Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Молекулярно-генетический анализ растений-регенерантов, полученных из длительно культивируемых каллусов гороха

Диссертация: Молекулярно-генетический анализ растений-регенерантов, полученных из длительно культивируемых каллусов гороха
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В проведенной работе было показано, что уровень изменчивости, выявленный у регенерантов, полученных после десяти лет культивирования каллусов, не превышал изменчивости у сомаклонов гороха, полученных из более молодой культуры клеток (после 2 лет культивирования in vitro). Возможно, это связано с тем, что большинство изменений на молекулярном уровне происходит на ранних этапах культивирования под… Читать ещё >

Содержание

  • Глава 1. Обзор литературы
    • 1. 1. Использование культуры клеток и тканей растений
    • 1. 2. Генетические изменения, возникающие в культуре клеток и тканей растений
      • 1. 2. 1. Изменение плоидности и числа хромосом
      • 1. 2. 2. Хромосомные мутации
      • 1. 2. 3. Генные мутации
      • 1. 2. 4. Внехромосомные изменения
    • 1. 3. Факторы, вызывающие генетическую нестабильность культивируемых клеток
      • 1. 3. 1. Гетерогенность исходного материала
      • 1. 3. 3. Условия культивирования
      • 1. 3. 4. Влияние типа экспланта растения
      • 1. 3. 5. Типы морфогенеза
      • 1. 3. 6. Продолжительность культивирования
    • 1. 4. Механизмы сомаклональной изменчивости
    • 1. 5. Способы выявления сомаклональной изменчивости
      • 1. 5. 1. Фенотипический (морфологический) уровень
      • 1. 5. 2. Цитогенетическое изучение
      • 1. 5. 3. Выявление полиморфизма на молекулярном уровне
        • 1. 5. 3. 1. Белковые маркеры
        • 1. 5. 3. 2. Методы анализа полиморфизма ДНК
        • 1. 5. 3. 2. 1. Молекулярные маркеры на основе ПДРФ
        • 1. 5. 3. 2. 2. Анализ полиморфизма генома методом полимеразной цепной реакции
  • — RAPD анализ
  • — ISSR маркеры
  • — STS маркеры
  • — AFLP маркеры
  • Комплексный анализ сомаклональной изменчивости
  • Глава 2. Материалы и методы
    • 2. 1. Исходный материал
    • 2. 2. Введение клеток в культуру in vitro и получение растений-регенерантов
    • 2. 3. Анализ пыльцы у растений — регенерантов
    • 2. 4. Выделение ДНК гороха для ПЦР-анализа
    • 2. 5. Метод ПЦР-анализа с использованием RAPD- и ISSR-праймеров
    • 2. 6. Проведение электрофореза в агарозном геле
    • 2. 7. Клонирование фрагмента
      • 2. 7. 1. Выделение фрагментов из геля
      • 2. 7. 2. Лигирование фрагментов ДНК с pGEM-T вектором
      • 2. 7. 3. Трансформация Е. coli (штамма JM 109) плазмидной ДНК
    • 2. 8. Выделение плазмидной ДНК из E. coli JM
    • 2. 9. Анализ плазмидной ДНК на наличие вставки
    • 2. 10. Секвенировани е
    • 2. 11. Полное секвенирование длинных фрагментов
    • 2. 12. Математические методы обработки данных
      • 2. 12. 1. Статистические методы
      • 2. 12. 2. Качественная и количественная оценка полиморфизма
    • 2. 13. Анализ нуклеотидных последовательностей
  • Глава 3. Результаты и обсуждение
    • 3. 1. Получение исходного материала
    • 3. 2. Анализ физиологических, морфологических и количественных признаков у регенерантов гороха в потомстве Rj — R
    • 3. 3. Молекулярно-генетический анализ растений — регенерантов (R0) и сомаклонов гороха
      • 3. 3. 1. Молекулярно-генетический анализ растений — регенерантов первой группы, полученных после восьми месяцев культивирования каллусов в условиях in vitro
      • 3. 3. 2. Молекулярно-генетический анализ растений — регенерантов второй группы, полученных после десяти лет культивирования каллусов в условиях in vitro
      • 3. 3. 3. Количественная оценка полиморфизма ДНК у регенерантов гороха Ro с помощью молекулярных RAPD- и ISSR- маркеров
      • 3. 3. 4. Молекулярно-генетический анализ сомаклонов гороха
    • 3. 4. Анализ наследования полиморфных фрагментов
    • 3. 5. Сиквенс полиморфных нуклеотидных последовательностей, выявляемых RAPD- и ISSR- методами
      • 3. 5. 1. Фрагмент В340#
        • 3. 5. 2. 0. pameHTQR5#
      • 3. 5. 3. Фрагмент V#
      • 3. 5. 4. Фрагмент С5#
      • 3. 5. 5. Фрагмент ВЗ18#
      • 3. 5. 6. Фрагмент В474#

Молекулярно-генетический анализ растений-регенерантов, полученных из длительно культивируемых каллусов гороха (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. Культура клеток и тканей растений представляет большой интерес для физиологов, генетиков и селекционеров, а также специалистов в области клеточной и молекулярной биологии. Она является уникальной экспериментально созданной биологической системой, состоящей из популяции дедифференцированных соматических клеток, которые могут регенерировать в интактное растение.

Культуру клеток широко используют для изучения фундаментальных проблем биологии — особенностей организации и эволюции генома, а также для микроклонального размножения и клеточной селекции, связанной с получением новых форм растений (например, устойчивых к абиотическим факторам, токсинам, патогенам или гербицидам).

Как известно, условия выращивания клеток (тканей) в системе in vitro и процесс каллусообразования являются стрессовыми факторами, которые приводят к появлению так называемой сомаклональной изменчивости в каллусных клетках, а также у растений — регенерантов (Larkin and Scowcroft 1981; McClintoc, 1984). Однако такие сомаклональные изменения могут иметь как наследственнуюгенетическую природу так и являться длительными модификациями. В связи с выше сказанным, при работе с культурой клеток необходимо знание закономерностей изменчивости и возможности ее регуляции в зависимости от цели эксперимента.

До недавнего времени большинство работ, посвященных изучению сомаклональной вариабельности, было связано с описанием морфологических и цитогенетических изменений у растенийрегенерантов, однако часто анализ таких признаков затруднен, а генетическая природа таких изменений остается неясной. Так, например, фенотипические изменения могут иметь как генетическую, так и эпигенетическую природу (Kaeppler et. al., 2000), а с помощью цитогенетических подходов можно обнаружить только крупные хромосомные перестройки или изменение уровня плоидности. Молекулярные маркеры позволяют устранить эти недостатки.

В последнее время для исследования сомаклональной изменчивости широко используются молекулярные маркеры, основанные на ПЦР, которые выявляют изменения в нуклеотидной последовательности ДНК, в частности RAPD (Random Amplified Polymorphic DNA) и ISSR (Inter Simple Sequence Repeats) маркеры, которые выявляют изменения в нуклеотидной последовательности ДНК, в том числе и нейтральные мутации.

Одна из основных причин нестабильности генома в культуре клеток растений — это длительное пассирование тканевых культур, которое приводит к накоплению в них генетических изменений. Молекулярные методы дают возможность проследить генетическую изменчивость на разных этапах культивирования клеток и сделать предположения о времени и природе возникновения мутаций. Ранее в нашей лаборатории с помощью RAPD метода был успешно проведен анализ сомаклонов гороха, полученных после двух лет культивирования каллусов и количественно определены различия в RAPDспектрах по сравнению с исходной линией (Кокаева и др., 1997).

Цель исследования заключалась в изучении сомаклональной изменчивости среди растений-регенерантов трех генотипов гороха (Виола, W-l, R-9), которые были получены из каллусов разной продолжительности культивирования.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Ввести в культуру клеток и тканей разные генотипы гороха (Виола, W-l, R-9).

