Аэробные метанотрофные бактерии экстремальных экосистем

выводы.

1. Методами классической и молекулярной микробиологии доказано присутствие и активная жизнедеятельность метанотрофных сообществ в различных экстремальных биотопах с высокими и низкими значениями pH, солености и температуры.

2. Показано, что в соленых и содовых озерах Крыма, Центральной и Юго-Восточной Азии, Америки и Африки преобладают гало (алкало)фильных метанотрофы I типа, классифицированные как новые виды рода Methylomicrobium: М. alcaliphilum, М. buryatense, М. modestohalophilum. Они характеризуются повышенными скоростями потребления метана и реализуют различные стратегии осмоадаптации: образуют поверхностные гликопротеиновые слои (S-слои) р2 или рб симметрии, варьируют жирнокислотный и липидный состав мембран, аккумулируют в клетках ионы калия и органические осмопротекторы — эктоин, глутамат и сахарозу.

3. Впервые определены пути биосинтеза основных осмопротекторов, а также нуклеотидные последовательности генов, кодирующих ферменты синтеза эктоина: диаминобутират (ДАБ) ацетилтрансферазу (ectA), ДАБ-аминотрансферазу (ectB), эктоинсинтазу (ectC) и аспартокиназу (ask). Обнаружены различия в организации эктоинового кластера у галотолерантных метанотрофов М. keniense AMOl (ectABC) и М. alcaliphilum 20Z (ectABCask). Дополнительное присутствие гена аспартокиназы (ask) коррелирует с повышенным содержанием эктоина в клетках и большей солеустойчивостью метанотрофов. Клонированием и экспрессией гена ectA из Mm. alcaliphilum 20Z в Escherichia coli впервые получен гомогенный препарат рекомбинантной ДАБ-ацетилтрансферазы, выявлена регуляция активности фермента уровнями АТФ, NaCl и KCl.

4. Выделен и охарактеризован новый умеренно термофильный галотолерантный метанотроф Methylothermus thermal is gen. no v. sp. nov., реализующий рибулозомонофосфатный (РМФ) цикл. Для новых изолятов умеренно термофильных метанотрофов рода Methylocaldum (Н-11 и 0−12) характерны галотолерантность, качественная и количественная зависимость состава жирных кислот от температуры роста, одновременное функционирование основного РМФ и дополнительных рибулозобисфосфатного и серинового путей. Показано, что причиной полиморфизма метанотрофов рода Methylocaldum является температурный стресс, который снимается в присутствии NaCl.

5. Изученные метанотрофные сообщества почв Северной тайги и Субарктической тундры представлены преимущественно психрофильными и психроактивными формами. Напротив, в многолетнемерзлых породах Колымской низменности найдены гены метанмонооксигеназы и 16S рРНК, специфичные для большинства известных таксонов метанотрофных бактерий. Обнаружено, что даже после длительного пребывания в мерзлоте (от 1 тыс до 1.8−3 млн лет) метанотрофы способны окислять и ассимилировать метан, в том числе при отрицательной температуре (-5°С). Особенностью метаболизма психроактивных ацидофильных метанотрофов родов Methylocella и Melhylocapsa является реализация серинового пути и окислительного пентозофосфатного цикла, в отличие от психрофильного метанотрофа I типа Methylobacter psychrophilus с РМФ-циклом С i-ассимиляции.

6. Установлено, что грунтовые воды глубинных залежей гранитов (68−460 м ниже уровня моря) являются ресурсом новых метанотрофных бактерий, адаптированных к низкотемпературным анаэробным условиям подземных экосистем. Выделен психроактивный метанотроф, классифицированный как новый вид Methylomonas scandinavica sp. nov.

7. Полученные результаты свидетельствуют о таксономическом и структурно-функциональном многообразии экстремофильных/толерантных метанотрофов и служат основой для расширения коллекционного фонда аэробных метилотрофов, разработки новых способов получения целевых метаболитов (эктоин) и биоремедиации экстремальных экосистем от поллютантов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Результаты наших исследований дают основание считать, что аэробные метанотрофные бактерии являются активным компонентом микробных сообществ, населяющих (гипер)соленые и щелочные водоемы, горячие источники, водоносные слои глубинных залежей гранитов, многолетнемерзлотные грунты, в том числе возрастом около 3 млн. лет. Эти экстремальные экосистемы следует рассматривать как важный ресурс новых метанотрофных бактерий, представляющих новые таксоны аи у-подклассов протеобактерий.

Экстремофильные/экстремотолерантные метанотрофы приобрели или сохранили в процессе эволюции специфические структурно-функциональные и физиолого-биохимические свойства, позволяющие этим бактериям приспосабливаться к условиям соответствующих экстремальных биотопов. Метанотрофы, реализуя общие для бактерий стратегии адаптации, имеют специфические черты, обусловленные особенностями их метаболизма.

Основными итогами данной работы являются доказательство таксономического и структурно-функционального многообразия метанотрофов, а также создание коллекции охарактеризованных экстремофильных/толерантных метанотрофов. В свете новых данных, полученных нами и коллегами, необходимы дальнейшие исследования необычной биологии этих бактерий, перспективных для решения таких важных вопросов, как механизмы регуляции ММО и свойства других ферментов Ci-метаболизма, причины и молекулярные основы облигатной метанотрофии, поскольку именно экстремальные условия способствуют наиболее полному проявлению метаболического потенциала этих бактерий. Следует признать, что мы находимся лишь в середине пути к пониманию особенностей метаболической организации облигатных и факультативных метанотрофов. Необходимы новые подходы для расшифровки молекулярных механизмов адаптации метанотрофов к широкому спектру факторов, ограничивающих их рост и метаболизм. Эти фундаментальные исследования невозможны без детально охарактеризованных чистых культур и должны базироваться на геномных и протеомных технологиях, активно используемых современным поколением микробиологов и генетиков на примере Methylococcus capsulatus Bath (Ward et al., 2004; Kao et al., 2004). Экстремофильные/толерантные метанотрофы представляют несомненный интерес как модельные объекты для астробиологии, поскольку метан, метанол и формальдегид, являясь компонентами космической и земной криптосферы, могли способствовать возникновению, распространению и эволюции внеземных форм жизни, включая анаэробных и аэробных метилотрофов. Наконец, благодаря способности к аэробной деградации различных поллютантов и синтезу биопротекоров (эктоин) в экстремальных условиях, метанотрофы приобретают все большее значение для биотехнологии и глобальной экологии.

1. Андреев Л. В., Гальченко В. Ф. (1978) Жирнокислотный состав и идентификация метанотрофных бактерий. Доклады АН СССР. 239(5): 1465−1468.

2. Баснакьян И. А. (2003) Стресс у бактерий. Москва. «Медицина». 135 с.

3. Безрукова Л. В., Николенко Ю. И., Нестеров А. И., Гальченко В. Ф., Иванов М. В. (1983) Сравнительный серологический анализ метанотрофных бактерий. Микробиология. 52(5):800−805.

4. Беляев A.C., Черных H.A., Гальченко В. Ф., Иванов М. В. (1995) Детекция метилотрофов в природных образцах методом амплификации фрагмента moxF-гена. Микробиология. 64(6): 788−791.

5. Беляев С. С., Иванов М. В. (1975) Радиоизотопный метод определения интенсивности бактериального метанобразования. Микробиология. 44(4): 166−168.

6. Беляев С. С., Лауринавичус К. С., Иванов М. В. (1975) Измерение скорости микробиологического метанокисления с использованием нСН4. Микробиология. 44(1): 542−545.

7. Берг И. А., Кеппен О. И., Красильникова E.H., Уголькова Н. В., Ивановский Р. Н. (2005) Углеродный метаболизм аноксигенных нитчатых фототрофных бактерий семейства Oscillochloridaceae. Микробиология. 47(3): 305−312.

8. Бесчастный А. П., Соколов А. П., Хмеленина В. Н., Троценко Ю. А. (1992) Очистка и некоторые свойства пирофосфат-зависимой фосфофруктокиназы облигатного метанотрофа Methylomonas methanica. Биохимия. 57(8):1215−1221.

9. Булыгина Е. С., Кузнецов Б. Б., Марусина А. И., Турова Т. П., Кравченко И. К., Быкова С. А., Колганова Т. В., Гальченко В. Ф. (2002) Изучение нуклеотидных последовательностей nifH генов у представителей метанотрофных бактерий. Микробиология. 71(4):500−508.

10. Васильева Л. В., Берестовская Ю. Ю., Заварзин Г. А. (1999) Психрофильные ацидофильные метанотрофы из сфагнеты вечной мерзлоты. Доклады Академии Наук. 368(1):125−128.

11. И. Гальченко В. Ф. (1994) Сульфатредукция, метанобразование и метанокисление в различных водоемах Оазиса Бангер Хиллс, Антарктида. Микробиология. 63(4):683−698.

12. Гальченко В. Ф. (2001) Метанотрофные бактерии. М., ГЕОС. 500 с.

13. Гальченко В. Ф. (2003) Криптобиосфера Марса. Авиакосмическая и экологическая медицина. 37:15−23.

14. Гальченко В. Ф. (1995) Бактериальный цикл метана в морских экосистемах. Природа. 6: 35−48.

15. Гальченко В. Ф., Андреев JI.B., Троценко Ю. А. (1986а) Таксономия и идентификация облигатных метанотрофных бактерий. Пущино, Изд.НЦБИ. 96 с.

16. Гальченко В. Ф., Большиянов Д. Ю., Черных Н. А., Андерсен Д. (1995) Бактериальные процессы фотосинтеза и темновой ассимиляции углекислоты в озерах Оазиса Бангер Хиллс, Восточная Антарктида. Микробиология. 64(6):833−844.

17. Гальченко В. Ф., Галкин С. В., Леин АЛО., Москалев Л. И., Иванов М. В. (1988а) Роль бактерий-симбионтов в питании беспозвоночных из районов активных подводных гидротерм. Океанология. 28:1020−1031.

18. Гальченко В. Ф., Горлатов С. Н. и Токарев В. Г. (19 866) Микробиологическое окисление метана в осадках Берингова моря. Микробиология. 55(4): 669−673.

19. Гальченко В. Ф., Дулов Л. Е., Крамер Б., Конова Н. И., Барышева С. В. (2001) Биогеохимические процессы цикла метана в почвах, болотах и озерах Западной Сибири. Микробиология. 70(2): 215−225.

20. Гальченко В. Ф., Леин А. Ю., Галимов Е. М., Иванов М. В. (19 886) Метанотрофные бактерии-симбионты как первичное звено пищевой цепи в океане. Доклады АН СССР. 300(3):717−720.

21. Гальченко В. Ф., Намсараев Б. Б., Мшенский Ю. Н., Нестеров А. И., Иванов М. В. (1984) Рост метанотрофных бактерий в присутствии метанола. Микробиология. 53(5):724−730.

