Сигнальные функции фосфатидных кислот в растительной клетке
Диссертация
Известно, что при повышении концентраций таких солей как, КС1 или NaCl может происходить активация ФЖ), ФЛС и ДАГ-киназы (Munnik et al., 2000; Munnik, Meijer, 2001; Meijer et al., 2002). Какие ферменты активируются, зависит от типа ткани, а также от концентрации соли. В работе получены результаты, касающиеся действия 100 мМ КС1 на корни и колеоптили проростков кукурузы. Установлено, что обработка… Читать ещё >
Содержание
- Список принятых сокращений
- Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 1. 1. Структура и свойства фосфатидных кислот
- 1. 2. Метаболизм фосфатидных кислот в растительной клетке
- 1. 2. 1. Синтез фосфатидных кислот в клетке
- 1. 2. 1. 1. Синтез фосфатидных кислот путем ацилирования
- 1. 2. 1. 2. Фосфолипаза D зависимый путь синтеза фосфатидных кислот
- 1. 2. 1. 3. Синтез фосфатидных кислот при участии диацилглицеринкиназы
- 1. 2. 1. 4. Синтез фосфатидных кислот при участии диацилглицеринпирофосфатазы
- 1. 2. 2. Деградация фосфатидных кислот в растительной клетке
- 1. 2. 2. 1. Деградация фосфатидных кислот при участии фосфатидатфосфатазы
- 1. 2. 2. 2. Фосфорилирование фосфатидных кислот при участии фосфатидаткиназы
- 1. 2. 2. 3. Деацилирование фосфатидных кислот при участии фосфолипаз А
- 1. 2. 1. Синтез фосфатидных кислот в клетке
- 1. 3. Участие фосфатидных кислот в клеточных процессах
- 1. 3. 1. Вовлечение фосфатидных кислот в сигнальные процессы
- 1. 3. 2. Формирование мембранных везикул с участием фосфатидных кислот
- 1. 3. 3. Участие фосфатидных кислот в синтезе липидных молекул
- 1. 4. Механизмы участия фосфатидных кислот в процессах сигнальной трансдукции в растительной клетке
- 1. 5. Ионофоры
- 2. 1. Растительный материал и его подготовка
- 2. 2. Получение препарата микросомальной фракции корней и колеоптилей кукурузы
- 2. 3. 1. Очистка плазмалеммы в двухфазной системе
- 2. 3. 2. Выделение эндомембран в градиенте плотности сахарозы
- 2. 4. Подготовка препаратов фосфатидных кислот
- 2. 5. Регистрация транспорта ионов через везикулярные мембраны
- 2. 5. 1. Регистрация транспорта ионов Са с использованием зонда индо
- 2. 5. 2. Анализ транспорта ионов Са2+ и Mg2+ с использованием зонда ХТЦ
- 2. 6. Анализ протонофорных свойств фосфатидных кислот
- 2. 7. Определение количества ионов кальция
- 2. 8. Анализ состава и содержания фосфолипидов, экстрагированных из микросомальной фракции корней и колеоптилей кукурузы
- 2. 8. 1. Экстракция липидов
- 2. 8. 2. Разделение липидов на колонке с силикагелем
- 2. 8. 3. Разделение фосфолипидов методом высокоэффективной тонкослойной хроматографии
- 2. 8. 4. Денситометрическое определение фосфолипидов
- 2. 8. 5. Анализ жирных кислот
- 2. 8. 5. 1. Получение метиловых эфиров жирных кислот
- 2. 8. 5. 2. Разделение метиловых эфиров жирных кислот методом капиллярной газовой хроматографии
- 3. 1. Изучение проницаемости везикул плазмалеммы и эндомембран
- 3. 2. Влияние фосфатидной кислоты на кальциевую проницаемость плазмалеммы и эндомембран
- 3. 3. Влияние фосфатидной кислоты на транспорт протонов
- 3. 4. Анализ жирнокислотного состава фосфатидных кислот, фосфатидилхолинов и фосфатидилэтаноламинов микросомальной фракции корней и колеоптилей проростков кукурузы
- 3. 5. Анализ ионофорных свойств фосфатидной кислоты
- 3. 6. Влияние БАП на соотношения фосфатидных кислот, фосфатидилхолинов и фосфатидилэтаноламинов в микросомальной фракции корней и колеоптилей кукурузы
- 3. 7. Влияние БАП на жирнокислотный состав фосфатидных кислот, фосфатидилхолинов и фосфатидилэтаноламинов в микросомальной фракции корней и колеоптилей кукурузы
- 3. 8. Влияние КС1 на соотношение фосфатидных кислот, фосфатидилхолинов и фосфатидилэтаноламинов в микросомальной фракции корней и колеоптилей кукурузы
- 3. 9. Влияние КС1 на жирнокислотный состав фосфатидных кислот, фосфатидилхолинов и фосфатидилэтаноламинов в микросомальной фракции корней и колеоптилей кукурузы
Список литературы
- Алаудинова Е. В., Миронов П. В., Репях С. М. Жирные кислоты мембранных липидов живых тканей почек лиственницы сибирской // Химия растительного сырья. 2000. № 2. С. 41−45.