2. Получить растения — регенеранты из культуры in vitro разной продолжительности культивирования: 8 месячного каллуса и из длительно культивируемого каллуса (более 10 лет).

3. Провести анализ морфологических и количественных признаков у регенерантов Ro и потомства сомаклонов R^ и R2.

4. Выявить полиморфные RAPD и ISSR маркеры, отличающие регенеранты (Ro) от исходной линии и проследить их наследуемость в следующих поколениях R! и R2.

5. На основании полученных данных выяснить влияние исходного генотипа и продолжительности культивирования на накопление генетических изменений на молекулярном уровне в культуре клеток и тканей гороха.

6. Клонировать и секвенировать полиморфные фрагменты. Полученные нуклеотидные последовательности сравнить с имеющейся базой данных GeneBank, используя алгоритм blastn. На основании полученных данных сделать предположение о природе сомаклональной изменчивости.

133 Выводы.

1. Оптимизирована технология длительного культивирования морфогенных каллусов разных генотипов гороха (Виола, W-1, R-9) и последующего получения растений-регенерантов. Созданы две группы растений — регенерантов выращенных из каллусов гороха разной продолжительности культивирования: 8-месячного каллуса и из длительно культивируемого каллуса (более 10 лет).

2. Установлено, что увеличение продолжительности культивирования каллусов с 8 месяцев до 10 лет резко снижает регенерационную способность побегов из культуры тканей, уменьшает жизнеспособность и плодовитость регенерантов.

3. У семенного потомства регенерантов Ro (сомаклонов Rj и R2) наблюдается изменение как морфологических, так и количественных признаков. В большинстве случаев количественные показатели признаков урожайности снижаются по сравнению с контролем.

4. Использование молекулярных (RAPD и ISSR) методов для исследования регенерантов Ro показало, что на способность накопления мутационных изменений в культуре клеток in vitro главным образом оказывает влияние исходный генотип растения.

5. При сравнении уровня изменчивости у двух групп регенерантов показано, что регенеранты, полученные после десяти лет культивирования каллусов, имели более высокий полиморфизм по сравнению с регенерантами, полученными из молодой культуры тканей.

6. Показано, что полиморфные RAPDи ISSRфрагменты наследуются в следующих поколениях (Rj и R2) как доминантные признаки.

7. При помощи программы GeneBee BLAST 2.2.2. установлена гомология некоторых полиморфных фрагментов с повторяющейся последовательностью, с участками хлоропластного генома и ретротранспозонами гороха: Ту 3 copia и Ogre, а также гомология с последовательностью люцерны и митохондриальной ДНК растительного генома.

Заключение

.

Для всех изучаемых генотипов (R-9, W-1 и сорт Виола) гороха были подобраны условия для длительного культивирования каллуса. В качестве экспланта оптимальным для введения в культуру in vitro по сравнению с междоузлием и гипокотилем является использование апикальной меристемы.

В зависимости от продолжительности культивирования исходных каллусов было получено две группы растений-регенерантов гороха. Первая группа регенерантов была получена после 8 месяцев, вторая — после 10 лет культивирования каллусов.

Все регенеранты Ro, полученные из восьмимесячного каллуса, фенотипически не отличались от исходной линии, из которой они были получены. В то же время, у выживших регенерантов Виолы, полученных после десяти лет культивирования каллуса, были обнаружены сильные фенотипические изменения. Изменения связаны с удлинением периода вегетации, увеличением побегообразования — до 4−5 побегов, мелколистностью, дефектным развитием цветка (уменьшенный размер цветка, укороченные тычинки, стерильная пыльца). Увеличение продолжительности культивирования с 8 месяцев до 10 лет приводило к снижению доли жизнеспособных регенерантов и увеличению числа стерильных растений. Показано, что на жизнеспособность регенерантов, полученных после 10 лет культивирования, сильное влияние оказывает генотип исходного растения.

У семенного потомства растений-регенерантов был проведен анализ морфологических и количественных признаков. Наибольшая изменчивость была характерна для сомаклонов Rj, что говорит о высокой гетерогенности первого поколения. В большинстве случаев происходило снижение средних значений по количественным признакам, однако наблюдалось также появление форм с положительными свойствами. Анализ морфологических признаков у сомаклонов Rj и R2 показал, что мутации, связанные с изменением воскового налета и изменение габитуса растения наследуются и, следовательно, имеют генетическую природу. Однако, большинство изменений, обнаруженных на фенотипическом уровне, не наследовались и являлись морфозами, которые связанны, по-видимому, с эпигенетическими изменениями.

С помощью RAPDи ISSRанализа были обнаружены изменения ДНК у регенерантов обеих групп и полученных ранее сомаклонов гороха на молекулярном уровне. При изучении регенерантов гороха наблюдалось увеличение уровня изменчивости в зависимости от продолжительности культивирования каллусов и исходного генотипа. Уровень изменчивости для регенерантов гороха, полученных из каллусов после 8 месяцев культивирования, варьировал в зависимости от генотипа от 0 до 5,6%, а для регенерантов, полученных после десяти лет культивирования — от 0,7 до 9,6%.

В проведенной работе было показано, что уровень изменчивости, выявленный у регенерантов, полученных после десяти лет культивирования каллусов, не превышал изменчивости у сомаклонов гороха, полученных из более молодой культуры клеток (после 2 лет культивирования in vitro). Возможно, это связано с тем, что большинство изменений на молекулярном уровне происходит на ранних этапах культивирования под действием приспособления клеток к условиям культивирования in vitro. Затем под влиянием новой окружающей среды и стабилизирующего отбора формируется клеточная популяция, которой свойственен физиологический и генетический гомеостаз.

При построении дендрограммы для регенерантов разных генотипов, наглядно можно было выделить два кластера, которые соответствовали двум группам растений-регенерантов, различающихся по продолжительности культивирования каллусов.

Для более глубокого понимания природы сомаклональной изменчивости полиморфные RAPDи ISSRфрагменты были клонировны и секвенированы. Для шести из двадцати полиморфных фрагментов по базе данных GenBank была выявлена гомология с известными последовательностями. Из базы данных GenBank установлена гомология с последовательностью ДНК люцерны, с повторяющейся последовательностью гороха, с участками хлоропластного генома ДНК гороха и ретротранспозонами гороха Ту 3 copia и Ogreа также для одного фрагмента была найдена гомология с митохондриальной ДНК растительного генома.