22. Гальченко В. Ф., Нестеров А. И., Иванов М. В. (1982) Содержание белка и аминокислот в биомассе метанотрофных бактерий. Доклады АН СССР. 264(2): 494 496.

23. Гальченко В. Ф., Шишкина В. Н., Сузина Н. Е., Троценко Ю. А. (1977) Выделение и свойства новых штаммов облигатных метанотрофов. Микробиология. 46(5): 890 897.

24. Гальченко В. Ф., Шишкина В. Н., Тюрин B.C., Троценко Ю. А. (1975) Выделение чистых культур метанотрофов и их свойства. Микробиология. 44(5): 844−850.

25. Гаязов P.P., Четина Е. В., Мшенский Ю. Н., Троценко Ю. А. (1990) Физиологические и цитологические особенности Methylomonas methanica при росте на метане в присутствии метанола. Прикл. биохимия и микробиол. 26(3): 394−398.

26. Григорян А. Н., Горская J1.A. (1975) Биосинтез на природном газе. Обзор. Главное управление микробиологической промышленности при СМ СССР. М. 101 с.

27. Гринберг Т. А. (1984) Образование и природа пигментов Methylomonas rubra. Микробиол. журнал. 46(6): 69−71.

28. Грищук Ю. В., Мунтян М. С., Попова И. В., Сорокин Д. Ю. (2003) Транспорт ионов, сопряженный с работой терминальной оксидазы экстремально щелочелюбивой солеустойчивой бактерии рода Thioalkalovibrio. Биохимия. 68(4): 477−483.

29. Горленко В. М., Намсараев Б. Б., Кулырова A.B., Заварзин Д. Г., Жилина Т. Н. (1999) Активность сульфатредуцирующих бактерий в донных осадках содовых озер Юго-Восточного Забайкалья. Микробиология. 68(5): 664−670.

30. Дедыш С. Н. (2002) Ацидофильные метанотрофы. Микробиология. 71(6): 741−754.

31. Дедыш С. Н. (2006) Исследование экологии метанотрофных бактерий с использованием молекулярных подходов. В книге: Труды Института микробиологии им. С. Н. Виноградского, выпуск 13. Под ред. В. Ф. Гальченко. Москва. Наука.

32. Дибров П. А., Костырко В. А., Лазарева P.JI., Скулачев В. П., Смирнова И. А. (1987) Роль ионов Na+ в дыхании, образовании мембранного потенциала и движении морской щелочеустойчивой бактерии Vibrio alginilyticus. Биохимия. 52(1): 15−23.

33. Доронина Н. В., Говорухина Н. И., Троценко Ю. А. (1988) Новые виды ограниченно факультативных метилотрофов. 57(5): 828−834.

34. Ермилова Е. В., Залуцкая Ж. М., Лапина Т. В. (2004) Подвижность и поведение микрооганизмов. Т.1.170с.

35. Заварзин Г. А. (1984) Бактерии и состав атмосферы. М.: Наука. 199с.

36. Заварзин Г. А. (1993) Эпиконтинентальные содовые водоемы как предполагаемые реликтовые биотопы формирования наземной биоты. Микробиология. 62(5): 789 800.

37. Заварзин Г. А. (1995) Круговорот метана в экосистемах. Природа. 6: 3−14.

38. Заварзин Г. А. (1997) Эмиссия метана с территории России. Микробиология. 66(5): 669 673.

39. Заварзин Г. А., Жилина Т., Кевбрин В. В. (1999) Алкалофильное микробное сообщество и его функциональное разнообразие. Микробиология. 68(5): 579−599.

40. Заварзин Г. А., Жилина Т. Н., Пикута Е. В. (1996) Вторичные анаэробы в галоалкалофильных сообществах озер Тувы. Микробиология. 65(4) 546−553.

41. Иванов М. В., Нестеров А. И., Намсараев Б. Б., Гальченко В. Ф., Назаренко A.B. (1978) Распространение и геохимическая деятельность метанотрофных бактерий в водах угольных шахт. Микробиология. 47(1): 489−494.

42. Исаченко Б. Л. (1951) Хлористые, сульфатные и содовые озера Кулундинской степи и биогенные процессы в них. Избранные труды. М.-Л.: Издательство АН СССР. 143−162.

43. Кашнер Д. (1981) Жизнь микроорганизмов при высоких концентрациях солей и растворенных веществ. Сб. «Жизнь микробов в экстремальных условиях». Под. Ред. Д. Кашнера. Москва. С. 365−425.

44. Кравченко И. К., Быкова С. А. (2004) Окисление атмосферного метана микроорганизмами аэробных почв. В книге: Труды Института микробиологии им. С. Н. Виноградского, выпуск 12. Под ред. В. Ф. Гальченко. М. Наука. С. 235−248.

45. Лось Д. А. (2005) Молекулярные механизмы холодоустойчивости растений. Вестник Российской Академии Наук. 75(4): 338−345.

46. Лысенко A.M., Гальченко В. Ф., Черных H.A. (1988) Таксономическое изучение облигатных метанотрофных бактерий методом ДНК-ДНК гибридизации. Микробиология. 57(5): 816−822.

47. Мапашенко Ю. Р., Квасников Е. И., Романовская В. А., Богаченко В. Н. (1971) Выделение чистых культур облигатных метанокисляющих бактерий. Микробиология. 40(4): 724−729.

48. Малашенко Ю. Р., Пинчук Г. Э., Соклов И. Г. (1987) Регуляция активности аспартаткиназы МеШу1ососсш /кегторкПт регулируется аминокислотами аспартатного семейства. Микробиология. 57(5): 740−744.

49. Малашенко Ю. Р., Романовская В. А., Богаченко В. Н., Швед А. Д. (1975) Термофильные и термотолерантные бактерии, ассимилирующие метан. Микробиология. 44(5): 855−862.

50. Малашенко Ю. Р., Романовская В. А., Троценко Ю. А. (1978) Метанокисляющие микроорганизмы. М., Наука. 195с.

51. Малашенко Ю. Р., Соколов И. Г., Романовская В. А. (1987) Микробный метаболизм неростовых субстратов. Киев. Наукова думка.191с.

52. Малашенко Ю. Р., Хайер Ю., Бергер У., Романовская В. А., Мучник Ф. В. (1993) Биология метанобразующих и метанокисляющих микроорганизмов. Киев: Наукова думка, 255 с.

53. Малашенко Ю. Р., Хайер Ю., Романовская В. А., Бергер У., Будкова Е. Н., Шатохина Э. С. (1995) Синтез и окисление метана бактериями в гипергалинных озерах. Микробиол. журнал. 57(3): 24−29.

54. Методы общей бактериологии (1984) Силикагель как отвердитель бактериологических сред. Под ред. Ф. Герхардта. Москва. Мир.Т. 1. С. 360−361.

55. Намсараев Б. Б., Жилина Т. Н. Кулырова А.В., Горленко В. М. (1999) Бактериальное образование метана в содовых озерах юго-восточного Забайкалья. Микробиология. 68(5): 671−676.

56. Нестеров А. И. (1983) Физиологические основы микробиологических способов снижения содержания метана в угольных шахтах. Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биол. наук. Пущино, ИБФМ РАН. С. 1−44.

57. Нестеров А. И., Иванов М. В. (1983). Экология метанотрофных бактерий. Успехи микробиологии. 18: 3−18.

58. Омельченко М. В., Васильева Л. В., Хмеленина В. Н., Троценко Ю. А. (1993) Пути первичного и промежуточного метаболизма у психрофильного метанотрофа. Микробиология. 62(50): 849−854.

59. Омельченко М. В., Васильева J1.B., Заварзин Г. А., Савельева Н. Д., Лысенко A.M., Митюшина J1.JI.(1996) Новый психрофильный метанотроф рода Methylobacter. Микробиология. 65(3): 384−389.

60. Перт С. Дж. (1978) Основы культивирования микроорганизмов и клеток. М. Мир. 332 с.

61. Пинчук Г. Э., Шатохина Э. С., Щурова З. П. (1987) Характеристика роста метанокисляющих бактерий Methylococcus thermophilus в присутствии аминокислот аспартатного семейства. Микробиология. 6(4): 621−625.

62. Плакунов В. К., Гейдебрехт О. В., Шелемех О. В. (2004) Множественный стресс у бактерий зло или благо? В книге: Труды Института микробиологии им. С. Н. Виноградского, выпуск 12. Под ред. В. Ф. Гальченко. М. Наука. 2004, С. 338−361.

63. Практикум по биохимии (1989) Под ред. С. Е. Северина, Г. А. Соловьевой. Изд. МГУ, 509с.

64. Работнова И. Л., Позмогова И. Н., Баснакьян И. А. (1981) Хемостатное и периодическое культивирование при изучении физиологии микроорганизмов. Итоги науки и техники. Сер. «Микробиология». Культивирование микроорганизмов. МЖ ВИНИТИ. 11:3−54.

65. Решетников A.C., Мустахимов И. И., Хмеленина В. Н., Бесчастный А. П., Троценко Ю. А. (2005) Идентификация и клонирование гена пирофосфат-зависимой 6-фосфофруктокиназы Methylomonas methanica. Доклады Академии Наук. 405(6): 837 839.

66. Ривкина Е. М., Щербакова В. А., Лауринавичус К. С. (2003) Процессы метанобразования в многолетнемерзлых отложениях. Тезисы докладов 2-й Международной конференции «Эмиссия и сток парниковых газов на территории Северной Евразии». Пущино. С. 97.

67. Романовская В. А., Столяр М. С., Малашенко Ю. Р. (1991) Систематика метилотрофных бактерий. Киев, «Наукова думка». 212с.

68. Северина Л. О. (1995). Бактериальные S-слои. Микробиология, Т.64, № 6, с.725−733.

69. Скулачев В. П. (1985). Натриевый цикл новый тип бактериальной энергетики. Биохимия, Т.50, № 2, с.179−183.

70. Скулачев В. П. (1989) Энергетика биологических мембран. Москва: Наука. 564 с.

71. Слободкин Ф. И., Заварзин Г. А. (1992) Образование метана в галофильных цианобактериальных матах лагун озера Сиваш. Микробиология. 61(2): 294−299.

72. Соколов И. Г., Малашенко Ю. Р., Романовская В. А. (1981) Цепь транспорта электронов у термофильной метанокисляющей культуры Methylococcus thermophilus. Микробиология. 50(1): 3−29.

73. Соколов И. Г., Романовская В. А. (1992) Механизмы облигатной метилотрофии. Микробиол. журнал. 54(5): 87−104.

74. Сорокин Д. Ю., Лысенко A.M., Митюшина Л. Л. (1996) Выделение и характеристика алкалофильных хемоорганотрофных бактерий, окисляющих восстановленные неорганические серные соединения до тетратионата. Микробиология. 65(2): 294−299.

75. Спирин A.C. (1958) Спектрофотометрическое определение суммарного количества нуклеиновых кислот. Биохимия. 23: 656−662.