- Батов А. Ю., Максимов Г. Б. Оценка катионной проницаемости везикул цитоплазматических мембран растительных клеток // Биоэлектрические явления: мембранный транспорт у растений. 1985. С. 22−34.
- Болдырев А. А. Введение в биомембранологию. М.: МГУ, 1990. 208 с.
- Болдырев А. А., Кяйвяряйнен Е. И., Илюха В. А. Биомембранология. Петрозаводск: КНЦ РАН, 2006. 226 с.
- Брагина Н. А., Миронов А. Ф. Мембранология. Москва, ИПЦ МИТХТ, 2002. 98 с.
- Васьковский В. Е. Липиды // Соросовский Образовательный журнал. 1997. № 3. С. 32−37.
- Добрецов Г. Е. Флуоресцентные зонды в исследовании клеток, мембран и липопротеинов. М.: Наука, 1989. 276 с. 13.3инченко В. П., Долгачева JI. П. Внутриклеточная сигнализация. 2003. http ://www. chronos. msu.ru/nameindex/zinchenko .html
- Кабачевская E. M., Ляхнович Г. В., Волотовский И. Д. Регуляция активности фосфолипазы D в проростках овса светом и фитогормонами // Физиология растений. 2004. Т. 51. С. 855−859.
- Кейтс М. Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов. М.: Мир, 1975. 322 с.
- Кретович В. Л. Основы биохимии растений. М.: Высшая школа, 1971. 464 с.
- Кулаева О. Н., Кузнецов В. В. Новейшие достижения и перспективы в области изучения цитокининов // Физиология растений. 2002. Т. 49. С. 626−640.
- Левицкий Д. О. Кальций и биологические мембраны. М.: Высшая школа, 1990. 124 с.
- Лось Д. А. Структура, регуляция экспрессии, функционирование десатураз жирных кислот//Успехи совр. Биохимии. 2001. Т. 41. С. 163−198.
- Лось Д. А. Восприятие сигналов биологическими мембранами: сенсорные белки и экспрессия генов // Соросовский Образовательный журнал. 2001. Т. 7. С. 14−22.
- Медведев С. С. Физиологические основы полярности растений. СПб.: Кольна, 1996. 159 с.
- Медведев С. С. Полярность и эмбриогенез растений // Эмбриология цветковых растений. Т. 2. / Под ред. Батыгиной Т. Б. СПб.: Мир и семья, 1997. С. 594−601.
- Медведев С. С. Кальциевая сигнальная система растений // Физиология растений. 2005. Т. 52. С. 1−24.
- Медведев С. С., Осмоловская Н. Г., Батов А. Ю., Самуилов Ф. Д., Черезов С. Н. Практикум по минеральному питанию и водному обмену растений / Под ред. Полевого В. В., Батова А. Ю. СПб.: СПбГУ, 1996. 164 с.
- Медведев С. С., Танкелюн О. В., Батов А. Ю., Воронина О. В., Мартинец Я., Махачкова И. Ионофорные функции фосфатидной кислоты в растительной клетке // Физиология растений. 2006. Т. 53. С. 45−53.
- Методы изучения мембран растительных клеток / Под ред. Полевого В. В., Максимова Г. Б., Синютиной Н. Ф. Л.: ЛГУ, 1986. 192 с.
- Новицкая Г. Б. Методическое руководство по тонкослойной хроматографии фосфолипидов. М.: Наука, 1972. 64 с.
- Новицкая Г. В., Сальникова Е. Б., Суворова Т. А. Изменения ненасыщенности жирных кислот липидов растений озимой и яровой пшеницы в процессе закаливания // Физиология и биохимия культурных растений. 1990. Т. 22. С. 257−264.
- Овчинников Ю. А., Иванов В. Т, Шкроб А. М. Мембранно-активные комплексоны. М.: Наука, 1974. 463 с.
- Ракова Н. Ю. Особенности регуляции цитокининами экспрессии генов первичного ответа: Автореф. дисс. на соискание ученой степени канд. биол. наук. М.: ИФР им. Тимирязева РАН, 2005, 26 с.
- Синютина Н. Ф. Роль аускина в переметилировании фосфолипидов мембран колеоптилей кукурузы // Вестник ЛГУ. 1990. Т. 3, вып. 4. С. 86−89.
- Синютина Н. Ф. Роль жирных кислот липидов в адаптации проростков кукурузы к температурному стрессу // Вестник СПбГУ. 1998. № 10. С. 85−89.
- Синютина Н. Ф., Волошина Т. В. Действие ауксина на фосфолипиды мембран колеоптилей кукурузы // Вестник ЛГУ. 1983. № 3. С. 87−92.