Таким образом, в данной работе продемонстрировано успешное использование молекулярных RAPDи ISSRмаркеров для изучения сомаклональной изменчивости у регенерантов трех генотипов гороха, полученных из каллусных клеток с разной продолжительностью культивирования. Анализ последовательностей полиморфных фрагментов дает возможность предположить, в каких районах ДНК локализуются мутации, возникающие в культуре in vitro.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Н.В. Полевая оценка сомаклонов пшеницы на устойчивость к корневой гнили.// В кн. Защита растений от вредителей и болезней на юго-востоке России. Саратов. 1994. С. 90−94.
  2. С.А., Петрова. Т.Ф., Гапоненко А. К. ¦ Цитогенетика культивируемых in vitro соматических клеток и растений-регенерантов Triticum durum Desf.// Цитология и генетика 1994. Т. 28. № 4. С. 23−30.
  3. A.M., Ежова Т. А., Хартина Г. А., Гостимский С. А. Получение длительно культивируемых каллусов и анализ сомаклональной изменчивости у регенерантов зерновых и овощных сортов гороха. // Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 16, Биология. 1991. № 1. С. 28−33.
  4. Е.А., Александружкина Н. И., Кирнос М. Д. Метилирование ДНК в суспензионной культуре клеток табака при обработке фитогормонами. //Биол. Науки. 1980. № 4. С.103−110.
  5. Белянская C. JL, Шамина З. Б. Получение и характеристика клонов риса, резистентных к стрессовым факторам // Физиология растений. 1993. Т.40. № 4, С. 681−685.
  6. Р.Г. Жизнь клетки вне организма.// «Знание» серия биология. М. 1975 вып. 8. С. 1−8.
  7. С.А. Генетическая изменчивость клеток растений при культивировании // Успехи современной генетики. 1987. Т 14. Москва. «Наука». С. 48−63.
  8. С.А., Багрова A.M., Ежова Т. А. Обнаружение и цитогенетический анализ изменчивости, возникающей при регенерации растений из культуры тканей посевного гороха.// Доклады Академии Наук СССР. 1985., Т.283, № 4.С.1107−1011.
  9. Е.К., Кунах В. А. Изменения в распределении гетерохроматина в хромосомах диплоидных клеток Crepis capillaris L. Wallr. в культуре in vitro.// Докл. АН УССР Сер.Б. 1988. № 9. С. 66.
  10. Е.В., Цевелева О. Н., Пельтек С. Е., Бабенко В. Н., Сидорчук Ю. В., Шумный В. К. Сомаклональная изменчивость морфологических и биохимических признаков у растений-регенерантов люцерны. // Физиология растений. 1997. Т. 44. № 5. С. 775−781.
  11. . Ю.И., Ларина С. Н., Болонкина Ю. В. Анализ изменчивости регенерантов инбредной линии кукурузы А188.// Генетика 1992. Т.28. № 26.С. 74−82.
  12. . Ю.И., Шамина З. Б. Современные представления о причинах и механизмах сомаклональной изменчивости. В кн.: Молекулярные механизмы генетических процессов. М. «Наука». 1991. С. 123−127.
  13. Д. Б., Клоке Э. Быстрая и экономичная технология RAPD анализа растительных геномов. // Генетика. 1997. Т. 33. № 4. С. 445−450.
  14. Т.А., Багрова А. М., Гостимский С. А. Побегообразование в каллусах из верхушек стеблей, эпикотелей, междоузлий и листьев различных генотипов гороха. // Физиология растений. 1985. Т. 32. Вып. 3. С.513−520.
  15. Т.А., Багрова А. М., Хартина Г. А., Гостимский С. А. Изучение наследуемости сомаклональных изменений у регенерантов посевного гороха (Pisum sativum L.) // Генетика. 1989. Т. XXV, № 5. С.878 885.
  16. Т.А., Ляпкова Н. С., Ныь Ван Н.Т., Петрова Т. В., Гостимский С. А. Цитологическое изучение действия гербицидов в системе in vitro у гороха.// Генетика. 1992. Т. 28. № 8. С. 121 129.
  17. С.Э.- Смоленская И.Н.- Носов А. В. Быстрорастущая суспензионная культура клеток и протопласты пшеницы Тимофеева. // Физиология растений, 1993. Т.40. № 2. С. 300−306.
  18. Е.А. Клеточная селекция растений на устойчивость к грибным болезням. // Автореф. дис. д-ра биол. наук, 2003. М. С. 53.
  19. М.Д.- Александрушкина Н.И.- Власова Т.И.- Ванюшин Б. Ф. Структурная и функциональная организация метилирования реплицирующегося генома растений.// Молекуляр.биология. 1995. Т. 29. вып.6. С. 1242−1257.
  20. Н. П. Клональное микроразмножение ежевики и жимолости и перспективы его использования в Казахстане. // Садоводство и виноградарство. 2004. N 4. С. 14−16.
  21. О.Н.- Дунаева С.Е. Кариотипическая характеристика пассируемого каллуса ячменя в связи с его регенерационной способностью. // Науч.-техн. бюл. ВИР, 1987- Т. 170, С. 55−60.
  22. О.В. Идентификация, клонирование и исследование молекулярных маркеров генома гороха. // автореферат кандидата биологических наук. Москва 2003. С. 24.
  23. М.М., Артюкова Е. В., Болтенков Е. В., Лауве JI.C. Сомаклональная изменчивость Iris pseudacorus L. по данным RAPD- и цитогенетического анализа. //Биотехнология. 2004, № 2, С. 13−23.
  24. М.М., Артюкова Е. В., Лауве Л. С., Журавлев Ю. Н., Реунова Г. Д. Генетическая изменчивость каллусных линий женьшеня Panax ginseng II Биотехнология. 2001, № 1, С. 19−26.
  25. З.Г., Боброва В. К., Вальехо-Роман К.М., Гостимский С. А., Троицкий А. В. RAPD-анализ сомаклональной и межсортовой изменчивости гороха. // Доклады Академии Наук, 1997, Т 355, № 1, С. 134 136.
  26. З.Г., Боброва В. К., Гостимский С. А., Троицкий А. В. Наследование и характеристика RAPD- маркеров, выявленных у сомаклональных вариантов гороха.// Доклады академии наук, 2000, Т. 372, № 4, С. 565 -567.
  27. Е.З., Супрунова Т. П. Идентификация видового и сортового полиморфизма у томатов.//Генетика. 1999, Т.35, № 10. С. 1386−1389.
  28. В.А. Геномная изменчивость соматических клеток растений. 1. Изменчивость в онтогенезе. // Биополимеры и клетка. 1994. Т. 10. С. 5−35.
  29. В.А. Геномная изменчивость соматических клеток растений.// 4. Изменчивость в процессе дифференцировки и каллусообразования in vitro.// Биополимеры и клетка. 1998. Т. 14, № 4. С. 298−319.
  30. В.А. Изменчивость растительного генома в процессе дедифференцировки и каллусообразования in vitro.// Физиология растений, 1999, Т. 46, № 6, С. 919−929.
  31. В.А. Особенности структурного мутагенеза в популяциях культивируемых клеток растений.// Успехи современной генетики. Вып. 12./ Под ред. Дубинина Н. П. М.: Наука, 1984. С. 30−62.
  32. JI.A.- Харченко П.Н.- Ковалева Е. Н. Использование методов биотехнологии в селекции риса. // В кн. Состояние и перспективы развития с.-х. биотехнологии. JI. 1986. С. 92−96.
  33. А.А. Клеточные технологии создания исходного материала для селекции картофеля.// В кн. Создание и использование исходного материала в селекции картофеля. Киев, 1993. С. 11−20.
  34. М.П. Клональное микроразмножение промышленных сортов гладиолуса.// Автореф. дис. канд. с.-х. наук. М.1998. С. 19.
  35. М.П. Изучение генетического полиморфизма представителей рода Stachys in vitro и in vivo.// дис. канд. биол. наук. М., 2003, С. 24.
  36. М.П. и Хадеева Н.В. Особенности морфогенеза и появление вариаций при микроклональном размножении разных видов стахиса.// Генетика. 2004 Т.40, № 7, С.916−924.