76. Сузина Н. Е., Фихте Б. А. (1986) Ультраструктурная организация метанотрофных бактерий. Пущино, ОНТИ НЦБИ АН СССР, 85 с.

77. Троценко Ю. А., Четина Е. В. (1988) Энергетический метаболизм метанотрофных бактерий. Успехи микробиологии. 22:3−34.

78. Троценко Ю. А., Иванова Е. Г., Доронина Н. В. (2001) Аэробные метилотрофные бактерии как фитосимбионты. Микробиология. 70(6): 910−928.

79. Троценко Ю. А., Доронина Н. В., Хмеленина В. Н. Биотехнологический потенциал аэробных метилотрофных бактерий: настоящее и будущее. Прикл. биохимия и микробиология. 2005(5): 495−503.

80. Турова Т. П., Омельченко М. В., Фегединг К. В., Васильева Л. В. (1999) Филогенетическое положение психрофильного метанотрофа Methylobacter psychrophilus sp. nov. Микробиология. 68(4):568−570.

81. Тюрин B.C., Гальченко В. Ф. (1976) Субмикроскопическое строение мембранного аппарата метанотрофных бактерий. Микробиология. 45(3): 503−506.

82. Тюрин B.C., Горская Л. А., Кафтанова A.C., Логинова Т. М., Михайлов A.M. (1985) Некоторые особенности ультратонкой структуры Methylococcus capsulatus при культивировании в различных условиях. Микробиология. 54(6): 770−775.

83. Филатова Л. В., Берг И. А., Красилышкова E.H., Ивановский Р. Н. (2005а) Исследование механизма ассимиляции ацетата у пурпурных несерных бактерий, не.

84. Amann R.I., Krumholz L., Stahl D.A. (1990) Fluorescent-oligonucleotide probing of whole cells for determinative, phylogenetic, and environmental studies in microbiology. J. Bacteriol.172: 762−770.

85. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.-H. (1995) Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation. Microbiol. Rev. 59: 143−169.

86. Amaral J.A., Ren T., Knowles R. (1998) Atmospheric methane consumption by forest soils and extracted bacteria at different pH values. Appl. Environ. Microbiol. 64(7): 2397−2402.

87. Ambler R.P., Dalton H., Meyer T.E., Bartsch R.G., Kamen M.D. (1986). The amino acid sequence of cytochrome c-555 from the methane-oxidizing bacterium Methylococcus capsulatus. Biochem. J., V.233, p.333−337.

88. Anthony C. (1991). Assimilation of carbon in methylotrophs. In: Biology of methylotrophs (eds. Goldberg I. and Rokem J.S.), p.79−109. Butterworth-Heinemann, Stoneham, Mass.

89. Anthony C. (1992) The structure of bacterial quinoprotein dehydrogenases. Int. J. Biochem. 24: 29−39.

90. Anthony C., Ghosh M., Blake C.C.F. (1994) The structure and function of methanol dehydrogenase and related quinoproteins containing pyrrolo-quinoline quinine. Biochem. J. 304(3):5−674.

91. Anthony C., Williams P. (2003) The structure and mechanism of methanol dehydrogenase. Biochim. Biophys. Acta. l647:8−23.

92. Anthony C., Zatman L.J. (1964) The microbial oxidation of methanol. The methanol-oxidizing enzyme of Pseudomonas sp. M27. Biochem. J. 92(3): 614−621.

93. Arrhenius T., Arrhenius G., Paplawsky W. (1994) Archean geochemistry of formaldehyde and cyanide and the oligomerization of cyanohydrin. Orig. Life Evol. Biosph. 24: 1−17.

94. Asenjo J.A., Suk S.S. (1986) Microbial conversion of methane into poly-beta-hydroxybutyrate (PHB): growth and intracellular accumulation in a type II methanotroph. J. Ferment. Technol. 64(4): 271−278.

95. Avail-Jaaskelainen S., Palva A. (2005) Lactobacillus surface layers and their applications. FEMS Microbiol. Rew. 29(3): 511−529.

96. Baeinziger J.E., Jarrell H., Smith I.S. (1993) Molecular motions and dynamics of a duinsaturated acyl chain in lipid bilayer: implication for a role in biological membranes. Biochemistry. 31:3379−3385.

97. Barnes, R.O., Goldberg E.D. (1976) Methane production and consumption in anoxic marine sediments. Geology. 4:297−300.

98. Barra L., Pica N. Gouffi N., Walker G.C., Blanco C., Trauwetter A. 2003. Glucose 6-phosphate dehydrogenase is required for sucrose and trehalose to be efficient osmoprotectants in Sinorhizobium melliloti. FEMS Microbiol. Lett. 229(2): 183−188.

99. Bastien C., Machlin S., Zahn Y., Donaldson R., Yanson R. S. (1989) Organization of genes required for oxidation of methanol to formaldehyde in three II type methanotrophs. Appl. Environ. Microbiol. 55:124−3130.

100. Baxter N.J., Hirt R.P., Bodrossy L" Kovaks K.L., Embley T.M., Prosser J.I., Murrell J.C. (2002) The ribulose-l, 5-bisphosphate carboxylase/oxygenase gene cluster of Methylococcus capsulalus (Bath). Arch. Microbiol. 177:279−289.

101. Benaroudj N., Lee H., Goldberg A.L. (2001) Trehalose accumulation during cellular stress protects cells and cellular proteins from damage by oxygen radicals. J.Biol.Chem. 276: 24 261−24 267.

102. Best D.J., Higgins I.J. (1981) Methane-oxidizing activity and membrane morphology in a methanol-grown obligate methanotroph, Methylosinus trichosporium OB3b. J. Gen. Microbiol. 125(l):73−84.

103. Bestvater T., Galinski E.A. (2002) Investigation into a stress-inducible promoter region from Marinococcus halophilus using green fluorescent protein. Extremophiles. 6(1): 15−20.

104. Blackmore M.A., Quayle J.R. (1970) Microbial growth on oxalate by a route not involving glyoxylate carboligase. Biochem. J. 118- 53−59.

105. Bodelier, P.L.E., Roslev, P., Henckel, T. and Frencel, P. (2000) Stimulation by ammoniumbased fertilizers of methane oxidation in soil around rice roots. Nature. 403: 421−424.

106. Bodrossy L., Stralis-Pavese N., Murrell C.J., Radajewski S., Weiharter A., Sessitsch A. (2003) Development and validation of a diagnostic microbial microarray for methanotrophs. Environ. Microbiol. 5(7): 566−582.

107. Bodrossy L., Kovacs K.L., Donald I.R., Murrell J.C. (1999) A novel thermophilic methane-oxidizing y-Proteobacterium. FEMS Microbiol.Letters. 170:335−341.

108. Bodrossy L., Murrell J.C., Dalton H., Kalman M., Puskas L.G., Kovacs K.L. (1995) Heat-tolerant methanotrophic bacteria from the hot water effluent of a natural gas field. Appl.Environ. Microbiol. 61:3549−3555.

109. Boer W.E., Hazeu W. (1972) Observations on the fine structure of a methane-oxidizing bacterium. Antonie van Leeuwenhoek. 38: 33−47.

110. Bolbot J.A., Anthony C. (1980) The metabolism of pyruvate by the facultative methylotroph Pseudomonas AMI. J. Gen.Microbiol. 120(1): 233−244.

111. Booth I.R., Higgins C.F. (1990) Enteric bacteria and osmotic stress intracellular potassium glutamate as a secondary signal of osmotic stress? FEMS Microbiol. Rev. 75(2−3): 239−246.

112. Boot H.J., Pouwels P.H. (1996) Expression, secretion and antigenic variation of bacterial S-layer proteins. Mol. Microbiol. 21: 1117−1123.

113. Borjesson G., Sund I., Tunlid A., Frostegard A., Svensson H. (1998a) Microbial oxidation of CH4 at high partial pressures in an organic landfill cover soil under different moisture regimens. FEMS Microbiol.Ecol. 26: 207−217.

114. Borjesson G., Sund I., Tunlid A., Svensson H. (1998b) Methane oxidation in landfill cover soils, as revealed by potential oxidation measurements and phospholipid fatty acid analyses. Soil Biol. Biochem. 30(10/11): 1423−1433.

115. Bourne, D.G., Holmes, A.J., Iversen, N. and Murrell, J.C. Fluorescent oligonucleotide probes for identification of physiological groups of methanotrophic bacteria. FEMS Microbiol. Ecol. 2000. V. 31,29−38.

116. Bouvier P., Rohmer M., Benveniste P. and Ourisson G. (1976). A8-Steroids in the bacterium Methylococcus capsulatus. Biochem. J., V. 159, № 14, p.267−271.

117. Bowman J.P., McCammon S.A., Skerratt J.H. (1997) Methylosphaera hansonii gen. nov., sp.now., a psychrophillic, group I methanotroph from Antarctic marine-salinity, meromictic lakes. Microbiology (UK). 143:1451−1459.

118. Bowman J.P., Skerratt J.H., Nichols P.D., Sly L.I. (1991) Phospholipid fatty acid and lipopolysaccharide fatty acid signature lipids in methane-utilizing bacteria. FEMS Microbiol. Ecol.85: 15−22.

119. Bowman J.P., Sly L.I., Stackebrandt E. (1995). The phylogenetic position of family Methylococcaceae. Int. J. Syst. Bacteriol., V. 45, № 1, p. 182−185.

120. Brusseau G.A., Bulygina E.S., Hanson R.S. (1994) Phylogenetic analysis and development of probes for differentiating methylotrophic bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 60:626−636.

121. Buenger J. and Driller H. (2005) Ectoine: an effective natural substance to prevent UVA-induced premature photoaging. Skin Pharmacology and Physiology. 17 #5 (http://content.karger.com.ProduktDB/produkte.asp?doi=80 216).

122. Bulygina E.S., Galchenko V.F., Govorukhina N.I., Netrusov A.I., Nikitin D.I., Trotsenko Yu.A., Chumakov K.M. (1990) Taxonomic studies on methylotrophic bacteria by 5S ribosomal RNA sequencing. J.Gen.Microbiol. 136(3): 441−446.

123. Bussmann I., Pester M., Brune A., Schink B. (2004) Preferential cultivation of type II methanotrophic bacteria from littoral sediments (Lake Constance). FEMS Microbiol. Ecol. 47:179−189.

124. Canovas D., Borges N. Vargas C., Ventosa A., Nieto J.J., Santos H. (1999) Role of Ny-acetyldiaminobutyrate as an enzyme stabilizer and an intermediate in the biosynthesis of hydroxyectoine.Appl. Environ. Microbiol. 65(9): 3774−3779.

125. Cardy D.L. Murrell J.C. (1990) Cloning, sequencing and expression of the glutamine synthetase structural gene (glnA) from the obligate methanotroph Methylococcus capsulatus (Bath). J. Gen. Microbiol. 136:343−352.