- Синютина Н. Ф., Коузова Е. Д. Роль липидов при действии АБК в колеоптилях кукурузы //Вестник СПбГУ. 2005. Сер. 3. Вып. 1. С. 84−89.
- Синютина Н. Ф., Толстикова Т. Д., Швец В. И., Выделение и фракционирование липидов колеоптилей кукурузы // Физиология растений. 1978. Т. 25. Вып. 3. С. 610−613.
- Страйер Л. Биохимия: в 3 т. М.: Мир, 1984. 936 с.
- Тарчевский И. А. Метаболизм растений при стрессе. Казань: Фэн, 2001. 448 с.
- Тарчевский И. А. Сигнальные системы клеток растений. М.: Наука, 2002. 294 с.
- Тарчевский И. А. Элиситор индуцирцемые сигнальные системы и их взаимодействие // Физиология растений. 2000. Т. 47, № 2. С. 321−331.
- Чесноков В. А., Мирославова С. А., Баранова А. А. О системе питания растений в гидропонике. Вопросы корневого питания растений. Л.: ЛГУ, 1968. С. 6−24.
- Agranoff В. W., Hajra А. К. The acyl dihydroxyacetone phosphate pathway for glycerolipid biosynthesis in mouse liver and ehrlich ascites tumor cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1971. V. 68. P. 411−415.
- Andrews J., Ohlrogge J. В., Keegstra K. Final step of phosphatidic acid synthesis in pea chloroplasts occurs in the inner envelope membrane // Plant Physiol. 1985. V. 78. P. 459465.
- Andrews T. J., Kane H. J. Pyruvate is a by-product of catalysis by ribulosebisphosphate carboxylase/oxygenase // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 94 479 452.
- Anthony R. G., Henriques R., Heifer A., Mefszarros Т., Rois G., Testerink С. A protein kinase target of a PDK1 signaling pathway is involved in root hair growth in Arabidopsis //EMBO J. 2004. V. 23. P. 572−581.
- Arisz S., Valianpour F., Gennip A. H., Munnik T. Substrate preference of stress-activated phospholipase D in Chlamydomonas and its contribution to PA formation // Plant J. 2003. V. 34. P. 595−604.
- Athenstaedt K., Daum G. Biosynthesis of phosphatidic acid in lipid particles and endoplasmic reticulum of Saccharomyces cerevisiae // J. Bacteriology. 1997. V. 179. P. 7611−7616.
- Athenstaedt K., Daum G. Phosphatidic acid, a key intermediate in lipid metabolism // Eur. J. Biochem. 1999. V. 266. P. 1−16.
- Athenstaedt K., Weys S., Paltauf F., Daum G. Redundant systems of phosphatidic acid biosynthesis via acylation of glycerol-3-phosphate or dihydroxyacetone phosphate in the yeast Saccharomyces cerevisiae // J. Bacteriology. 1999. V. 181. P. 1458−1463.
- Bankaitis V. A., Morris A. J. Lipids and the exocytotic machinery of eukaryotic cells // Curr. Opin. Cell Biol. 2003. V. 15. P. 389−395.
- Barritt G. J., Dalton K. A., Whiting J. A. Evidence that phosphatidic acid stimulates the uptake of calcium by liver cells but not calcium release from mitochondria // FEBS Lett. 1981. V. 125. P. 137−140.
- Berg S., Wieslander A. Purification of a phosphatase which hydrolyzes phosphatidic acid, a key intermediate in glucolipid synthesis in Acholeplasma laidlawii a membranes //Biochim. Biophys. Acta. 1997. V. 1330. P. 225−232.
- Bi K., Roth M. G., Ktistakis N. T. Phosphatidic acid formation by phospholipase D is required for transport from the endoplasmic reticulum to the Golgi complex // Curr. Biol. 1997. V. 7. P. 301−307.
- Billah M. M., Lapetina E. G., Cuatrecasas P. Phospholipase A2 activity specific for phosphatidic acid. A possible mechanism for the production of arachidonic acid in platelets // J. Biol. Chem. 1981. V. 256. P. 5399−5403.
- Bradford M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 115−143.
- Chibnall A. C., Channon H. J. The ether-soluble substances of cabbage leaf cytoplasm. II. Calcium salts of glyceridephosphoric acid // Biochem. J. 1927. V. 21. P. 233−246.
- Christie W. W. Phosphatidic acid and related lipids: structure, occurrence, biochemistry and analysis. 2007. www.Iipidlibrary.co.uk
- Conconi A., Miquel M., Browse J. A., Ryan C. A. Intracellular levels of free linolenic and linoleic acids increase in tomato leaves in response to wounding // Plant Physiol. 1996. V. 111. P. 797−803.
- Dawson R. M. C. The measurement of P32 labelling of individual kephalins and lecithin in a small sample of tissue // Biochim. Biophys. Acta. 1954. V. 14. P. 374 379.
- De Jong C. F., Laxalt A. M., Bargmann В. O. R., de Wit P. J. G. M., Joosten M. H. A. J., Munnik T. Phosphatidic acid accumulation is an early response in the Cf-4/Avr4 interaction // Plant J. 2004. V. 39. P. 1−12.