  37. С.В., Картель Н. А. Молекулярные маркеры в генетическом картировании растений.// Молекулярная биология. 1997. Т.31, № 2, С. 197 208.
  38. Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. //Изд-во Мир, Москва. 1984. С.
  39. И. Г. Леонова И.Н., Салина Е. А., Чураев Р. Н., Мардамшин А. Г. Влияние генома и типа специализации тканей экспланта на способность каллусной ткани борца северногок длительному культивированию in vitro.// Биотехнология. 2002. № 2. С.37−41.
  40. Е.С. Вариабельность ДНК-маркеров (RAPD, ISSR) при самоклональной изменчивости у кукурузы // диссертация канд. биол. наук Москва. 2003. С. 122.
  41. Е.С., Ковеза О. В., Троицкий А. В., Долгих Ю. И., Шамина З. Б., Гостимский С. А. Выявление специфических RAPD- и ISSR-фрагментов у сомаклонов кукурузы (Zea mays L.) и создание на их основе SCAR-маркеров. //Генетика. 2003. Т. 39. № 12. С. 1664−1672.
  42. Е.С., Кокаева З. Г., Троицкий А. В., Долгих Ю. И., Шамина З. Б., Гостимский С.А. RAPD- анализ сомаклонов кукурузы. // Генетика, 2001, Т. 37, № 1, С. 91−96.
  43. В. Н. Производство оздоровленной рассады и товарной земляники в одной системе // Садоводство и виноградарство. 2004. № 4. С. 18−19.
  44. А.С., Волкова Л. А. Криосохранение и некоторые изменения культур клеток диоскореи на среде без витаминов.// Физиология растений. 1994. Т.41. № 6. С. 923−928.
  45. О.А., Агаркова З. В. Коробова JI.H. Количественные вариации признаков сомаклональной изменчивости нута (Cicer arietinum L.) Сиб. Вестн.с.-х. науки. 2002, № 3−4. С. 40−46.
  46. Ю.М., Календарь Р. Н. Генетический полиморфизм ячменя, выявленный ПЦР с произвольными праймерами.// Генетика 1995. 31 (10) С. 1358−1364.
  47. В.А. Биотехнология растений. Клеточная селекция. Киев: «Наук. Думка». 1990. С. 280.
  48. В.А., Сидорова Н. В. Сомаклональная изменчивость — источник генетического разнообразия у растений.// Цитология и генетика. 1987. Т. 21. № 3. С. 230−234.
  49. М.В. Межродовая гибридизация в семействе (Solanaceae) путем слияния изолированных протопластов // Автореф. дис. канд. биол. наук. 1983. С. 22.
  50. У.Р. Сомаклональная изменчивость: миф о клональном микроразмножении. // В кн: Мобильность генома растений. М.: Агропромиздат 1990. С. 228−260.
  51. Г. В. Использование культуры тканей in vitro в селекции гороха. //Автореф. канд. биол. наук. Орел. 2005. С. 20.
  52. О.П. Клональное микроразмножение картофеля: проблемы и перспективы. // Вопр. картофелеводства. М., 2001, С. 292−299.
  53. Э. Е. Молекулярная селекция растений: ДНК технологии создания новых сортов сельскохозяйственных культур.// Сельскохозяйственная биология. 2003. № 3. С.26−41.
  54. Ц. Д., Рыжик М. В., Ананьев Е. В., Гапоненко А. К., Искаков А. Р., Созинов А. А. Деметилирование рДНК в каллусной ткани ячменя, культивируемой in vitro.// Докл. АН СССР. 1986. Т. 290. С. 1249−1252.
  55. Ц.Д. Изучение организации и межсортового полиморфизма кластера генов и межсортового полиморфизма кластера генов 18−26s рРНК 5s рРНК ячменя. // Автореф. дис. канд. биол. наук. Ин-т общей генетики им. Н. И. Вавилова. М. 1987. С. 18.
  56. И.А., Хадеева Н. В., Кочиева Е. З. Использование биохимических и молекулярных маркеров для выявления полиморфизма генома овощного стахиса при микроклональном размножении.// Сельскохозяйственная биотехнология. 2001. Т.2, С. 54−60.
  57. Ю.В. ДНК фингерпринтинг и анализ генетического разнообразия у растений.// Сельскохозяйственная биология. 2005. N 1. С. 20−40.
  58. С.В. Влияние продолжительности длительного культивирования in vitro на морфологические характеристики и генетическкую стабильность линий каллусной ткани солодки голой. // Диссертация канд. биол. наук. УФА 2002. С. 140.
  59. Шамина 3. Б. Генетическая изменчивость в популяциях соматических клеток растений в культуре.// Автореферат докт. биол. наук. Л. 1988. С. 34.
  60. З.Б. Особенности генетической изменчивости соматических клеток растений. // Биотехнология. 1987. Т. 3. № 3. С. 361−364.
  61. З.Б. Стратегия получения мутантных штаммов клеток растений- продуцентов биологически активных веществ.// Физиология растений. 1994. Т. 41. Р. 879−884.
  62. И.Ф. Культура клеток и тканей пшеницы in vitro. // Диссертация докт. биол. наук. 2001. СПб. С. 219.
  63. А.Б., Филиппова Г. И., Омельянчук Н. А., Вершинин А. В. Реорганизация высокоповторяющейся ДНК генома ячменя в условиях культивирования in vitro.// Генетика. 1994. Т.30, N 7, С. 879−885.
  64. Ahloowalia B.S. Production and performance of potato mini-tubers.// Euphytica, 1994- V. 75. № 3. P. 163−172.
  65. Ahloowalia B.S. Transmission of somaclonal variation in wheat. // Euphytica 1985. V. 34. P. 525−537.
  66. Al-Zahim M.A., B.V. Ford-Lloyd, H.J. Newbury. Detection of somaclonal variation in garlic {Allium sativum L.) using RAPD and cytological analysis.// Plant Cell Reports. 1999. V. 18. P. 473−477.
  67. Armstrong C.L., and R.L. Phillips. Genetic and cytogenetic variation in plants regenerated from organogenic and friable, embryogenic tissue cultures of Maize.// Crop Sci. 1988. V. 28. P. 363−369.
  68. Arnholdt-Schmitt, В. Physiological aspects of genome variability in tissue culture. II. Growth phase-dependent quantitative variability of repetitive BstNl fragments of primary cultures of Daucus carota L.// Theor. Appl. Genet. 1995. V. 91. P. 816−823.
  69. Arnholdt-Schmitt, B. Rapid changes in amplification and methylation pattern of genomic DNA in cultured carrot root explants (Daucus carota L.).// Theor. Appl. Genet. 1993. V. 85. P. 793−800.
  70. Barsby T.L., Yarrow S.A., Kemble R.J., Grant I. The transfer of cytoplasmic male sterility to winter-type oilseed rape (Brassica napus L.) by protoplast fusion .// Plant Sc, 1987. T. 53. N 3. P. 243−248.
  71. Bassam B.J., Bentley S. DNA fingerprinting using arbitrary primer technology (APT): a tool or a torment.// Aust Biotechnol. 1994. V. 4. P. 232 236.
  72. Bayliss M.W. Chromosomal variation in tissue culture.// Intern Rev Cytol Supple. 11 A. 1980. P. 113−114.
  73. Ben Chaim A., R.C. Grube, M. Lapidot, M. Jahn, I. Paran Identification of quantitative trait loci associated with resistance to cucumber mosaic virus in Capsicum annuum.// TAG 2001. V.102, P. 1213−1220.
  74. Bennici A., Caffaro L. Karyological Behavior during the First Phases of Differentiation and Habituation in Nicotiana bigelovii.// Protoplasma. 1985. V. 124. P. 130−134.
  75. Benzion G., Phillips R.L. Cytogenetic stability of maize tissue cultures. A cell line pedigree analysis.// Genome. 1988. V.30. P. 318−325.
  76. Blair M.W., Panaud O., McCouch S.R. Inter-simple sequence repeat (ISSR) amplification for analysis of microsatellite motif frequency and fingerprinting in rice (
  77. Bogani P., Simoni A., Lio P. et al. Genome flux in tomato cell clones cultured in vitro in different physiological equilibria II A. RAPD analysis of variability // Genom. 1996. V. 39. P. 846−853.