126. Carls R.A., Hanson R.S. (1971) Isolation and characterization of tricarboxylic acid cycle mutants of Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 106: .848−855.

127. Cavalier-Smith T. (2002) The neomuran origin of archaebacteria, the negibacterial root of the universal tree and bacterial megaclassification. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 52: 776.

128. Cavanaugh C.M. (1983) Chemoautotrophic bacteria in marine invertebrates from sulfide-rich habitats. Nature. 302:58−61.

129. Cavanaugh C.M., Levering P.R., Maki J.S., Mitchele R., Lidstrom M.E. (1987) Symbiosis of methylotrophic bacteria and deep sea mussels. Nature. 325(6102):346−348.

130. Chen Y.P., Yoch D.C. (1988) Reconstitution of the electron transport system that couples formate oxidation to nitrogenase in Methylosinus trichosporium OB3b. J. Gen. Microbiol. 134:3123−3128.

131. Chen Y.P., Yoch D.C. (1989) Isolation, characterization and biological activity of ferredoxin-NAD+ reductase from Methylosinus trichosporium OB3b. J. Bacteriol. 171: 5012−5016.

132. Childress J.J., Arp A.J., Fisher C.R. (1984) Metabolic and blood characteristics of the hydrothermal vent tube-worm Riftiapachyptila. Marine Biology. 83(4770): 109−124.

133. Childress J.J., Fisher C.R., Brooks J.M., Kennicutt II M.C., Bidigare R., Anderson A.E. (1986) A methanotrophic marine molluscan {Bivalves, Mytillidae) symbiosis: Mussels fueled by gas. Science. 233:1306−1308.

134. Chistoserdova L., Vorholt J.A., Thauer R.K., Lidstrom M.E. (1998) CI transfer enzymes and coenzymes linking methylotrophic bacteria and methanogenic archae. Science. 281:99−102.

135. Chistoserdova L., Jenkins C., Kalyuzhnaya M.G., Marx C.J., Lapidus A., Vorcholt J.A., Staley J.T., Lidstrom M.E. (2004) The enigmatic planctomycetes may hold a key to origins of methanogenesis and methylotrophy. Mol. Biol. Evol. 21(7): 1234−1241.

136. Chomczynski P., Sacchi N. (1987) Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction. Anal Biochem. 162: 156−15.

137. Claus H., Acka E., Debaerdemaeker T., Evard C., Declercq J-P., Harris J.R., Schlott B., Konig H. (2005) Molecular organization of selected prokaryotic S-layer protein. Can. J. Microbiol. 51:731−743.

138. Collins M.D., Howarth O.W., Green P.N. (1986) Isolation and structural determination of a novel coenzyme from a metane-oxidizing bacterium. Arch. Microbiol. 146: 263 266.

139. Conrad R., Frenzel P., Cohen Y. (1993) Methane emission from hypersaline microbial mats: lack of aerobic methane oxidation activity. FEMS Microbiol. Ecol.610:229−232.

140. Conrad, R. (1996) Soil microorganisms as controllers of atmospheric trace gases. (H2, CO, CH4, OCS, N20 and NO). Microbiol. Rev.60: 609−640.

141. Costello A., Lidstrom M.E. (1999) Molecular characterization of functional and phylogenetic genes from natural populations of methanotrophs in lake sediments. Appl. Environ. Microbiol. 65: 5066−5074.

142. Da Costa M.S., Santos H., Galinski E.A. (1998) An overview of the role and diversity of compatible solutes in Bacteria and Archaea. Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 61: 117−153.

143. Dalton H. (1981) Methane mono-oxygenases from a variety of microbes. In: Microbial Growth on Cj Compounds: Proc. 3rd Intern. Symp. Heyden. L. Pl-10.

144. Dalton H. (1985) Implication of the nature of methane monooxygenase on carbon assimilation in methanotrophs. In: Microbial gas metabolism, mechanistic, metabolic and biotechnological aspects. Eds. Poole R.K., Dow C.S. Academic Press. London. 201 208.

145. Dalton H. (2005) The natural and unnatural history of methane-oxidizing bacteria. Phil. Trans. R. Soc. B. 360: 1207−1222.

146. Dlugokencky E.J., Masarie K.A., Lang P.M., Tans P.P. (1998) Continuing decline in the growth rate of the atmospheric methane burden. Nature. 393: 447−450.

147. Dunfield P., Knowles R., Moore T.R. (1993) Methane production and consumption in temperate and subarctic peat soils: response to temperature and pH. Soil. Biol. Biochem. 25:321−326.

148. Dunfield P.F., Liesack W., Henckel T., Knowles R., Conrad R. (1999) High affinity methane oxidation by a soil enrichment culture containing a type II methanotroph. Appl. Environ. Microbiol. 65: 1009−1014.

149. Davies T.R. (1973) Isolation of bacteria capable of utilizing methane as a hydrogen donor in the process of denitrification. Water.Res. 7:575−579.

150. Dedysh S.N., Panikov N.S., Liesack W., Gropkopf R., Zhou J., Tiedje J.M. (1998) Acidophilic methanotrophic communities from Sphagnum peat bogs. Science. 282: 281 284.

151. Denhardt D.T. (1966). A membrane filter technique for determination of complementary DNA. Biochem. Biophys. Res. Com. 23: 641−646.

152. Dijken van J.P., Quayle J.R. (1977) Fructose metabolism in four Pseudomonas species. Arch. Microbiol. 114:.281−286.

153. Dijkhuizen L., Harder W., de Boyer L. (1984) Genetic manipulation of restricted facultative methylotroph Hyphomicrobium by the R-plasmid mediated introduction. Arch. Microbiol. V. 139. 4. P. 311−318.

154. Di Giulio M. (2003) The ancestor of the Bacteria domain was a hyperthermophile. J. Theor. Biol. 224: 277−283.

155. DiSpirito A. A, Zahn J.A., Gracham D.W., Kim H.J., Larive C.K., Derrick T.S., Cox C.D., Taylor A. (1998) Copper-binding compounds from Methylosinus trichosporium OB3b. J. Bacteriol. 180:3606−3613.

156. Dixon G.H., Kornberg H.L.(1959). Assay for key enzymes of glyoxylate cycle. Biochem. J. 72:3−11.

157. Doherty D. (1970) L-glutamate dehydrogenase (yeast). In: Methods in Enzymol. XXVII A, p.850.

158. Dunfield P.F., Khmelenina V.N., Suzina N.E., Trotsenko Y.A., Dedysh S.N. (2003). Methylocella silvestris sp. nov., a novel methane-oxidizing bacterium isolated from an acidic forest cambisol. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 53: 1231−1239.

159. Dworkin M., Foster J.M. (1956) Studies of Pseudomonas methanica (Sohngen) nov. comb. J. Bacteriol. 72:646−659.

160. Ebbar M., Sohn-Bosser L., Bremer E., Bernard T., and Blanco C. (2005) Ectoine-induced proteins in Sinorhizobium meliloti include an ectoine ABC-type transporter involved in osmoprotection and ectoine catabolism J. Bacteriol. 187: 1293−1304.

161. Eccleston M., Kelly D.P. (1972) Assimilation and toxicity of exogenous amino acids in the methane-oxidizing bacterium Methylococcus capsulatus. J. Gen. Microbiol. 71(3):541−544.

162. Ehhalt L.H. The athmospheric cycle of methane. In: Microbiol production and utilization of gases (H2, CO, CH4). Eds H.G. Shlegel, G. Gottschalk, N. Pfenning. Gottingen. p. 1322.

163. ElIer, G., Stubner S., Frenzel P. (2001) Group-specific 16S rRNA targeted probes for the detection of type I and type II methanotrophs by fluorescence in situ hybridization. FEMS Microbiol. Lett. 198: 91−97.

164. Fang J., Barcelona M.J., Semrau J.D. (2000) Characterization of methanotrophic bacteria on the basis of intact phospholipid profiles. FEMS Microbiol. Lett. 189(1): 67−72.

165. Faria T.Q., Lima J.C., Bastos M., Macanita A.L., Santos H. (2004) Protein stabilization by osmolytes from hyperthermophules. J.Biol.Chem. 269(47): 48 680−48 691.

166. Ferenci T., Strom T. Quayle J.R. (1974) Purification and properties of 3-hexulose phosphate synthase from Methylococcus capsulatus. Biochem. J. 144:477−486.

167. Fisher C.R., Childress J.J., Oremland R.S., Bidigare R.R. (1987) The importance of methane and thiosulfate in the metabolism of the bacterial symbionts of two deep-sea mussels. Mar.Biol. 96:59−71.

168. Foster J.W., Davis R.H. (1966) A methane dependents coccus with notes on classification and nomenclature of obligate methane-utilizing bacteria. J.Bacteriol. 91:1924;1931.

169. Fouet A., Mesnage S. (2002) Bacillus anthracis cell envelope components. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 271: 87−113.

170. Franzmann P.D., Roberts N.J., Mancuso C.A., Burton H.R., McMeekin T.A. (1991) Methane production in meromictic Ace Lake, Antarctica. Hydrobiologia. 210:191−201.

171. Galchenko V.F. (1995a) Ecology of methanotrophic bacteria in aquatic ecosystems. Physiol. Gen. Biol. Rev. 9:1 -92.

172. Galchenko V.F. (1995b) Methane oxidation in sea basins. Ecol. Chem. 4(l):31−47.

173. Galchenko V.F., Lein A.Yu., Ivanov M.V. (1989) Biological sinks of methane. In: Exchange of trace gases between terrestrial ecosystems and the atmosphere. Eds: M.O.Andreae and D.S.Schimel. Willey. C. 59−71.

174. Galchenko, V.F. and Andreev, L.V. (1984) Taxonomy of obligate methanotrophs. In: Microbial growth on CI compounds (Crawford, R.L. and Hanson, R.S., Eds.), pp. 269 275. American Society of Microbiology, Washington.

175. Galinski EA (1995) Osmoadaptation in bacteria. Adv Microbial Physiol 37: 273−328.

176. Galinski E.A., Pfeiffer H.P., Triiper H.G. (1985) l, 4,5,6,-Tetrahydro-2-methyl-4-pyrimidinecarboxylic acid, a novel cyclic acid from halophilic phototrophic bacteria of genus Ectothiorodospira. Eur. J. Biochem.149: 135−139.

177. Galinski E.A., Triiper H.G. (1994) Microbial behavior in salt-stressed ecosystems. FEMS Microbiol. Rev. 15: 95−108.

178. Gardner WS, Miller WH (1980) Reverse-phase liquid chromatographic analysis of amino acids after reaction with o-phthalaldehyde. Anal.Biochem. 101: 61−65.

179. Gassner G.T., Lippard S.J. (1999) Component interaction on the soluble methane monooxygenase system from Methylococcus capslatus (Bath). Biochemistry. 38: 1 276 812 785.