- Domergue F., Chevalier S., Santarellil X., Cassagnel C., Lessire R. Evidence that oleoyl-CoA and ATP-dependent elongations coexist in rapeseed (Brassica napus L.) // Eur. J. Biochem. 1999. V. 263. P. 464−470.
- Drobak В. K. The plant phosphoinositide system // Biochem. J. 1992. V. 288. P. 697 712.
- Drobak В. K., Watkins P. A. Inositol (l, 4,5)trisphosphate production in plant cells: an early response to salinity and hyperosmotic stress // FEBS Lett. 2000. V. 481. P. 240 244.
- Eastman S. J., Hope M. J., Wong K. F., Cullis P. R. Influence of phospholipid asymmetry on fusion between large unilamellar vesicles // Biochemistry. 1992. V. 31. P. 4262−4268.
- Eastman S. J., Hope M. J., Cullis P. R. Transbilayer transport of phosphatidic acid in response to transmembrane pH gradients // Biochemistry. 1991. V. 30. P. 1740−1745.
- Eibl H., Blume A. The influence of charge on phosphatidic acid bilayer membranes // Biochim. Biophys. Acta. 1973. V. 553. P. 476−488.
- English D., Cui Y., Siddiqui R. R. Messenger functions of phosphatidic acid// Chem. Phys. Lipids. 1996. V. 80. P. 117−132.
- Foster D. A., Xu L. Phospholipase D in cell proliferation and cancer // Mol. Cancer Res. 2003. V. l.P. 789−800.
- Frank W., Munnik Т., Kerkmann K., Salamini F., Bartels D. Water deficit triggers phospholipase D activity in the resurrection plant Craterostigma plantagineum II Plant Cell. 2000. V. 12. P. 111−124.
- Frohman M. A., Sung T.-Ch., Morris A. J. Mammalian phospholipase D structure and regulation // Biochem. Biophys. Acta. 1999. V. 1439. P. 175−186.
- Geng D., Chura J., Roberts M. E., Activation of phospholipase D by phosphatidic acid // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 12 195−12 202.
- Gurr M. I. The biosynthesis of triacylglycerols: Lipids: structure and function // The biochemistry of plants. V. 4 / Ed. Stumpf P. K., Conn E. F. New York: Academic Press, 1980. P. 205−248.
- Hajra A. K. Dihydroxyacetone phosphate acyltransferase // Biochim. Biophys. Acta. 1997. V. 1348. P. 27−34.
- Han G. S., Johnston C. N., Carman G. M. Vacuole membrane topography of the DPPl-encoded diacylglycerol pyrophosphate phosphatase catalytic site from Saccharomyces cerevisiae II J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 5338−5345.
- Hanahan D. J., Chaikoff I. L. A new phospholipid splitting enzyme specific for an ester linkage between the nitrogenous base and the phosphoric acid group // J. Biol. Chem. 1947. V. 169. P. 699−703.
- Haugland R. P. Handbook of fluorescent probes and research products. 2001. www.probes.com
- Hepler P. К., Wayne R. O. Calcium and plant development // Annu. Rev. Plant Physiol. 1985. V. 36. P. 397139.
- Hodges Т. K., Leonard R. T. Purification of plasma membrane-bound adenosine triphosphatase from plant roots // Methods Enzymol. 1974. V. 32. P. 392106.
- Hokin L. E., Hokin M. R. The presence of phosphatidic acid in animal tissues // J. Biol. Chem. 1958. V. 233. P. 800−804.
- Holmes R. P., Yoss N. L. Failure of phosphatidic acid to translocate Ca2+ across phosphatidylcholine membranes // Nature. 1983. V. 305. P. 637−638.
- Huijbregts R. P. H., Topalof L., Bankaitis V. A. Lipid metabolism and regulation of membrane trafficking // Traffic. 2000. V. 1. P. 195−202.
- Inoue M., Okuyama H. Phospholipase Al acting on phosphatidic acid in porcine platelet membranes // J. Biol. Chem. 1984. V. 259. P. 5083−5086.
- Irving H. R., Gehring C. A., Parish R. W. Changes in cytosolic pH and calcium of guard cells precede stomatal movement // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 1790−1794.
- Ishii I., Fukushima N., Ye X., Chun J. Lysophospholipid receptors: signaling and biology // Annu. Rev. Biochem. 2004. V. 73. P. 321−354.
- Jacob Т., Ritchie S., Assmann S. M., Gilroy S. Abscisic acid signal transduction in guard cells is mediated by phospholipase D activity // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 12 192−12 197.
- Joyard J., Teyssier E., Miege C., Berny-Seigneurin D, Marechal E., Block M. A., л
- Dome A., Rolland N., Ajlani G., Douce R. The biochemical machinery of plastid envelope membranes // Plant Physiol. 1998. V. 118. P. 715−723.