  78. Bogani P., Simoni A., Lio P. et al. Molecular variation in plant cell populations evolving in different physiological contexts. // Genome 2001. V. 44. P. 549−558.
  79. Brears T, Curtis GJ, Lonsdale DM. A specific rearrangement of mitochondrial DNA induced by tissue culture.// Theor. and Appl. Gene. 1989. V. 77. P. 620−624
  80. Brettell, R.I.S., Dennis, E.S., Scowcroft, W.R. and Peacock, W.J. Molecular analysis of a somaclonal variant of alcoholdehydrogenase. Mol. Gen. Genet. 1986. 202: 335−344.
  81. Brossard D. Etude Cytophotometrique des Variations du Contenu en DNA Nucleaire au Cours de la Dedifferenceation de la Moelle de Tabak (Nicotiana tabacum) Cultivee in vitro.// Сотр. Rend. Acad. Sci. 1974. V. 278D. P. 25 172 520.
  82. Brown P.T.H., Gobel E., Lorz H. RFLP analysis of Zea mays callus cultures and their regenerated plants. // TAG. 1991. V.81. P. 227−232.
  83. Caetano-Anolles. G., B.J. Bassam and Gresshoff P.M. DNA amplification fingerprinting using short arbitrary oligonucleotide primers.// BioTechnology 1991. V. 9. P. 553−557.
  84. Castillo A.M., Valles M.P., Cistue L. Comparison of anther and isolated microspore cultures in barley.// Euphytica. 2000. V. 113. № 1. P. 1−8.
  85. Cecchini E., Natali L., Cavallini A., Durante M. DNA variationals in regenerated plans of pea {Pisum sativum L.). // TAG 1992. V. 84. P. 874−879.
  86. Creissen S.S. and A. Karp. Karyotypic changes in potato plants regenerated from protoplasts.// Plant Cell Tiss Org Cult. 1985. V. 4. P. 171−182.
  87. Cullis C. A Cleary W. DNA Variation in Flax Tissue Culture. // Can. J. Genet.Cytol.1986. V.28. P.247−251.
  88. D' Amato F. Chromosome variation in cultured cell and regenerated plants.// a Frontiers of plant tissue culture. Calgari. Calgari Univ. press, 1978. P. 287−295.
  89. Dan Y and Stephens CT DNA polymorphism in somaclonal variants of Asparagus officinalis L. resistant to Fusarium axysporum f. sp. asparagi. Plant Tissue Culture and Biotechnology. 1997. V. 3(2). P. 89−96.
  90. De Klerk G.J. How to measure somaclonal variation.// Acta Botanica Neerlandica 1990. V. 39. P.129−144.
  91. Demarly Y. Experimental and theoretical approach of in vitro variations.// In: Somaclonal Variation and Crop Improvement (Semai J. ed.), Dordrecht, Nijhoff. 1986. P. 84−99.
  92. Dennis, E.S., Brettell, R.I.S. and Peacock, W.J. A tissue culture induced Adhl null mutant of maize results from a single base change. Mol. Gen. Genet. 1987. V. 210. P. 181−183.
  93. Deumling, B. Clermont, L. Changes in DNA content and chromosomal size during cell culture and plant regeneration of Scilla siberica: selective chromatin diminution in response to environmental conditions .// Chromosoma 1989. V. 97. P. 439−448.
  94. Dewey R.E., Tomothy D.H., Levings C. S. A mitochondrial protein associated with cytoplasmic male-sterility in the T cytoplasm of mail.// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84. P. 5374−5378.
  95. Durante M., Geri С., Grisvard J., Parenti R., Buiatti M. Variation in DNA complexity in Nicotiana glauca tissue cultures. I. Pith tissue dedifferentiation in vitro. // Protoplasma 1983. V. 144. P. 114−118.
  96. Dolezel J. S., NovaK F.J. Effect of plant tissue culture media on the frequency of somatic mutation in Tradescantia stamen hairs.// Z. Planzenphysiol. 1984. V. 114. P. 51−58.
  97. Earle E.D., Kuehnle A.R., Somaclonal variation in maize.// In Biotechnology in Agriculture and Forestry. Somaclonal variation in Crop Improvement. (Y. P. S. Bajaj ed.) 1990 V. 11. P. 326−351.
  98. Evans D.A. and Sharp W.R. Single gene mutation in tomato plants regenerated from tissue culture.// Science 1983. V. 221. P. 949−951.
  99. Ezhova T.A., Bagrova A.M., Gostimski S.A. Cell selection as a possible reason for the specificity of Somaclonal variation in pea. // Plant breeding. 1995. V. 144. P. 520−524.
  100. Fang D.Q., Roose M.L. Identification of closely related citrus cultivars with inter-simple sequence repeats markers. // TAG. 1997. V. 95. P. 408−417.
  101. Felsenstein J. Confidence Limits on Phylogenies: An Approach Using the Bootstrap. //Evolution. 1985. V. 38. P. 783−791.
  102. Gamborg O.L., Miller R.A., Ojima K. Nutrient requirements of suspension culture of soybean root cells. //Exp.Cell Res. 1968. V. 50. P. 150−155.
  103. Gaponenco A. K., PetrovaT.F., Isararov A. R., Sozinov A. A. Cytogenetics of in vitro cultured somatic cell and regenerated plants of barley {Hordeum vulgare L.)// Theor. and Appl. Genet. 1988. V. 75. P. 905−911.
  104. Gesteira A.S., Otoni W.C., Barros E.G., Moreira M.A. RAPD based detection of genomic instability in soybean plants derived from somatic embryogenesis. // Plant Breeding 2002, V. 121. P. 269−271.
  105. Godwin I. D., Sangduen N., Kunanuvatchaidach R., Peperidis G., Adkins S.W. RAPD polymorphisms among variant and phenotypically normal Rice {Oryza sativa Var Indica) somaclonal progenies.// Plant Cell Reports. 1997. V.16. № 5. P. 320−324.
  106. Griga M. Direct somatic embryogenesis from shoot apical meristems of pea, and thidiazuron-induced high conversion rate of somatic embryos.// Biologia plantarum 1998. V. 41 (4). P. 481−495.
  107. Griga M. Morphological alterations in sterile mutant of Pisum sativum obtained via somatic embryogenesis.// Biologia plantarum 2000. V. 43 (2). P.161−165.
  108. Griga M. Morphology and anatomy of Pisum sativum somatic embryos.// Biologia plantarum 2002. V. 45 (2). P.173−182.
  109. Gubar E.K., Kunach V.A. C-banding in Zea mays.// Biotechnology in Agriculture and Forestry. V. 25. Maize/ Ed. Bajaj Y.P.S. Berlin: Heidelberg: Springer. 1994. P.366−381.
  110. Gupta P.K. Chromosomal basis of somaclonal variation in plants.// In S.M. Jain, D.S. Ahloowalia (Eds.), Somaclonal variation and induced mutations in crop improvement. Kluwer Academic Publishers, Dordecht. 1998. P. 149−168.
  111. Habib A., M.R. Ali, M.N. Amin and M.M. Rahman Clonal Propagation of White Mulberry (Morus alba L.) Using in vitro Technique.// Journal of Biological Sciences 2003. V. 3 (12). P. l 181−1187.
  112. Hadrys, H., Balick, M., Schierwater, B. Applications of random amplified polymorphic DNA (RAPD) in molecular ecology. // Molecular Ecology 1992 V. l.P. 55−63.
  113. Hashmi G, Huettel R, Meyer R, Krusberg L. and Hammerschlag FA. RAPD analysis of somaclonal variants derived from embryo callus cultures of peach.// Plant Cell Rep 1997. V. 16. P. 624−627.
  114. He С., V. Poysa, K. Yu Development and characterization of simple sequence repeat (SSR) markers and their use in determining relationships among Lycopersicon esculentum cultivars.// Theor. Appl. Genet. 2003. V.106. P. 363 373.
  115. Hirochika H. Retrotransposons of rice: their regulation and use for genome analysis.// Plant Molecular Biology. 1997. V. 35. P. 231−240.