180. Gilbert B., McDonald I.R., Stafford G.P., Finch R., Nielsen A.K., Murrell J.C. (2000) Molecular analysis of the pmo (Particulate Methane Monooxygenase) operons from two type II methanotrophs. Appl. Environ. Microbiol. 66:66−975.

181. Glockner F.O., Kube M., Bauer M. et al. (14 coauthors) (2003) Complete genome sequence of the marine planctomycete Pirellula sp. strainl. Proc.Natl. Acad. Sci. USA. 100: 8298−8303.

182. Goller K, Ofer A, Galinski EA (1998) Construction and characterization of an NaClsensitive mutant of Halomonas elongata impaired in ectoine biosynthesis. FEMS Microbiol. Lett. 161: 293−300.

183. Graham D.W., Korich D.G., LeBlanc R.P., Sinclair N.A., Arnold R.G. (1992) Application of a colorimetric plate assay for soluble methane monooxygenase. Appl. Environ. Microbiol. 58(7): 2231−2236.

184. Grant W.D., Jones B.E. (2000) Alkaline environments. In: Encyclopaedia of microbiology / Ed. J. Lederberg. San-Diego. Acad. Press. l: 126−133.

185. Grant WD (2004) Life at low water activity. Phil Trans R Soc Lond B 359: 1249−1267.

186. Green J., Dalton H. (1985) Protein B of soluble methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus Bath. J. Biol. Chem. 260:15 795−15 801.

187. Green L., Dalton H. (1986) Steady-state kinetic analysis of soluble methane monooxygenase from Methylococcus capslatus (Bath). Biochem. J. 236(1):I55−162.

188. Guckert J.B., Ringelberg D.B., White D.C., Hanson R.S., Bratina B.J. (1991) Membrane fatty acids as phenotypic markers in the polyphasic taxonomy of methylotrophs within the Proteobacteria J. Gen. Microbiol. 137: 2631−2641.

189. Gulledge J., Ahmad A., Steudel P.A., Pomerantz W.J. and Cavanaugh C.M. (2001) Family and genus-level 16S rRNA-targeted oligonucleotide probes for ecological studies of methanotrophic bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 67: 4726−4733.

190. Hagemeier C.H., Chistoserdova L., Lidstrom M.E., Thauer R.K., Vorholt J.A. (2000) Characterization of the second methylene tetrahydromethanopterin dehydrogenase from Methylobacterium extorquens AMI. Eur. J. Biochem. 267:762−3769.

191. Hanson R.S., Hanson T.E. (1996) Methanotrophic bacteria. Microbiol. Rev. 60(2): 39 471.

192. Harrits S.M., R.S. Hanson (1980) Stratification of aerobic methane oxidizing organisms in Lake Mendota, Madison, Wisconsin. Limnol. Oceanogr. 25:412−421.

193. Hase C.C., Fedorova N.D., Galperin M.Y., Dibrov P.A. (2001) Sodium ion cycle in bscterial pathogens: evidence from cross-genome comparisons. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 65: 353−370.

194. Henckel T., Jackel U., Conrad R. (2001) Vertical distribution of the methanotrophic community after drainage of rice field soil. FEMS Microbiol. Ecol. 34: 279−291.

195. Henckel T., Jackel U" Schnell S., Conrad R (2000) Molecular analyses of novel methanotrophic communities in forest soil oxidizing atmospheric methane. Appl. Environ. Microbiol. 66:1801−1808.

196. Heyer J., Galchenko V.F., Dunfield P.F. (2002) Molecular phylogeny of type II methane-oxidizing bacteria isolated from various environments. Microbiology (UK). 48:2831−2846.

197. Heyer J., Berger U" Hardt M., Dunfield P.F. (2005) Methylohalobius crimensis gen. nov. sp. nov., a moderately halophilic methanotrophic bacterium isolated from hypersaline lakes of Crimea. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 55(5): 1817−1826.

198. Higgins I.J., Quayle J.R. (1970) Oxygenation of methane by methane-grown Pseudomonas methanica and Methanomonas methanooxidans. Biochem. J. 118: 201 208.

199. Higgins I.J., Best D.J., Hammond R.C. (1980) New findings in methane-utilizing bacteria highlight their impotance in the biosphere and their commercial potential. Nature (London). 286(9235):561−564.

200. Higgins I.J., Best D.J., Hammond R.C., Scott D. (1981) Methane-oxidizing microorganisms. Microbiol. Rev. 45(4):556−590.

201. Holmes A.J., Lidstrom M.E., Murrell J.C. (1995a) Evidence that particulate methane monooxygenase and ammonia monooxygenase may be evolutionary related. FEMS Microbiol. Lett. 132:203−208.

202. Holmes A.J., Owens N.J., Murrell J.C. (1995b) Detection of novel marine methanotrophs using phylogenetic and functional gene probes after methane enrichment. Microbiology (UK). 141(8): 1947;1955.

203. Holmes A.J., Roslev P., McDonald I.R., Iversen N., Henriksen K., Murrell J.C. (1999) Characterization of methanotrophic bacterial populations in soils showing atmospheric methane uptake. Appl. Environ. Microbiol.65: 3312−3318.

204. Horikoshi K. (1999) Alkaliphiles: some applications of their products in biotechnology. Microbiol. Molec. Biol. Rev. 63(4): 735−750.

205. Hou C.T., Laskin A.I., Patel R. (1979) Growth and polysaccharide production by Methylocystisparvus OBBP on methanol. Appl. Environ. Microbiol. 37: 800−804.

206. Humphrey A.E. (1967) A critical review of hydrocarbon fermentations and their industrial utilization. Biotech.Bioeng.9:3−24.

207. Hutchens E., Radajewski S., Dumont M.G., McDonald I.R., Murrell J.C. (2004) Analysis of methanotrophic bacteria in Movile Cave by stable-isotope probing. Environ. Microbiol. 6: 111−120.

208. Jaeckel U., Thummes K., Kaempfer P. (2005) Thermophilic methane production and oxidation in compost. FEMS Microbiol. Ecol. 52: 175−184.

209. Jaenicke R., Sterner R. (2003) Life at high temperatures. Ed. Dworkin M. The Prokaryotes. Electronic resource of microbial community. http://l 41.150.157.117:8080/prokPUB/index.htm.

210. Jaenicke R., Boehm G. (1998) The stability of proteins in extreme environments. Curr. Opin. Structural Biol. 8: 738−748.

211. Jahnke L.L. (1992) The effect of growth temperature on the methyl sterol and phospholipid fatty acid composition of Methylococcus capsulatus (Bath). FEMS Microbiol. Lett. 93: 209 212.

212. Jahnke L.L., Summons R.E., Dowling L.M., Zahiralis K.D. (1995). Identification of methanotrophic lipid biomarkers in cold-seep mussel gills: chemical and isotopic analysis. Appl. Environ. Microbiol. 62(2): 576−582.

213. Jeffries P., Wilkinson J.F. (1978) Electron microscopy of the cell wall complex of Methylomonas albus. Arch. Microbiol. 119(2): 227−229.

214. Joergensen L. (1985) Methane oxidation by Methylosinus trichosporium measured by membrane-inlet mass spectrometry. In: Microbial gas metabolism (ed. Pool R. K and Dow C.S.), Acad. Press, INC (London) LTD. p.287−295.

215. Jones B. E, Grant W.D., Duckworth A.W., Owenson G.G. (1998) Microbial diversity of soda lakes. Extremophiles. 2:191−200.

216. Jones B.E., Grant W.D., Collins N.C., Mwatha W.E. (1994) Alkaliphiles: diversity and identification. Bacterial diversity and systematics. Eds Priest FG et al. New York: Plenium Press. P. 195−228.

217. Jones H.A., Nedwell D.B. (1993) Methane emission and methane oxidation in landfill cover soil. FEMS Microbiol. Ecol. 102: 185−195.

218. Johnson P.A., Quayle J.R. (1964) Microbial growth on CI-compounds. Oxidation of methanol, formaldehyde and formate of methanol-grown Pseudomonas AMI. Biochem J. 93: 281−290.

219. Joye S.B., Connell T.L., Miller L.G., Oremland R.S. and Jellison R.S. (1999) Oxidation of ammonia and methane in an alkaline, saline lake. Limnol. Oceanogr. 44(1): 178−188.

220. Kaserer H. (1905) Uber die Oxidation des Wasserstoffes und des Methane durch Mikroorganismes (The oxidation of hydrogen and methane by microorganisms). Ztsch. Landw. Versuchsw. in Osterreich. 8: 789−792.

221. Kasting J., Sefert J.L. (2002) Life and evolution of Earth’s atmosphere. Science. 296: 1066−1068.

222. Kates (1986) Influence of salt concentration on membrane lipids of halophilic bacteria. Microbiol. Rev., 39: 95−101.

223. Kempf B., Bremer E. (1998) Uptake and synthesis of compatible solutes as microbial stress responses to high-osmolality environments. Arch Microbiol 170: 319−330.

224. Keppler F., Hamilton J.T.G., Bras M., Rockmann T. (2006) Methane emissions from terrestrial plants under aerobic conditions. Nature. 439: 187−191.

225. Kim H. J., Graham D. W., DiSpirito A. A., Alterman M. A., Galeva N., Larive C. K., Asunskis D. (2004) Methanobactin, a copper-acquisition compound from methane-oxidizing bacteria. Science. 305: 1612 1615.

226. King G.M. (1990) Regulation by light of methane emissions from a wetland. Nature. 345(6275): 513−515.

227. Klotz M.G., Norton J.M. (1998) Multiple copies of ammonia mon’ooxygenase (amo) operons have evolved under biased AT/GC mutational pressure. FEMS Microbiol. Lett. 132:03−311.

228. Knap S, Ladenstain R, and Galinski EA. (1999) Thermal stabilization of bovine ribonuclease A by naturally occurring osmolyte beta-hydroxyectoine and betaine. Extremophiles. 3:191−198.

229. Knief C., Lipski A., Dunfield P.F. (2003) Diversity and activity of methanotrophic bacteria in different upland soils. Appl. Environ. Microbiol. 69(11): 6703−6714.

230. Koh S., Bowman J.P., Sayler G.S. (1993) Soluble methane monooxygenase production and trichloroethylene degradation by a type I methylotroph Methylomonas methanica 68−1. Appl.Environ. Microbiol. 59(4):960−967.

231. Kolb S., Knief C., Stubner S., Conrad R. (2003) Quantitative detection of methanotrophs in soil by novel pmoA-targeted real-time PCR assays. Appl. Environ. Microbiol. 69(5): 2423−2429.

232. Kornberg A., Horecker B.L. (1955) Glucose-6-phosphate dehydrogenase In: Methods Enzymol. 1: 323.

233. Korotkova N., Lidstrom M.E. (2001) Connection between poly-P-hydroxybutyrate biosynthesis and growth on Ci and C2 compounds in the methylotroph Methylobacterium extorquens AMI. J. Bacterid. 183(3): 1038−1046.