- Kang F., Rawsthorne S. Starch and fatty acid synthesis in plastids form developing embryos of oilseed rape (Brassica napus L.) // Plant J. 1994. V. 6. P. 795−805.
- Katagiri Т., Takahashi S., Shinozaki K. Involvement of a novel Arabidopsis phospholipase D, AtPLDd, in dehydration-inducible accumulation of phosphatidic acid in stress signaling // Plant J. 2001. V. 26. P. 595−605.
- Kates M. Hydrolysis of lecithin by plant plastid emymes // Can. J. Biochem. Physiol. 1955. V. 33. P. 575−589.
- Kohlwein S. D., Daum G., Schneiter R., Paltauf F. Phospholipids: synthesis, sorting, subcellular traffic the yeast approach // Trends Cell Biol. 1996. V. 6. P. 260−266.
- Kooijman E. E., Chupin V., Kruijff В., Burger K. N. J. Modulation of’membrane curvature by phosphatidic acid and lysophosphatidic acid // Traffic. 2003. V. 4. P. 162−174.
- Kravets V. S., Kretynin S. V., Kolesnikov Y. S., Machackova I., Romanov G. A., Martinec J. Role of phospholipases D in the mechanism of cytokinin action / The 14 Congress of the Federation of European Societies of Plant Biology. Poland. 2004. P. 32.
- Kravets V. S., Kretynin S. V., Kolesnikov Y. S., Romanov G. A., Martinec J. Machackova I. Role of phospholipases С and D in the mechanism of cytokinin action // Biol. Plant. 2005. V. 49. P. 19.
- Larsson Ch., Sommarin M., Widell S. Isolation of highly purified plant plasma membranes and separation of inside-out and right-side out vesicles // Methods Enzymol. 1994. V. 228. P. 451−469.
- Laxalt A. M., Munnik T. Phospholipid signaling in plant defense // Curr. Opin. Plant Biol. 2002. V. 5. P. 1−7.
- Lee S., Hirt H., Lee Y. Phosphatidic acid activates a wound-activated МАРК in glicine max //Plant J. 2001. V. 26. P. 479−486.
- Lee S., Park J., Lee Y. Phosphatidic acid induces actin polymerization by activating protein kinases in soybean cells // Mol. Cells. 2003. V. 15. P. 313−319.
- Lee S., Suh S., Kim S., Crain R. C., Kwak J. M., Nam H-G., Lee Y. Systemic elevation of phosphatidic acid and lysophospholipid levels in wounded plants // Plant J. 1997. V. 12. P. 547−556.
- Lehninger A. L., Cox M. M., Nelson D. L. Lehninger principles of biochemistry, Fourth Edition. 2004. http://www.whfreeman.com/pob4esamplecontent/
- Malherbe A., Block M. A., Joyard J., Douce R. Feedback inhibition of phosphatidate phosphatase from spinach chloroplast envelope membranes by diacylglycerol // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 23 546−23 553.
- Mazliak P. Lipid metabolism in plants // Annu Rev. Plant Physiol. 1974. V. 24. P. 287−310.
- McPhail L. C., Waite K. A., Regier D. S., Nixon J. В., Qualliotine-Mann D., Zhang W. X., Wallin R., Sergeant S. A novel protein kinase target for the lipid second messenger phosphatidic acid // Biochim. Biophys. Acta. 1999. V. 1439. P. 277−290.
- Meijer H. J. G., Arisz S. A., van Himbergen J. A. J., Musgrave A., Munnik T. Hyperosmotic stress rapidly generates Iyso-phosphatidic acid in Chlamydomonas // Plant J. 2001. V. 25. P. 541−548.
- Meijer H. J. G., Riet В., Himbergen J. A. J., Musgrave A., Munnik Т. KC1 activates phospholipase D at two different concentration ranges: distinguishing between hyperosmotic stress and membrane depolarization // Plant J. 2002. V. 31. P. 51−59.
- Meijer H. J., Munnik T. Phospholipid-based signaling in plant // Annu. Rev. Plant Biol. 2003. V. 54. P. 265−306.
- Miquel M., Dubacq J-P. In situ incorporation of fatty acids into lipids of the outer and inner envelope membranes of pea chloroplasts // Plant Physiol. 1992. V. 100. P. 472−481.
- Miyazawa D., Ikemoto A., Fujii Y., Okuyama H. Partial purification and characterization of phosphatidic acid-specific phospholipase Al in porcine platelet membranes //Biochim. Biophys. Acta. 2003. V. 1631. P. 17−25.
- Moolenaar W. H., Kruijer W., Tilly В. C., Verlaan I., Bierman A. J., DeLaat S. W. Growth factor-like action of phosphatidic acid//Nature. 1986. V. 323. P. 171−173.
- Mueller-Roeber В., Pical C. Inositol phospholipid metabolism in Arabidopsis. Characterized and putative isoforms of inositol phospholipid kinase and phosphoinositide-specific phospholipase С // Plant Physiol. 2002. V. 130. P. 2246.