  116. Hirochika H., Sugimoto K., Otsuki Y., Tsugawa H., Kanda M. Retrotransposons of rice involve by tissue culture. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996 V. 93. P. 7783−7788.
  117. Hartman C., Wintfield M., Core F., Davey M. R., Rode A., Karp A. A Comparative study of the mitochondrial genome organization in in vitro culturesof diploid, tetraploid and hexaploid Triticum species. II Theor. Appl. Genet. 1996. V.93.P. 968−974.
  118. Jackson J.A., Dale P.J. Callus induction, plant regeneration and an assessment of cytological variation in regenerated plants of Lolium multiflorum L.IIJ. Plant Physiol. 1988. V. 132. P. 351−355.
  119. Jain. Mechanisms of spontaneous and induced mutations in plants.// Radiation Res. 2000. V. 2. Cong. Proc., P. 255−258.
  120. Jaligot E, Rival A, Beule T, Dussert S, Verdeil JL. Somaclonal variation in oil palm (Elais guineensis Jacq.): the DNA methylation hypothesis.// Plant Cell Rep. 2000. V. 19. P. 684−690.
  121. Jha S., Sen S. 1990 Induction of Mitosis in Polytene Nuclei and Hormonal Effect on Nuclear Changes during Callus Initiation in Diploid Urginea indica Kunth. 0Liliaceae). //Genetica. 1990. V. 80. P. 9−15.
  122. S. M. & A.C. Cassells. Variation in potato microplant morphology in vitro and DNA methylation. // Plant Cell Tissue and Organ Culture 2002. V. 70. P. 125−137.
  123. Joyce S.M., A.C. Cassells, M. Jain. Stress and aberrant phenotypes in in vitro culture.// Plant Cell Tissue and Organ Culture. 2003. V. 74. P. 103−121.
  124. Kaeppler S.M., Kaeppler H.F. and Rhee Y. Epigenetic aspects of somaclonal variation in plants.// Plant Mol. Biol. 2000.V. 43. P. 179−188.
  125. Kaeppler S.M. Phillips R.L. Olhoft P. Molecular basis of heritable tissue culture-induced variation in plants. // In: S.M. Jain, D.S. Brar, Ahloowalia B.S. (Eds.) Somaclonal Variation and Induced Mutations in Crop Improvement. 1998. P. 467−468
  126. Kaeppler, S.M. and Phillips R.L. DNA methylation and tissue culture-induced variation in plants. In Vitro Cell Dev. Biol. 1993. V. 29. P. 125−130.
  127. Kaneko К. Karyological Studies on Callus Cell of Haplopappus gracilis J I Chromosoma. 1974. № 95. p. 2943−2949.
  128. Karp A. On the current understanding of somaclonal variation.// Oxford Surveys of Plant Mol. and Cell Boil., 1991. V.7. P. 58.
  129. Karp A. Somaclonal variation as a tool for crop improvement.// Euphytica. 1995. V. 85. P. 295−302.
  130. Karp A. Maddock S. E. Chromosome variation in wheat plants regenerated from cultured immature embryos.// Theor. Appl. Genet. 1984. V.67. № 3. P.249−255.
  131. Karp A., Steele S.H., Parmar S., Jones M.G.K., Shewry P.R. Relative stability among barley plants regenerated from cultured immature embryos. // Genome 1987. V. 29. P. 405−412.
  132. Karp, A. and Bright, S.W.J. On the causes and origins of somaclonal variation. // Oxford Surveys of Plant Molecular and Cell Biology. 1985. V. 2. P. 199−234.
  133. Kidwell K.K. and Osborn T.C. Variation among alfalfa somaclones in copy number of repeated DNA sequences. Genomel993. V. 36. P. 906−912.
  134. Kishor P.B.K., Reddy G.M. Callus initiation and plantlet regeneration from different explants and genotypes of Oryza sativa L. // Indian J. Plant Physiol. 1987. T. 30. № 1. P. 66−70.
  135. Kubis S. E., Castilho A., Vershinin A., Heslop-Harrison J. Retroelements, transposons and methylation status in the genome of oil palm (Elaeis guineensis) and the relationship to somaclonal variation.// Plant Molecular Biology. 2003. V.52. P. 69−79.
  136. Larkin R.J., Scowcroft W.R. Somaclonal variation a novel source of variability from cell culture for plant improvement // Theor. Appl. Genet. 1981. V.60. № 2. P. 197−214.
  137. Larkin, P.J., S.A. Ryan- R.I.S. Brettel and W.R. Scowcroft, 1984. Heritable somaclonal variation in wheat. // Theor. Appl. Genet. V. 67. P. 443−455.
  138. Lee S.H., Ryu J. A., Do G.S., Seo B.B. Рак J.H., Kim I.S., Song S.D. Chromosome Analysis by Fluorescence in Situ Hybridization of Callus -Deived Regenerants in Allium Cyaneum R.// Plant Cell Reports. 1998. V. 18. № ¾. P. 209−213.
  139. Lee, M. and R.L. Phillips. Genetic variants in progeny of regenerated maize plants. Genome 1987. V. 29. P. 834−838.
  140. Lee, M., J.L. Geadelmann, and R.L. Phillips. Agronomic evaluation of inbred lines derived from tissue cultures of maize.// Theor. Appl. Genet. 1988. V. 75. P. 841−849.
  141. Leroy X.J., K. Leon and M. Branchard. ISSR and somaclonal variation: a new molecular technique for an important in vitro phenomenon.// Electronic Journal of Biotech! ogy 2000. V. 3. P. 140−148.
  142. Leroy X.J., Leon K., Branchard M. Characterisation of Brassica oleracea L. by microsatellite primers. // Plant Syst. and Evol. 2000. V. 225. P. 235−240.
  143. Leroy X.J., Leon К., Hily J.M., Chaumeil P., Branchard M. Detection of in vitro culture-induced instability through inter-simple sequence repeat analysis. // TAG. 2001. V. 102. P. 885−891.
  144. Leroy, X.J., Silladin, K., Branchard, M. and Jung, J.-L. Inter-Simple Sequence Repeat (ISSR) analysis in Cauliflower (Brassica oleracea var. Botrytis L.). // ISHS Symposium on Brassicas, Tenth Crucifer genetics workshop, Rennes, 23−27 September 1997.
  145. Levings C.S. Ill The plant mitochondrial genome and its mutant.// Cell. 1983. V. 32. P.659−661.
  146. Li Ш, Guo BH, Li YW, Du LQ, Jia X, Chu Molecular cytogenetic analysis of intergeneric chromosomal translocations between wheat (Triticum aestivum L.) and Dasypyrum villosum arising from tissue culture.// Genome 2000. V.43. P. 756−762.
  147. Linacero R., Freitas Alves& A.M. Vazquez. Hot spot of DNA instability revealed though the study of somaclonal variation in rye. // Theor. Appl. Genet. 2000. V. 100 P. 506−511.
  148. Ling D.H. In vitro production of male sterile rice plants.// Biotechnology in agriculture and forestry. -Berlin etc., 1996. V.36. P. 20−45.
  149. Locy R.D., Chang Ch.-Ch., Nielsen B.L., Sing N.K. Potosynthesis in salt-adapted hetrotrophic tobacco cell and regenerated plants.// Plant Phisiol., 1996. V. 110. P. 312−328.
  150. Lonsdale D.M. The molecular biology and manipulation of the cytoplasm of higher plants.// Genetic engineering. Ed. P.W. Rigby L: Acad. Press. 1987. V. 6. P. 48−102.
  151. Lorz, H. and W. R. Scowcroft. Variability among plants and their progeny regenerated from protoplasts of Sulsu heterozygotes Nicotiana tabacumJ! Theor. Appl. Genet. 1983. V. 66. P. 67−75.
  152. Macaulay M., L. Ramsay, W. Powell, R. Waugh A representative, highly informative 'genotyping set1 of barley SSRs.// Theor. Appl. Genet. 2001. V. 102. P. 801−809.
  153. Mangolin C. A., A. J. Prioli, M. F. P. S. Machado. Isozyme Variability in Plants Regenerated from Calli of Cereus peruvianus (Cactaceae).// Biochemical Genetics, 1997, V. 35, № 5 6, P. 189 — 204