234. Kraegeloh A., Kunte H.J. (2002) Novel insights into the role of potassium for osmoregulation in Halomonas elongata. Extremophiles. 6: 453−462.

235. Kuen B., Koch A., Asenbauer E., Sara M., Lubitz W. (1997) Molecular characterization of of the Bacillus stearothermophilus PV72 S-layer gene sbsB induced by oxidative stress. J. Bacteriol. 179: 1664−1670.

236. Krulwich T.A. (1995) Alcaliphiles: basic molecular problems of pH tolerance and bioenergetics. Molecular Microbiol. 15: 403−410.

237. Krulwich T.A., Ito M, Gilmour R., Guffanti A.A. (1997) Mechanisms of cytoplasmic pH regulation in alkaliphilic strains of Bacillus. Extremophiles. 1(4):163−169.

238. Kuhlman A.U., Bremer E. (2002) Osmotically regulated synthesis of the compatible solute ectoine in Bacilluspasteurii and related Bacillus spp. Appl. Environ. Microbiol.68: 772−783.

239. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembry of head of bacteriophage T4. Nature (London). 227: 680−685.

240. Lang E., Lang H. (1960) Spezifische Farbreaktion zum direkten Nachweise der Ameisensaure. Z. Anal. Chem. 260: 8−10.

241. Lee D.H., Noh S.A., Kim C.K. (2000) Development of molecular biological to analyze bacterial species diversity in freshwater and soil ecosystems. J.Microbiol. 38(1): 11−17.

242. Lee S.J., Lipscomb J.D. (1999) Oxygen activation catalysed by methane monooxygenase hydroxylase component: proton delivery during the 0−0 bound cleavage step. Biochemistry. 38: 4423−4432.

243. Levering P.J., Dijkhuizen L., Harder W. (1984) Metabolic regulation in the facultative methylotroph Arthrobacter PI. Growth on primary amines as carbon and energy source. Arch. Microbiol. 139: 188−195.

244. Lindsay M.R., Webb R.J., Strous M., Jetten M.S., Butler M.K., Forde R.J., Fuerst J.A. (2001) Cell compartmentalization in planctomycetes: novel types of structural organization for the bacterial cell. Arch. Microbiol. 175: 413−429.

245. Lidstrom M.E. (1988) Isolation and characterization of marine methylotrophs. Antonie van Leuwenhoek. 54: 189−199.

246. Linton J.D., Vokes J. (1978) Growth of the methane-utilising bacterium Methylococcus NCIB 11 083 in mineral salts medium with methanol as sole source of carbon. FEMS Microbiol. Letters. 4: 125−128.

247. Linton J.D. (1990) The relation between metabolic production and the growth efficiency of the producing organism. FEMS Microbiol. Rev. 75:1−18.

248. Los D.A., Murata N. (1998) Structure and expression of fatty acid desaturases. Biochim. Biophys. Acta. 1394: 3−15.

249. Lolkema J.S., Speelmans G., Konings W.N. (1994) Na (+)-coupled versus H (+)-coupIed energy transduction in bacteria. Biochim. Biophys. Acta 1187(2): 211−215.

250. Louis P., Galinski E.A. (1997) Characterization of genes for the biosynthesis of the compatible solute ectoine from Marinococcus halophilus and osmoregulated expression in Escherichia coli. Microbiology (UK) 143: 1141−1149.

251. Luft J.H. (1964) Elctron microscopy of cell extraneous coats as revealed by ruthenium red staining. J. Cell. Biol. 23:23. 54A-55A.

252. Lunn J.E. (2002) Evolution of sucrose synthesis. Plant Physiol. 128: 1490−1500.

253. Malin G., Lapidot A. (1996) Induction of synthesis tetrahydropyrimidine derivatives in Streptomyces strain and their effect on Escherichia coli in response to osmotic and heat stress. J. Bacteriol. 178(2): 385−395.

254. Marmur J.A. (1961) A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from microorganisms. J. Mol. Biol. 3: 208−214.

255. Martins L.O., Huber R., Huber H., Stetter K.O., da Costa M.S., Santos Y. (1997)Organic solutes in hyperthermophilic archaea. Appl.Environ.Microbiol. 63: 896 902.

256. Marx C.J., Chistoserdova L., Lidstrom M.E. (2003) Formaldehyde detoxifying role of the tetrahydromethanopterin-linked pathway in Methylobacterium extorquens AMI. J.Bacteriol. 185:7160−7168.

257. Marx C.J., Miller J.A., Chistoserdova L., Lidstrom M.E. (2004) Multiple formaldehyde oxidation/detoxification phathway in Burgholderia fungorum LB400. J.Bacteriol. 186:2173−2178.

258. Matthews E. (1993) Wetlands. In: Atmospheric Methane: Sources, sinks and role in Global Change. Ed. By Khalil M.A.K. Springer, Berlin. Series I. Chapter. 15:315−361.

259. McDonald I.R., Kenna E.M., Murrell J.C. (1995) Detection of methanotrophic bacteria in environmental samples with the PCR. Appl.Environ.Microbiol. 61:116−121.

260. McDonald, I.R., Murrell, C.J. (1997a) The particulate methane monooxygenase gene pmoA and its use as a functional gene probe for methanotrophs. FEMS Microbiol. Lett. 156,205−210.

261. McDonaId I.R., Murrell C.J. (1997b) The methanol dehydrogenase structural gene mxaF and its use as a functional gene probe for methanotrophs and methylotrophs. Appl. Environ. Microbiol. 63:218−3224.

262. McDonald I.R., Upton M., Hall G., Pickup R, W., Edwards C., Saunders J.R., Ritchie D.A., Murrell J.C. (1999) Molecular ecological analysis of methanogens and methanotrophs in blanket bog peat. Microbiol. Ecol. 38: 225−233.

263. McKay C.P., Friedman E.I., Wharton R.A., Jr., Dawies W.L. (1992) History of water on Mars: a biological perspectives. Adv. Space Res. 12:231−238.

264. Meers J.L., Tempest D.W. (1970) Glutamine (amide): a-oxoglutarate aminotransferase oxidoreductase (NADP) an enzyme involved in biosynthesis of glutamate by some bacterial. J. Gen. Microbiol. 64: 187−194.

265. Meister M., Saum S., Alber B.E., Fuchs G. (2005) L-Malyl-coenzyme A//?-methylmalyl-coenzyme A lyase is involved in acetate assimilation of the isocitrate lyase-negative bacterium Rhodobacter capsulatus. J. Bacteriol. 187(4): 1415−1425.

266. Messner P., Sleytr U.B. (1992) Crystalline bacterial cell-surface layers. Adv. Microbial. Physiol. 33:213−275.

267. Miguez C.B., Bourque D., Green C.W., Groleau D. (1997) Detection and isolation of methanotrophic bacteria possessing soluble methane monooxygenase (sMMO) genes using the polymerase chain reaction (PCR). Microbiol. Ecol. 33: 21−31.

268. Mitsui R., Sakai Y., Yasueda H., Kato N. (2000) A novel operon encoding formaldehyde fixation: the ribulose monophosphate pathway in the gram-positive facultative methylotrophic bacterium Mycobacterium gastrii MB 19. J. Bacteriol. 182:944−948.

269. Morita, R.J. (2000) Low-temperature environments. In: Lederberg J, (ed) Encyclopedia of microbiology. 2nd edition, vol 1. Acad Press, San Diego. P. 93−98.

270. Morris S.A., Radajewski S., Willison T.W., Murrell J.C. (2002) Identification of the functionally active methanotroph population in a peat soil microcosm by stable-isotope probing. Appl. Environ. Microbiol. 68: 1446−1453.

271. Murata N., Los D.A. (1997) Membrane fluidity and temperature perception. Plant Physiol. 115:875−879.

272. Murrell J.C., Dalton H. (1983a) Ammonia assimilation in Methylococcus capsulatus (Bath) and other obligate methanotrophs. J. Gen. Microbiol. 129:1197−1206.

273. Murrell J.C., Dalton H. (1983b) Purification and properties of glutamine synthetase from Methylococcus capsulatus (Bath). J. Gen. Microbiol. 129:1187−1196.

274. Murrell J.C., Dalton H. (1983) Nitrogen fixation in obligate methanotrophs. J.Gen. Microbiol. 129: 3481−3486.

275. Murrell J.C., Dalton H. (1992) Methane and methanol utilizers. Biotechnology handbooks. Ed. Atkinson T., Sherwood R.F. Plenum Press. London. 286p.

276. Murrell J.C., Gilbert B., McDonald I.R. (2000a) Molecular biology and regulation of methane monooxygenase. Arch. Microbiol. 173:325−332.

277. Murrell J.C., McDonald I.R., and Bourne D.J. (1998) Molecular methods for the study of methanotrophs ecology. FEMS Microbiol. Ecol. 27: 103−114.

278. Murrell J.C., McDonald I.R., Gilbert B. (2000b) Regulation of expression of methane monooxygenases by copper ions. Trends Microbiol. 8(5):21−225.

279. Murrell J.C., Radajewski S. (2000) Cultivation-independent techniques for studying methanotroph ecology. Res. Microbiol. 151: 807−814.

280. Nguen H.T., Elliott S.J., Yip J.H., Chan S.I. (1998) The particulate methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath) is a novel copper-containing three-subunit enzyme. J. Biol. Chem. 273(14):957−7978.

281. Nishida I., Murata N. (1996) Chilling sensitivity in plants and cyanobacteria: the crucial contribution of membrane lipids. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 47: 541 568.

282. Owen R.L., Lapage S.P. (1976) The thermal denaturation of partly purified bacterial deoxyribonucleic acid and its taxonomic application. J. Appl. Bacteriol. 41: 335−340.

283. Pacheco-01iver M., McDonald I.R., Groleau D., Murrell C.J., Miguez C.B. (2002) Detection of methanotrophs with highly divergent pmoA genes from Arctic soils. FEMS Microbiol. Lett. 209: 313−319.

284. Parker B.C., Simmons Jr. G.M., Seaburg K.G., Cathey D.D., All-Nutt F.C.T. (1982) Comparative ecology of plankton communities in seven Antarctic Oasis lakes. J. Plank. Res. 4:271−286.

285. Patel R.N., Felix A. (1980) Microbial oxidation of methane and methanol: crystallization of methanol dehydrogenase and properties of holoand apo-methanol dehydrogenase from Methylomonas methanica. J. Bacteriol. 133(2): 41−649.

286. Patt T.E., Cole I.C., Bland J., Hanson R.S. (1974) Isolation and characterization of bacteria that grow on methane and organic compounds as sole sources of carbon and energy. J. Bacteriol. 120:955−964.

287. Pedersen K. (1996) Investigation of subterranean bacteria in deep crystalline bedrock and their importance for the disposal of nuclear waste. Can. J. Microbiol. 42: 382−391.

288. Pedersen K. (1997) Microbial life in deep granitic rock. FEMS Microbiol. Rev. 20: 399 414.

289. Pernthaler, A., Amann, R. (2004) Simultaneous fluorescence in situ hybridization of mRNA and rRNA in environmental bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 70: 5426−5433.