- Munnik T. Phosphatidic acid: an emerging plant lipid second messenger // Trends Plant Sci. 2001. V. 6. P. 227−233.
- Munnik Т., Irvine R. F., Musgrave A. Phospholipid signalling in plants // Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1389. P. 222−272.
- Munnik Т., Meijer H. J. G. Osmotic stress activates distinct lipid and МАРК signalling pathways in plants // FEBS Lett. 2001. V. 498. P. 172−178.
- Nayar R., Mayer L. D., Hope M. J., Cullis P. Phosphatidic acid as a calcium ionophore in large unilamellar vesicle systems // Biochim. Biophys. Acta. 1984. V. 777. P. 343−346.
- Neal A. C. Lipid biosynthesis in eukaryotic cells. Studies on enzyme activities involved in fatty acid activation and acylation: Doctoral thesis. Uppsala: Swedish University of Agricultural Sciences, 2006. P. 62.
- Ohlrogge J., Browseb J. Lipid biosynthesis // Plant Cell. 1995. V. 7. P. 957−970.
- Ohsako S., Deguchi T. Stimulation by phosphatidic acid of calcium influx and cyclic mp synthesis in neuroblastoma cells // J. Biol. Chem. 1981. V. 256. P. 1 094 510 948.
- Palmgren M. G. Acridine orange as a probe for measuring pH gradients across membranes: mechanism and limitations // Anal. Biochem. 1991. V. 192. P. 316−321.
- Pappan K., Qin W., Dyer J. H., Zheng L., Wang X. Molecular cloning and functional analysis of polyphosphoinositide-dependent phospholipase D, PLDp, from Arabidopsis // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 7055−7061.
- Pappan К., Wang X. Molecular and biochemical properties and physiological roles of plant phospholipase D // Biochim. Biophys. Acta. 1999. V. 1439. P. 151−166.
- Park J., Gu Y., Lee Y., Yang Z., Lee Y. Phosphatidic acid induces leaf cell death in Arabidopsis by activating the Rho-related small G protein GTPase-mediated pathway of reactive oxygen species generation // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 129 136.
- Patton Ch., Thompson S., Epel D. Some precautions in using chelators to buffer metals in biological solutions // Cell Calcium. 2004. V. 35. P. 427−431.
- Pearce M. L., Slabas A. R. Phosphatidate phosphatase from avocado (Persea americana) purification, subsrate specifity and possible matabolic implications for the Kennedy pathway and cell signalling in plants // Plant J. 1998. V. 14. P. 555−564.
- Pierrugues O., Brutesco C., Oshiro J., Gouy M., Deveaux Y., Carman G. M. Lipid phosphate phosphatases in Arabidopsis. Regulation of the AtLPPl gene in response to stress // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 20 300−20 308.
- Post-Beittenmiller D., Roughan G., Ohlrogge J. B. Regulation of plant fatty acid biosynthesis: analysis of acyl-coenzyme A and acyl-acyl carrier protein substrate pools in Spinach and Pea chloroplasts // Plant Physiol. 1992. V. 100. P. 923−930.
- Potocky M., Elias M., Profotova В., Novotna Z., Valentova O., Zarsky V. Phosphatidic acid produced by phospholipase D is required for tobacco pollen tube growth//Planta. 2003. V. 217. P. 122−130.
- Putney J. W., Weiss J. S J., van de Walle С. M., Haddas R. A. Is phosphatidic acid a calcium ionophore under neurohumoral control? // Nature. 1980. V. 284. P. 345 347.
- Qin C., Wang X. The Arabidopsis phospholipase D family: characterization of a Ca2± independent and phosphatidylcholine selective PLD^l with distinct regulatory domains // Plant Physiol. 2002. V. 128. P. 1057−1068.
- Qin W., Pappan K., Wang X. Molecular heterogeneity of phospholipase D (PLD): cloning of PLDy and regulation of plant PLDa, and (3 polyphosphoinositides and calcium // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 28 267−28 273.
- Riefler M., Novak О., Strnad M., Schmiilling Т. Arabidopsis cytokinin receptor mutants reveal functions in shoot growth, leaf senescence, seed size, germination, root development and cytokinin metabolism // Plant Cell. 2006. V. 18. P. 40−54.
- Ritchie S., Gilroy S. Abscisic acid signal transduction in the barley aleurone is mediated by phospholipase D activity // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 2697−2702.
- Rizzo M. A., Shome K., Watkins S. C., Romero G. The recruitment of Raf-1 to membranes is mediated by direct interaction with phosphatidic acid and is independent of association with Ras // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 23 911−23 918.
- Roughan P. G., Ohlrogge J. B. On the assay of acetyl-COA synthetase in chloroplasts and leaf extracts // Anal. Biochem. 1994. V. 216. P. 77−82.
- Ruelland E., Cantrel C., Gawer M., Kader J. C., Zachowski A. Activation of phospholipases С and D is an early response to a cold exposure in Arabidopsis suspension cells // Plant Physiol. 2002. V. 130. P. 999−1007.