  154. Masuda K., Kikuta Y., Pujino K., Okazava Y. Preferential Synthesis of Mitochondrial DNA during the Initial Stage of Tissue Growth in Potato Explant Cultures. // J Fac. Agr. Hokkaido Univ. 1994. V.66. P.13−25.
  155. Matthes M., R. Singh, S.-C. Cheah. A. Karp Variation in oil palm (Elaeis guineensis Jacq.) tissue culture-derived regenerants revealed by AFLPs with methylation-sensitive enzymes.// Theor Appl Genet. 2001. V. 102. P. 971−979.
  156. McCann A.W., Cooley G., Van Dreser J. A system for routine plantlet regeneration of sunflower (.Helianthus annuus L.) from immature embryo-derived callus.// Plant Cell Tissue Organ Cult. 1988. T. 14. № 2. P.103−110.
  157. McClelland M, NelsonM& Raschke E Effect of site-specific modification on restriction endonucleases and DNA modification methyltransferases.// Nucleic Acid. Res. 1994. V. 22. P. 3640−3659.
  158. McClintoc B. The significance of responses of the genome to challenge.// Science 1984 V. 226. P. 792−801.
  159. McClintoc В. The Significance of Responses of the Genome to Challenge.// Dyn. Genome: Barbara MacClintock’s Ideas Century Genet. N.Y.: Cold Spring Harbor, 1992. P. 361−380.
  160. McCoy T. J. Characterization of alfalfa (Medicago sativa L.) plants regenerated from selected NaCl tolerant cell lines. // Plant Cell Rep., 1987. V. 6. P. 417−422.
  161. McCoy T. J., Pillips R., Rines H. Cytogenetic analisis of plant regenerated from oat tissue culture.// Canad. J. Genet, and Cytol. 1982. V. 24. P. 37−50.
  162. Miura, A., Yonebayashi, S., Watanabe, K., Toyama, Т., Shimada, H. and Kakutani T. Mobilization of transposons by a mutation abolishing full DNA methylation in Arabidopsis.// Nature 2001. V. 411. P. 212−214.
  163. Moller E.M., Bahnurg G., Sandermann H., Jeiger H.H. A simple and efficient protocol for isolation of high molecular weight DNA from filamentos fungi, fruit bodies and infected plant tissues // Nucl. Acids Res. 1992. V.20. № 22. P. 6115−6116.
  164. Molnar-Lang M, Line G, Friebe BR, Sutka J Detection of wheat-barley translocations by genomic in situ hybridization in derivatives of hybrids multiplied in vitro.// Euphytica. 2000. V. 112. P 117−123.
  165. Mueller U.G.and Wolfenbarger L. AFLP genotyping and fingerprinting.// Trends in Ecology and Evolution. 1999. V. 14. P. 389−394.
  166. Muller E, Brown PTH, Hartke S & Lorz H. DNA variation in tissue culture-derived rice plants.// Theor. Appl. Genet. 1990. V. 80. P. 673- 679
  167. Munthali M.T. Newbury H.J., Ford-Loyd B.V. The detection of somaclonal variants of beet using RAPD.// Plant Cell Report 1996. V.15. P. 474−478.
  168. McCoy Т., Pillips R., Rines H. Cutogenetic analisis of plants regenerated from oat tissue culture.// Canad. J. Genet, and Cytol. 1982. V. 24. P 37−50.
  169. McCoy T.J. Tissue culture selection for disease resistant plants // Iowa State J. Res, 1988. T. 62. № 4. P.503−521.
  170. Negruk V. I., Eisner G. I., Redishkina T.D., et al. Diversity of Vicia faba circular mitochondrial DNA in whole plants and suspension cultures.// Theor. Appl. Genet. 1986. V. 72. P. 541−546.
  171. Nei M. and Li W.-H. Matematicl model for studying genetic variation in term of restriction endonuclesses.// Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1979. V.76. P. 5269−5273.
  172. Neumann P, Pozarkova D, Macas J. Highly abundant pea LTR retrotransposon Ogre is constitutively transcribed and partially spliced.// Plant Mol Biol. 2003 V. 53(3), P. 399−410.
  173. H.J. & Ford-Lloyd. The use of RAPD for assessing variation in plants. // Plant Growth Regulation 1993. V.12. P. 45−43.
  174. Niizeki M. Somaclonal Variation in Lotus corniculatus L. (Birdsfoot Trifoil).// Biotechnology in Agriculture and Forestry. Somaclonal Variation in Crop Improvement II (ed. By Y.P.S. Bajaj) 1996. V.36. P.
  175. Nilson N. O., Hallden C., Hansen M., Hjerdin A. and Sail T. Comparing the distribution of RAPD and RFLP markers in a high density linkage map of sugar beet. // Genome 1997. V.40. P. 51−58.
  176. Oldenburg D.J., Bendich A.J. Most chloroplast DNA of maize seedlings in linear molecules with defined ends and branched forms. // J. Mol. Biol. 2004. V. 335 (5). P. 953−970.
  177. Orton T.J. Somaclonal Variation: Theoretical and Practical Consideration.// 16th Stadler Genet. Symp. Manipul. Plant. Improv., 1984. N.Y.- L., 1984. P.478−468.
  178. Orton, T. J., Chromosomal variability in tissue cultures and regenerated plants of Hordeum.// Theor. Appl. Genet., 1980. P.101−112.
  179. Osifo E. O, Webb, J. K and G.G. Henshaw.// Variation among Callus derived potato plants. J. Plant Physiol 1989. V. 134. P. 1−4.
  180. Palombi M.A., C. Damiano. Comparison between RAPD and SSR molecular markers in detecting genetic variation in kiwifruit (Actinidia deliciosa A. Chev).// Plant Cell Reports. 2002 V. 20. P 1061−1066.
  181. Patzak J. Assessment of somaclonal variability in hop (Humulus lupulus L.) in vitro meristem cultures and clones by molecular methods.// Euphytica. 2003. V. 131. P. 343−350.
  182. Phillips R. S., S.M. Kaeppler S.M., P. Olhoft. Genetic instability of plant tissue cultures: Breakdown of normal controls. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 5222−5226.
  183. Polanco C., Ruiz M. L. AFLP analysis of somaclonal variation in Arabidopsis thaliana regenerated plants.// Plant Science 2002. V. 162. P. 817 824
  184. PsechkeV.M., R.L.Phillips. Genetic instability of somaclonal variation in plants.// Adv Genet. 1992. V. 30. P. 41−75.
  185. Peschke V.M., Phillips R.L. Activation of the maize transposable element suppressor -mutator (Spm) in tissue culture.// Theor. Appl. Genet. 1991. V.81. P. 90−97.
  186. Qui J., Van Senten E., Tusan S. Optimization of DNA amplification fingerprinting to study genetic relationships of white lupin germplasm.// Plant Breeding. 1995. V. 114. P. 525−529.
  187. Raimondi J.P., R.W. Masuelli, E.L. Camadro Assessment of somaclonal variation in asparagus by RAPD fingerprinting and cytogenetic analyses.// Scientia Horticulturae. 2001. V.90. P. 19−29.
  188. Raina S. N., Rani V. GISH technology in plant genome research.// Methods in Cell Science 2001. V. 23. P. 83−104.
  189. , B. 1983. Genetic variability in regenerated plants. In: Handbook of Plant Cell Culture. V. 1. (D.A. Evans, W.R. Sharp, P.V. Ammirato and Y. Yamada, eds.). Macmillan Co., NY. P. 748−769.
  190. Rout GR, Samantaray S, Das P. In vitro manipulation and propagation of medicinal plants.// Biotechnol Adv. 2000. V. 18(2). P. 91−120.
  191. Ruiz L.M., Vazquez A.M. Chromosome Number Evolution in Stem Derived Calluses Hordeum vulgare L. Cultured in vitro.// Protoplasma. 1982. V.lll. P. 83−86.
  192. Sabir A, Newbery HJ, Tood G, Catty J, Ford-Lloud BW Detection of genetic stability using isozymes and RFLPs in beet plants regenerated in vitro.// Theor. Appl. Genet. 1992. V.84. P. 113−118.
  193. Sadoch Z., Majewska-Sawka A., Jazdzewska E., Niklas A. Changes in sugar beet mitochondrial DNA induced during callus stage.// Plant Breeding. 2000. V.119.P. 107−110.