290. Peters R., Galinski E.A., Truper H.G. (1990) The biosynthesis of ectoine. FEMS Microbiol. Lett. 71: 157−162.

291. Phelps P.A., Agarval S.K., Speitel G.E., Georgiou G. (1992) Methylosinus trichosporium OB3b mutants having constitutive expression of soluble methane monooxygenase in the presence of high levels of copper. 58(11): 3701−3708.

292. Pflughoeft K.J., Katharine K., Watnick PI (2003) Role of ectoine in Vibrio cholerae osmoadaptation. Appl. Environ. Microbiol. 69: 5919−5927.

293. Pomper B.K., Vorholt J.A. (2001) Characterization of the formyltransferase (Ftr) from Methylobacterium extorquens AMI. Eur. J. Biochem. 269: 769−4775.

294. Poolman B., Glaasker E. (1998) Regulation of compatible solutes accumulation in bacteria. Mol. Microbiol. 29(2): 397−407.

295. Popov V.O., Lamzin V.S. (1994) NAD±dependent formate dehydrogenase. Biochem. J. 301:625−643.

296. Prabhu J., Schauwecker F., Grammel N., Keller U., Bernhard M. (2004) Functional expression of the ectoine hydroxylase gene (thpD) from Streptomyces chrysomallus in Halomonas elongata. Appl.Environ.Microbiol. 70(5): 3130−3132.

297. Quayle J.R. (1969) Microbial growth on Ci compounds. Proc. Biochem. 2:25−29.

298. Quayle J.R. (1972) The metabolism of the one-carbon compounds by microorganisms. Adv. Microb. Physiol. 7:119−203.

299. Quayle J.R., Ferenci T. (1978) Evolutionary aspects of autotrophy. Microbiol. Rev. 42:251−273.

300. Radajewski S., Ineson P., Parekh N.R., Murrell J.C. (2000) Stable-isotope probing as a tool in microbial ecology. Nature. 403: 646−649.

301. Radajewski S., Webster G., Reay D.S., Morris S.A., Ineson P., Nedwell D.B., Prosser J.I., Murrell J.C. (2002) Identification of active methylotroph populations in an acidic forest soil by stable-isotope probing. Microbiology. 148: 2331−2342.

302. Radajewski, S., McDonald I.R. and Murrell C.J. (2003) Stable-isotope probing: a window to the function of uncultured microorganisms. Curr. Opin. Biotechnol. 14: 296 302.

303. Rasmussen R.A., Khalil M.A. (1984) Atmospheric methane in the recent and ancient atmospheres: concentrations, trends interhemispheric gradient. J. Geophys. Res. 89(7): 11 599−11 605.

304. Reeburgh W.S. (1976) Methane consumption in Cariaco Trench waters and sediments. Earth. Planet. Sci.Lett. 28:337−344.

305. Reeburgh W.S. (1983) Rates of biogeochemical processes in anoxic sediments. Ann. Rev. Earth. Planet. Sci. 11-.269−298.

306. Ren T., Amaral J. A., Knowles R. (1997) The response of methane consumption by pure cultures of methanotrophic bacteria to oxygen. Canad. J. Microbiol. 43: 925−928.

307. Reynolds E. S. (1963) The use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy. J. Cell Biol. 17: 208−213.

308. Ribbons D. (1975) Oxidation of CI compounds by particulate fraction from Methylococcus capsulatus: distribution and properties of methane-dependent reduced nicotinamide adenine nucleotide oxidase (methane hydroxylase) J.Bacteriol. 122: 13 511 363.

309. Rivkina E., Friedmann E. I, Gilichinsky D. (2000) Metabolic activity of permafrost bacteria below the freezing point. Appl. Environ. Microbiol. 66:3230−3233.

310. Roe? ler M., Muller V. (2001) Osmoadaptation in bacteria and archaea: common principles and differences. Environ. Microbiol. 3: 743−754.

311. Roe? ler M., Muller, V. (2002) Chloride, a new environmental signal molecule involved in gene regulation in a moderately halophilic bacterium, Halobacillus halophilus. J. Bacteriol. 184: 6207−6215.

312. Roe? ler M., Wanner G., Muller V. (2000) Motility and flagellum synthesis in Halobacillus halophilus are chloride dependent. J. Bacteriol. 182: 532−535.

313. Roslev P., Iversen N. (1999) Radioactive fingerprinting of microorganism that oxidize atmospheric methane in different soils. Appl. Environ. Microbiol. 65(9): 4064−4070.

314. Rudd J.W.M., Hamilton R.D. (1978) Methane cycling in a eutrophic shield lake and its effect on whole lake metabolism. Limnol. Oceanogr. 23(2): 337−347.

315. Rudd J.W.M., Hamilton R.D., Campbele N.E.R. (1974) Measurement of microbial oxidation of methane in lake water. Limnol. Oceanogr. 19(3): 519−524.

316. Russel N.J., Adams R., Bygraves J., Kogut M. (1986) Cell envelope phospholipids changes in moderate halophilic bacteria during phenotypic adaptation to altered salinity and osmotic stress. FEMS Microbiol. Rev. 39: 103−107.

317. Sakai Y., Mitsui R., Katayama Y., Yanase H., Kato N. (1999) Organization of the genes involved in the ribulosemonophosphate pathway in an obligate methylotrophic bacterium, Methylomonas aminofaciens 17sl. FEMS Microbiol. Lett. 176:125−130.

318. Salerno G.L., Curatti, L. (2003) Origin of sucrose metabolism in higher plants: when, how and why? Trends in Plant Science. 8: 63−69.

319. Santos H., daCosta M.S. (2002) Compatible solutes in organisms that live in hot saline environments. Environ. Microbiol. 4(9): 501−509.

320. Sara M., Sleytr U.B. (2000) S-layer proteins. J. Bacteriol. 182: 859−868.

321. Schouten S., Bowman J.P., Rijpstra I.C., Damste J.S.S. (2000). Sterols in psychrophilic methanotroph, Methylosphaera hansonii. FEMS Microbiol. Lett., V.186, № 2, p. 193 195.

322. Shacterle G.R., Pollack R.L. (1973) A simplified method for quantitative assay of small amounts of protein in biological material. Anal. Biochem. 51: 654−657.

323. Sharpe P.L., Koffas M., Wilczek J., Knoke K., Odom J.M. (2002) Genomic and genetic analysis of central carbon metabolism in the obligate methanotroph Methylomonas sp. 16A. (http://zeyc.mimas.ac.uk/zetoc/wzgw?terms=CN046661813&field=zid).

324. Sherwood Lollar B., Frape S. K., Fritz P., Macko S.A., Welhan J.A., Blomquist P.W. (1993) Evidence for bacterially generated hydrocarbon gas in Canadian shield and Fennoscandian shield rocks, Geochim. Cosmochim. Acta. 57: 5073−5085.

325. Shishkina V.N., Trotsenko Y.A. (1980) Pathways of ammonia assimilation in obligate methane utilizers. FEMS Microbiol. Lett. 5(1): 187−191.

326. Shishkina V.N., Trotsenko Y.A. (1982) Multiple enzymic lesions in obligate methanotrophic bacteria. FEMS Microbiol. Lett. 13(2): 237−242.

327. Sieburth J.M., Johnson P.W., Eberhardt M.A., Sieracki M.E., Lidstrom M., Laux D. (1987) The first methane-oxidizing bacterium from the upper mixed layer of the deep ocean Methylomonaspelagica sp. nov. Curr. Microbiol. 14(5): 285−293.

328. Sinnighe Damste J.S., Strous M., Rijpstra W.I., Hopmans E.C., Greenvasen J.A., van Duin A.C., van Niftrik L.A. Jetten M.S.(2002) Linearly concatenated cyclobutane lipids from a dense bacterial membrane. Nature. 419: 708−712.

329. Skulachev V.P. (1992) The laws of cell energetics. Eur. J. Biohem. 208: 203−209.

330. Sleator R.D., Hill C. (2001) Bacterial osmoadaptation: the role of osmolytes in bacterial stress and virulence. FEMS Microbiol. Rev. 26:49−71.

331. Sleytr U.B. (1997) Basic and applied S-layer research: an overview. FEMS Microbiol. Rev. 20(½): 5−12.

332. Sleytr U.B., Beveridge T.J. (1999) Bacterial S-layers. Trends Microbiol. 7: 253−260.

333. Sleytr U.B., Sara M., Pum D., Schuster B. (2001) Characterization and use of crystalline bacterial cell surface layers. Prog. Surf. Sei. 68: 231−278.

334. Smirnova G.V., Muzyka N.G., Oktyabrsky O.N. (2000) The role of antioxidant enzymes in response of Escherichia coli to osmotic upshift. FEMS Microbiol. Lett. 186: 209−213.

335. Smith A. J., Hoare D.R. (1977) Specialist phototrophs, lithotrophs and methylotrophs: a unity among a diversity of Procaryotes? Bacteriol. Rev. 41(l):419−448.

336. Smith R.L., Miller L.G., Howes B.L. (1993) The geochemistry of methane in Lake Fryxell, an amictic, permanently ice-covered, Antarctic lake. Biogeochemistry. 21:95 115.

337. Sohngen N.L. (1906) Uber Bakteria welche Methan als Kohlenstorfnah’rung und Energie-quelle gebrauchen (On the bacteria which use methane as a carbon and energy source.) Zentr. Bakt. Parazitenk. 15:513−517.

338. Sohngen N.L. (1910) Sur de role du methane dans la vie organique (The role of methane in organic life). Ree. Trav. Chim. 29:238−374.

339. Sokolov A.P., Trotsenko Y.A. (1995) Methane consumption in (hyper) saline habitats of Crimea (Ukraine). FEMS Microbiol. Lett. 18(4):299−304.

340. Sorokin D.Y., Jones B.E., Kuenen J.G. (2000) A novel obligately methylotrophic, methane-oxidizing Methylomicrobium species from a highly alkaline environment. Extermophiles. 4:145−155.

341. Southward A.J., Southward E.C., Dando P.R., Rau G.N., Felbeck N. Flugel H. (1981)iy jj.

342. Bacterial symbionts and low C/ C ratios in tissues of Pogonophora indicate unusual nutrition and metabolism. Nature. 293:616−620.

343. Srere PA (1969) Citrate synthase. In: J.M. Lowenstein (ed) Methods in Enzymology. Academic Press, London. 13:3−11.

344. Stafford G.P., Scanlan J., McDonald I.R., Murrell J.C. (2003) rpoN, mmoR and mmoG, genes involved in regulating the expression of soluble methane monooxygenase in Methylosinus trichosporium OB3b. Microbiology (UK). 149: 771−1784.

345. Stephen K.C., Hamilton J.H. (1974) Gluconeogenesis by Veilionella parvula M4: evidence for the indirect conversion of pyruvate to P-enolpyruvate. Can. J. Microbiol. 20: 19−28.