- Ryu S. B. Phospholipid-derived signaling mediated by phospholipase A in plants // Trends Plant Sci. 2004. V. 9. P. 229−235.
- Ryu S. В., Wang X. Activation of phospholipase D and the possible mechanism of activation in wound-induced lipid hydrolysis in castor bean leaves // Biochim. Biophys. Acta. 1996. V. 1303. P. 243−250.
- Ryu S. В., Wang X. Expression of phospholipase D during castor bean leaf senescence//Plant Physiol. 1995. V. 108. P. 713−719.
- Ryu S. В., Wang X. Increase in free linolenic and linoleic acids associated with phospholipase D-mediated hydrolysis of phospholipids in wounded castor bean leaves // Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1393. P. 193−202.
- Saito M., Bourque E., Kanfer J. Studies on base-exchange reaction of phospholipids in rat brain particles and a solubilized system // Arch. Biochem. Biophys. 1975. V. 109. P. 304−317.
- Salmon D. M., Honeyman T. W. Proposed mechanism of holinergic action in smooth muscle//Nature. 1980. V. 284. P. 344−345.
- Sang Y., Cui D., Wang X. Phospholipase D- and phosphatidic acid-mediated generation of superoxide in Arabidopsis // Plant Physiol. 2001. V. 126. P. 1449−1458.
- Sang Y., Zheng S., Li W., Huang В., Wang X. Regulation of plant water loss by manipulating the expression of phospholipase Da // Plant J. 2001. V. 28. P. 135−144.
- Sasaki Y., Hakamada K., Suama Y., Nagano Y., Furusawa I., Matsuno R. Chloroplast-encoded protein as a subunit of acetyl-CoA carboxylase in pea plant // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 25 118−25 123.
- Sato Т. K., Overduin M., Emr S. D. Location, location, location: Membrane targeting directed by PX domains // Science. 2001. V. 294. P. 1881−1885.
- Schmulling T. New insights into the functions of cytokinins in plant development // J. Plant Growth Regul. 2002. V. 21. P. 40−49.
- Schooten В., Testerink Ch., Munnik N. Signalling diacylglycerol pyrophosphate, a new phosphatidic acid metabolite // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1761. P. 151— 159.
- Schweizer E., Hofmann J. Microbial Type I fatty acid synthases (FAS): major players in a network of cellular FAS systems // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2004. V. 68. P. 501−517.
- Sciorra V. A., Rudge S. A., Wang J., McLaughlin S., Engebrecht JoA., Morris J. A. Dual role for phosphoinositides in regulation of yeast and mammalian phospholipase D enzymes // J. Cell Biol. 2002. V. 159. P. 1039−1049.
- Sciorra V. A., Morris A.J. Roles for lipid phosphate phosphatases in regulation of cellular signaling // Biochim. Biophys. Acta. 2002. V. 1582. P. 45−51.
- Serhan C., Anderson P., Goodman E., Dunham P., Weissmann G. Phosphatidate and oxidized fatty acids are calcium ionophores // J. Biol. Chem. 1981. V. 256. P. 2736−2741.
- Serhan С. N., Fridovich J., Goetzl E. J., Dunham P. В., Weissmann G. Leukotriene b4 and phosphatidic acid are calcium ionophores // J. Biol. Chem. 1982. V. 257. P. 4746−4752.
- Siddhanta A., Shields D. Secretory vesicle budding from the trans-Golgi network is mediated by phosphatidic acid levels // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 1 799 517 998.
- Siddiqui R. A., Burtschi D. J., Kovacs R. Phosphatidic acid induces calcium influx in neurophilis via verapamil-sensetive calcium channels // J. Cell. Biochem. 2000. V. 78. P. 297−304.
- Simpson A. W. M. Fluorescent measurement of Ca2+.c. Basic practical considerations // Methods Mol. Biol. 1999. V. 114. P. 3−30.
- Sinclair W., Trewavas A. J. Calcium in gravitropism. Re-examination // Planta. 1997. V. 203. P. 585−590.
- Shacklock P. S., Read N. D., Trewavas A. J. Cytosolic free calcium mediates red light induced photomorphogenesis // Nature. 1992. V. 358. P. 153−155.
- Smith R. G., Gauthier D. A., Dennis D. Т., Turpin D. H. Malate- and pyruvate-dependent fatty acid synthesis in leucoplasts from developing castor endosperm // Plant Physiol. 1992. V. 98. P. 1233−1238.
- Somerville C., Browse J., Jaworski J. G., Ohlrogge J. B. Lipids // Biochemistry and Molecular Biology of Plants / Eds Buchanan В., Gruissem W., Jones R. Rockville: American Society of Plant Physiologists, 2000. p. 456 527.
- Testerink C., Dekker H. L., Lim Z-Y., Johns M. K., Holmes А. В., Koster C. G., Ktistakis N. Т., Munnik T. Isolation and identification of phosphatidic acid targets from plants // Plant J. 2004. V. 39. P. 527−536.
