-stimulated 35S. GTP gamma S binding in mMOR-CHO cells and rat thalamus// J. Pharmacol. Exp. Ther. 1998. V. 285. N2. P. 496−505.
  106. Seoh S. A., Sigg D., Papazian D. M., Bezanilla F. Voltage-sensing residues in the S2 and S4 segments of Shaker K+ channel// Neuron. 1996. V. 16. N6. P. 1159−1167.
  107. Shcoppa N. E., McCormack K., Tanouye M. A. Sigworth F. J. The size of gating charge in wild-type and mutant Shaker potassium channels// Scince. 1992. V. 255. P. 1712−1715.
  108. Sigg D., Bezanilla F. Total charge movement per channel. The relation between gating charge displacement and voltage sensitivity of activation//J. Gen. Physiol. 1997. V. 109. P. 27−40.
  109. Simantov R., Snyder S. H., The opiate receptor// Biochem. Soc. Trans. 1977. V. 5. N 1. P. 62−65.
  110. Simon E. J. Opiate receptors and endorphins at the central nervous system level//Ann. Anesthesiol. Fr. 1978. V. 19. N 5. P. 379−387.
  111. Simon E. J., Groth J. Kinetics of opiate receptor inactivation by sulfhydryl reagents: evidence for conformational change in presence of sodium ions// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1975. V. 72. N 6, P. 2404−2407.
  112. Snyder S. H. Opiate receptor in normal and drag altered brain function//Nature. 1975. V. 257. P. 185−189.
  113. Snyder S. H. Neurotransmitter and drug receptor in the brain// Biochem. Pharmacol. 1975. V. 24. P. 1371−1374.
  114. Snyder S. H, Simantov R., The opiate receptor and opioid peptides// J. Neurochem. 1977. V. 28. N 1. P. 13−20.
  115. Squires R. F., Braester C. Characteristics and regional distributions of two distinct 3H.-nalaxone binding sites in the rat brain// J. Neurochem. 1978. V. 30. N1. P. 231−236.
  116. Spalding B. Properties of toxin-resistant sodium channels produced by chemical modification in frog skeletal muscle// J. Physiol. (Lond). 1980 V. 305. P. 485−500.
  117. Strichartz G. R. The inhibition of sodium currents in myelinated nerve by quaternary derivatives of lidocaine// J. Gen. Physiol. 1973. V. 62. P. 3757.
  118. Stiihmer W. Conti F., Suzuki H., Wang X., Noda M., Yohagi N., Kubo H., Numa S. Structural parts in ved in activation and inactivation of sodium channel//Nature. 1989. V. 339. N 6226. P. 597−603.
  119. Stevens C. F. Interactions between intrinsic membrane protein and electric field. An approach to studying nerve excitability// Biophys. J. 1977. V. 22. N2. P. 295−306.
  120. Suzuki T., Misawa M. Opioid receptor types and dependence// Nippon Yakurigaku Zasshi 1997. V. 109. N 4. P. 165−174.
  121. Swann A. C., Steketee J. D. Subacute noradrenergic agonist infusions in vivo increase Na+, K+ ATPase and ouabain binding in rat cerebral cortex// J. Neurochem. 1989. V. 52. N 5. P. 1598−1604.
  122. Terlau H., Heinemann S., Stiihmer W., Pusch M., Conti F., Imoto K., Numa S. Mapping the site of block by tetrodotoxin and saxitoxin of sodium channel MFEBS Lett. 1991. V. 293. N 1−2. P. 93−96.
  123. Triggle D. J., Triggle C. R. Chemical pharmacology of the synapse. London etc.: Acad. Press, 1976.
  124. Wada A., Tanaka T., Kihara H. Dielectric dispersion of the 6-helix at the transition region to random coil// Biopolymers. 1972. V. 11. P. 587−605.
  125. Yu Y., Zhang L., Yin X., Sun H., Uhl G. R., Wang J. B. Mu opioid receptor phosphorylation, desensitization, and ligand efficacy// J. Biol. Chem. 1997. V. 272. N46. P. 28 869−28 874.
  126. Zaki P. A, Bilsky E. J, Vanderah T. W, Lai J., Evans C. J., Porreca F. Opioid receptor types and subtypes: the delta receptor as a model// Ann. Rev. Pharmacol. Toxicol. 1996. V. 36. P. 379−401.
  127. Zhang J, Ferguson S., Barak L., Bodduluri S., Laporte S., Law P., Caron M. Role for G protein-coupled receptor kinase in agonist-specific regulation of mu-opioid receptor responsiveness// Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1998. V. 95. N 12. P. 7157−7162.
  128. Zukin R. S., Sugarman J. R., Fitz-Syage M. L., Gardner E. L., Zukin S. R., Gintzler A. R. Naltrex ne-induced opiate receptor supersensitivity// Brain Res. 1982. V. 245. N 2. P. 285−292.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?