  194. P. & Nasinec V. Detection of DNA polymorphism among pea cultivars using RAPD technique.//Biologia plantarum. 1995. V. 37 (3). P. 321 327.
  195. Sanal Kumar P., Mathur V.L. Chromosomal instability in callus culture of Pisum sativum.!I Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2004. V. 78. P. 267−271.
  196. Sato S. and Kawamura S. Cytological studies on the nucleolus and the NOR- carrying segments of Allium sativum.// Cytologia 1981. T. 46. P. 781−790.
  197. Sebastiani L., Lenzi A., Pugliesi C., Fambrini M. Somaclonal variation for resistance to Verticillium dahliae in potato (Solarium tuberosum L.) plants regenerated from callus.// Euphytica. 1994- V. 80. № ½. P. 5−11.
  198. Shepard JF. Protoplasts as sources of disease resistance in plants.// Annu RevPhytopath. 1981. V. 19. P.145−166.
  199. Shepard, J. F., Bidney, D., Shahin E. Potato protoplasts in crop improvement.// Science 1980. V. 208. P. 17−24.
  200. Shirzadegan M, Palmer JD, Christey M, Earle ED. Patterns of mitochondrial DNA instability in Brassica campestris cultured cells. // Plant Mol Biol. 1991. V. 16(1). P. 21−37.
  201. Shoyama Y., Xuan Xuan Zhu, R. Nakai, S. Shiraishi, H. Kohda. Micropropagation of Panax notoginseng by somatic embryogenesis and RAPD analysis of regenerated plantlets.// Plant Cell Reports. 1997. V. 16. P. 450−453.
  202. Sing В., HarveyB., Kao К., Miller R. Karyotypic changes and selection presssure in Haplollappus gracilis suspension cultures. // Canad. J.Genet. Cytol. 1975. V.17,N. l.P. 109−116.
  203. Soniya E. V., Banerjee N.S. and Das M.R. Genetic analysis of somaclonal variation among callus-derived plants of tomato. // Current science, 2001. V.80. P. 1213−1215.
  204. Sree Ramulu K. Genetic instability during plant regeneration in potato: Origin and implications.// Plant Physiol. 1987. V. 6. P. 211−218.
  205. Srivastav S., Kothari S.L. Embryogenic callus induction and efficient plant regeneration in pearl millet.// Cereal Res.Communic. 2002- V. 30, № ½ P. 6974
  206. Sun Z-X, Zheng K-L. Somaclonal variation in rice. In: Bajaj YPS (ed) Somaclonal Variation in Crop Improvement I. // Springer-Verlag, Berlin. 1990. P. 288−315.
  207. Swarnkar P.L., Bohra S.P., Chandra N. Biochemical Studies on Initiation of Callus in Solarium surattense. И Plant Phisiol. 1986. V. 126. P. 293−396.
  208. Tang S., J.-K. Yu, M.B. Slabaugh, D.K. Shintani, S.J. Knapp Simple sequence repeat map of the sunflower genome.// Theor. Appl. Genet., 2002, V. 105. P. l 124−1136.
  209. Taylor PWJ, Fraser ТА, Ко HL, and Henry RJ. RAPD analysis of sugarcane during tissue culture.// In: Current Issues in Plant Molecular and Cellular Biology (Eds M Terzi, R. Cella, A. Falavigna. Kluwer Academic Int,) 1995. P. 241−246.
  210. Van de Peer Y., De Wachter R. Treecon for Windows: a software package for construction and drawing of evolutionary trees for Microsoft Windows environment // Comput. Appl. Biosci. 1994. V.10. P.569−570.
  211. Vardi, A. Isolation of protoplast in citrus.// International Citrus Congress (2nd: 1977: Orlando, Florida), 1977, International Society of Citriculture. 2. P. 575−578.
  212. Vendrame W.A., G. Kochert, H.Y. Wetzstein. AFLP analysis of variation in pecan somatic embryos.// Plant Cell Rep. 1999. V.18. P. 853−857.
  213. Vendrame W.A., G.D. Kochert, D. Sparks, H.Y. Wetzstein. Field performance and molecular evaluations of pecan trees regenerated from somatic embryogenic cultures.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 2000 V. 125. P.542−546.
  214. Vidal and Garcia. Analysis of a Musa spp. Somaclonal Variant Resistant to Yellow Sigatoka. // Plant Molecular Biology Reporter. 2000. V. 18. P. 23−31.
  215. Vodkin L.O. Transposable Element Influence on Plant Gene Expression and Variation.// Biochim. Plants: Comprehensive Treatise. V. 15. San-Diego etc., 1989. P. 83−132.
  216. Vos P. Hogers R., Bleeker M., Rejans M., Van de Lee Т., Homes M., Fritjers A., Pot J., Peleman j., Kuiper M., and Zabeau M. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting.// Nucl. Acids Res. 1995. V. 23. P. 44 074 414.
  217. Vyskot В., Gazdova В., Siroky J. Methylation Patterns of two repetitive DNA sequences in Tobacco tissue cultures and their regenerants. // Biol. Plant. 1993. V. 35. P. 321−327.
  218. Wang Z., Weber J.L., Zhong G., Tanksley S.D. Survey of short tandem DNA repeats.// TAG. 1994. V. 88. P. 1−6.
  219. Welsh J, McClelland M, Honeycutt R, Sobral B. Parentage determination in maize hybrids using arbitrarily primed PCR.// Theor. Appl. Genet., 1991. V. 82. P. 473−476.
  220. Wilhelm E. Somatic embryogenesis in oak (Quercus spp.).// In Vitro Cell Dev. Biol. Plant. 2000 V. 36. P. 349−357.
  221. Williams M.E., Hepburn, Widholm J.M. Somaclonal variation in a maize imbred line is non associated with changes in the number or location Ac-homologous sequences.// Theor. Appl. Genet., 1991.V. 81. P. 272 276.
  222. Williams J.G.K., Kubelik A.R. Livak K.J. et al. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers.// Nucl. Acids Res. 1990. V. 18. P. 6531−6535.
  223. Wolff К., E. Zietkiewicz & H. Hofstra. Identification of chrysanthemum cultivars and stability of DNA fingerprint patterns. // Theor. Appl. Genet., 1995, V. 91(3). P. 439−447.
  224. Xiong L. Z, Xu C. G, Saghai Maroof Qifa Zand M.A. Planterns of cytosine methylation in an elite rice hybrid and its parental lines, detected by metylation-sensytive amplification polymorphism technique.// Mol. Gen. Genet. 1999. V. 261. P. 439−446.
  225. Yang H., Tabei Y., Kamada H., Kayano Т., Takaiwa F. Detection of somaclonal variation in cultured rice cells using digoxigenin-based random amplified polymorphic DNA.// Plant Cell Reports. 1999. V.18. P. 520−526.
  226. Ye J. M., Kao K.N., Harvey B. L., Rossnagel B.G. Screening salt-tolerant barley genotypes via F1-anther culture in salt stress media.// Theor. Appl. Genet., 1987, V. 74. P. 426−429.
  227. Zagorska N., Shtereva L., Dimitrov В., Kruleva M., Induced androgenesis in tomato (Lycopersicon esculentum Mill.). I. Influence of genotype on androgenetic ability. // Plant Cell Reports. 1998. V.17. P. 968−973.
  228. Y., Abdulnour J.E., Donnelly D.J., Barthakur N.N. «Norland» tuber yields are not affected by salinity treatment of parent.// HortScience, 2001. V.36. № 4. P. 770−771
  229. Zheng K.L., Castiglione S., Biasini M. G. et. al. Nuclear DNA amplification in cultured cell of Oryza sativa. ll Theor. and Appl. Genet. 1987. V.74. P. 65−70.
  230. Zorinyants S.E., Nosov A.V., Badaeva E.D., Smolenskaya I.N., Badaev N.S. Cytogenetic analysis of a long-term Triticum timopheevii (Zhuk.) Zhuk. cell suspension culture.//Plant Breedg. 1995. V. l 14. № 3. P. 219−225.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?