- Testerink C., Munnik T. Phosphatidic acid: a multifunctional stress signaling lipid in plants // Trends Plant Sci. 2005. V. 10. P. 369−374.
- Tyson C. A., Zande H. V., Green D. E. Phospholipids as ionophores // J. Biol. Chem. 1976. V. 251. P. 1326−1332.
- Vaskovsky V. E., Terekhova T. A. HPTLC of phospholipid mixtures containing phosphotidylglycerol // J. High Resol. Chromatogr. Communicat. 1979. V. 2. P. 671 672.
- Wang X. Lipid signaling // Curr. Opin. Plant Biol. 2004. V. 7. P. 329−336.
- Wang X. Molecular analysis of phospholipase D // Trends Plant Sci. 1997. V. 2. P. 261−266.
- Wang X. Multiple forms of phospholipase D in plant: the gene family? Catalytic and regulatory properties, and cellular functions // Prog. Lipid Res. 2000. V. 39. P. 109−149.
- Wang X. Phospholipase D in hormonal and stress signaling // Curr. Opin. Plant Biol. 2002. V. 5. P. 408414.
- Wang X. Plant phospholipases // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2001. V. 52. P. 211−231.
- Wang X. Regulatory functions of phospholipase D and phosphatidic acid in plant growth, development, and stress responses // Plant Physiol. 2005. V. 139. P. 566−573.
- Wang X. The role of phospholipase D in signaling cascades // Plant Physiol. 1999. V. 120. P. 645−651.
- Wang X., Devaiah Sh. P., Zhang W., Welti R. Signaling functions of phosphatidic acid // Prog. Lipid Res. 2006. V. 45. P. 250−278.
- Wang X., Dyer J. H., Zheng L. Purification and immunological analysis of phospholipase D from castor bean endosperm // Arch Biochem. Biophys. 1993. V. 306. P. 486−494.
- Wang X., Wang C., Sanga Y., Qin C., Welti R. Networking of phospholipases in plant signal transduction // Physiol. Plantarum. 2002. V. 115. P. 331−335.
- Welti R., Li W., Li M., Sang Y., Biesiada H., Zhou H-E. Profiling membrane lipids in plant stress responses: role of phospholipase Da in freezing-induced lipid changes in Arabidopsis // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 31 994−32 002.
- Whitaker B. D., Smith D. L., Green К. C. Cloning, characterization and functional expression of a phospholipase Da cDNA from tomato fruit // Physiol. Plantarum. 2001. V. 112. P. 87−94.
- White P. J. Calcium channels in higher plants // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1465. P. 171−189.
- Wissing J. В., Behrbohm H. Diacylglycerol pyrophosphate, a novel phospholipid compound // FEBS Lett. 1993. V. 315. P. 95−99.
- Wissing J. В., Behrbohm H. Phosphatidate kinase, a novel enzyme in phospholipid metabolism. Purification, subcellular localization and occurrence in the plant kingdom//Plant Physiol. 1993. V. 102. P. 1243−1249.
- Wissing J. В., Kornak В., Funke A., Riedel B. Phosphatidate kinase, a novel enzyme in phospholipid metabolism. Characterization of the enzyme from suspension-cultured Cafharanfhus roseus cells // Plant Physiol. 1994. V. 105. P. 903 909.
- Wu W. I., Liu Y., Riedel В., Wissing J. В., Fischl A. S., Carman G. M. Purification and characterization of diacylglycerol pyrophosphate phosphatase from Saccharomyces cerevisiae /7 J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 1868−1876.
- Yuan D. S. Zink-regulated genes in Saccharomyces cerevisiae revealed by transposon tagging // Genetics. 2000. V. 156. P. 45−58.
- Zalejski C., Zhang Z., Quettier A-L., Maldiney R., Bonnet M., Brault M. Diacylglycerol pyrophosphate is a second messenger of abscisic acid signaling in Arabidopsis thaliana suspension cells // Plant J. 2005. V. 42. P. 145−150.
- Zhang W., Qin C., Zhao J., Wang X. Phospholipase Dal-derived phosphatidic acid interacts with ABI1 phosphatase 2C and regulates abscisic acid signaling // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. P. 9508−9513.
- Zhang W., Wang C., Qin C., Wood Т., Olafsdottir G., Welti R., Wang X. The oleate-stimulated phospholipase D, PLD5 and phosphatidic acid decrease H2C>2-induced cell death in Arabidopsis // Plant Cell. 2003. V. 15. P. 2285−2295.
- Zonia L., Munnik T. Osmotically induced cell swelling versus cell shrinking elicits specific changes in phospholipid signals in tobacco pollen tubes // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 813−823.
- Zu Heringdorf D. M., Jakobs К. H. Lysophospholipid receptors: signalling, pharmacology and regulation by lysophospholipid metabolism // Biochim. Biophys. Acta. 2007. V. 1768. P. 923−940.