346. Stirling D.I., Dalton H. (1978) Purification and properties of an NAD (P)±linked formaldehyde dehydrogenase from Methylococcus capsulatus (Bath). J. Gen. Microbiol. 107: 19−29.

347. Strom T., Ferenci T., Quayle J.R. (1974) The carbon assimilation pathways of Methylococcus capsulatus, Pseudomonas methanica and Methylosinus trichosporium (OB3b). Biochem. J. 144:465−476.

348. Stolyar S., Costello A.M., Peeples T.L., Lidstrom M.E. (1999) Role of multiple gene copied in particulate methane monooxygenase activity in the methane-oxidizing bacterium Methylococcus capsulatus Bath. Microbiology (UK). 145. 1235−1244.

349. Sugiyama K., Izawa S., Inoue Y. (2000) The Yaplp-dependent induction of glutathione synthesis in heat shock response of Saccharomyces cerevisiae. J. Biol. Chem. 275(20):.15 535−15 540.

350. Sundh I., Borga P., Nilsson M., Svensson B.H. (1995) Estimation of cell number of methanotrophic bacteria in boreal peatlands based on analyses of specific phospholipid fatty acids. FEMS Microbiol. Ecol. 18:103−112.

351. Sutton G.C., Russell N.J., Quinn J.R. (1991) The effect of salinity on the phase behavior of total lipid extracts and binary mixtures of the major phospholipids isolated from a moderately halophilic eubacterium. Biochem. Biophys. Acta. 1061: 235−246.

352. Tamaoka J., Komagata K., Kinoshita T., Shen G., Kodama T., Imai I., Minoda Y.(1985) Methylubiquinone, a new isoprenoid quinone in methane-oxidizing bacterium strain H-2. FEMS Microbiol. Lett. 29(½): 151−154.

353. Taylor S.C. (1977) Evidence for the presence of ribulose-l, 5-bisphosphate carboxylase and phosphoribulokinase in Methylococcus capsulatus (Bath). FEMS Microbiol.Lett. 2:305−307.

354. Taylor S.C., Dalton H., Dow C.S. (1981) Ribulose-l, 5-bisphosphate carboxylase/oxygenase and carbon assimilation in Methylococcus capsulatus (Bath). J. Gen. Microbiol. 122:89−94.

355. Thauer R.K. (1998) Biochemistry of methanogenesis: a tribute to Marjory Stephenson. Microbiology (UK). 144: 2377−2406.

356. Theisen A.R., Murrell J.C. (2005) Facultative methanotrophs revisited. J. Bacteriol. 187(13): 4303−4305.

357. Thiemann B., Imhoff I.F. (1991) The effect of salt on the lipid composition of Ectothiorhodospira. Arch. Microbiol. 156(5):376−384.

358. Thomas S.R., Trust T.J. (1995) Tyrosine phosphorylation of the tetragonal paracrystalline array of Aeromonas hydrophila: molecular cloning and high-level expression of the S-layer protein gene. J. Mol. Biol. 245: 568−581.

359. Thompson JD, Gibson TJ, Plewniak F, Jeanmaugin F, Higgins DG (1997) The Clustal X windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Res 25:4876−4882.

360. Toukdarian A.E., Lidstrom M.E. (1984) Nitrogen metabolism in a new obligate methanotroph iMethylosinus' strain 6. J. Gen. Microbiol. 130:1827−1837.

361. Trotsenko Y.A., Khmelenina V.N., Beschastny A.P. (1996) The Ribulose Monophosphate (Quayle) cycle: News and Views. Microbial Growth on C compounds. Eds. Lidstrom M.E., Tabita. R. Kluwer Acad. Publishers. NY. 4−8.

362. Trotsenko Y.A., Shishkina V.A. (1990) Studies on phosphate metabolism in obligate methylotrophs. FEMS Microbiol. Rev. 87(3−4):267−271.

363. Truffa-Bachi P., Cohen G.N. (1970) Aspartokinase I and homoserine dehydrogenase I. Methods Enzymol. 17A: 694−699.

364. Tsien H.-C., Bratina B.J., Tsuji K" Hanson R.S. (1990) Use of oligonucleotide signature probes for identification of physiological groups of methylotrophic bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 56:2858−2865.

365. Tsuji K., Tsien H.C., Hanson R.S., DePalma S.R., Scholtz R., LaRoche S. (1990) 16S ribosomal RNA sequence analysis for determination of phylogenetic relationships among methylotrophs. J. Gen. Microbiol. 136:1−10.

366. Uchiyama Y., Shinohara Y., Tomioka N., Kusakabe I. (1999) Induction and enhancement of stress proteins in trichloroethylene-degrading methanotrophic bacterium Methylocystis sp. M. FEMS Microbiol. Lett. 170:125−130.

367. Vecherskaya M.S., Galchenko V.F., Sokolova E.N., Samarkin V.A. (1993) Activity and species composition of aerobic methantrophic communities in tundra soils. Current Microbiol. 27: 181−184.

368. Ventoza A., Nieto J.J., Oren A. (1998) Biology of moderately halophilic aerobic bacteria. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 62(2): 504−544.

369. Vorholt J.A. (2002) Cofactor-dependent of formaldehyde oxidation in methylotrophic bacteria. Arch. Microbiol. 178:39−249.

370. Vorholt J.A., Chistoserdova L., Lidstrom M.E., Thauer R.K. (1998) NADP-dependent methylene tetrahydromethanopterin dehydrogenase in Methylobacterium extorquens AMI. J. Bacteriol. 180:351−5356.

371. Vorholt J.A., Marx C.J., Lidstrom M.E., Thauer R.K. (2000) Novel formaldehyde activating enzyme in Methylobacterium extorquens AMI required for growth on methanol. J. Bacteriol. 182: 645−6650.

372. Vorobyova E., Soina V., Gorlenko M., Minkovskaya N., Mamukelashvili A., Zalinova N., Gilichinsky D., Rivkina E., Vishnivetskaya T. (1997) The deep cold biosphere: facts and hypothesis. FEMS Microdiol. Rev. 20:277−290.

373. Wampler DE, Westhead EW (1968) Two aspartokinases from Escherichia coli. Nature of the inhibition and molecular changes accompanying reversible inactivation. Biochemistry 7: 1661−1671.

374. Walsh D.A., Cooper R.H., Denton R.M., Bridges B.I., Randle P. S. (1976) Elementary reactions of the pig heart pyruvate dehydrogenase complex. Biochem. J. 157:41−67.

375. Ward, N., Larsen, Q., Sakwa, J., Bruseth L., at al., and 38 coauthors. (2004) Genomic insights into methanotrophy: the complete genome sequence of Methylococcus capsulatus (Bath) PLoS Biology. 2: 1616−1628.

376. Wartiainen, I., Hestens, A.G. and Svenning M.M. (2003) Methanotrophic diversity in high arctic wetlands on the islands of Svalbard (Norway) denaturing gel electrophoresis analysis of soil DNA and enrichment cultures. Can. J. Microbiol. 49, 602−612.

377. Wartiainen I., Hestnes A.G., McDonald I.R., Svenning M.M. (2006a) Methylobacter tundripaludum sp. nov., a methane-oxidising bacterium from arctic wetland soil on the Svalbard islands, Norway (78°N). Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 56: 109−113.

378. Wartiainen I., Hestnes A.G., McDonald I.R., Svenning M.M. (2006b) Methylocystis rosea sp. nov., a novel methanotrophic bacterium from Arctic wetland soil, Svalbard, Norway (78°N). Int. J. Syst. Evo. Microbiol. 56: 541−547.

379. Whalen, S.C., Reeburgh, W.S. (1990) Consumption of atmospheric methane by tundra soils. Nature. 346: 160−162.

380. Wampler D.E., Westhead E.W. (1968) Two aspartokinases from Escherichia coli. Nature of the inhibition and molecular changes accompanying reversible inactivation. Biochemistry. 7(5): 1661−1671.

381. Whittenbury R. (1969) Microbial utilization of methane. Proc. Biochem. 4: 51−56.

382. Whittenbury R. (1980) The interrelationship of autotrophy and methylotrophy as seen in Methylococcus capsulatus (Bath). Microbial growth on C compounds. Ed. Dalton H. Heiden. London. 181−190.

383. Whittenbury R., Dalton H. (1981) The methylotrophic bacteria. In «The Procaryotes». Eds. M.P. Starr et al. Springer-Verlag, Berlin, 894−902.

384. Whittenbury R., Dalton H., Eccleston M., Reed H.L. (1975) The different types of methane oxidizing bacteria and some of their more unusual properties. Proc. Int. Symp. «Microbial Growth on Ci Compounds». Tokyo, 1−9.

385. Whittenbury R., Kelly D.P. (1977) Autotrophy: a conceptual phoenix. Symp. Soc. Gen. Microbiol. 27: 121−149.

386. Whittenbury R., Phillips K.C., Wilkinson J.F. (1970) Enrichment, isolation and some properties of methane-utilizing bacteria. J. Gen. Microbiol. 61:205−218.

387. Wohlfarth A., Severin J., Galinski E.A. (1990) The spectrum of compatible solutes in heterotrophic halophilic eubacteria of the family Halomonadaceae. J. Gen. Microbiol. 136: 705−712.

388. Wolnak B., Andreen B.H., Chsholm J.A., Saaden M. (1967) Fermentation of methane. Biotechnol. Bioeng. 9: 57−68.

389. Wood A. P., Aurikko J. P., Kelly D. P. (2004) A challenge for 21st century molecular biology and biochemistry: what are the causes of obligate autotrophy and methanotrophy? FEMS Microbiol. Rev. 28:335 352.

390. Wood W.A. (1971) Assay of enzymes representative of metabolic pathways. Methods Microbiol. 6A: 421.

391. Woodland M.P., Gammack R. (1985) Microbial Gas Metabolism. Eds Poole R.K., Dow C.S. Academic Press. London.

392. Yoch D.C., Chen Y.P., Hardin M.G. (1990) Formate dehydrogenase from the methane-oxidizer Methylosinus trichosporium OB3b. J. Bacteriol. 172(8):4456−4463.

393. Zahn J.A., DiSpirito A.A. (1996) Membrane-associated methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath). J. Bacteriol. 178:1018−1029.

394. Zahn J.A., Bergman D.J., Kunz J.M., DiSpirito A.A. (2001) Membrane-associated quinoprotein formaldehyde dehydrogenase from Methylococcus capsulatus (Bath). J. Bacteriol. 183: 832−6840.

395. Zhilina T.N., Zavarzin G.A. (1990) Extremely halophilic, methylotrophic anaerobic bacteria. FEMS Microbiol. Rev. 87(3−4): 315−322.

396. Zhilina T.N., Zavarzin G.A. (1994) Alkaliphilic anaerobic community at pH 10. Cur. Microbiol. 29(2): 109−112.