Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Неканонические функции факторов терминации трансляции eRF1 и eRF3 у дрожжей saccharomyces cerevisiae

Диссертация: Неканонические функции факторов терминации трансляции eRF1 и eRF3 у дрожжей saccharomyces cerevisiae
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Нам удалось показать, что уменьшение количества факторов терминации трансляции eRFl и eRF3 вследствие репрессии кодирующих их генов одинаково влияет на уровень сквозного прочтения стоп-кодонов, но оказывает разное воздействие на морфологию клеток, цитоскелет и клеточный цикл: снижение уровня экспрессии eRFl вызывает накопление непочкующихся одноядерных клеток с увеличенным содержанием ДНК (> 2С… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. «ФАКТОРЫ ТРАНСЛЯЦИИ И ЦИТОСКЕЛЕТ». И
  • 1. Факторы терминации трансляции эукариот
    • 1. 1. Сравнительная характеристика терминации трансляции у Eubacteria, Archebacteria и Eukarya
    • 1. 2. eRFl — эукариотический фактор терминации трансляции класса I
    • 1. 3. eRF3 — эукариотический фактор терминации трансляции класса II
    • 1. 4. Дополнительные факторы, принимающие участие в терминации трансляции у эукариот
  • 2. Особенности организации цитоскелета у дрожжей
    • 2. 1. Тубулиновый цитоскелет
    • 2. 2. Актиновый цитоскелет
  • 3. Взаимодействие факторов трансляции и компонентов цитоскелета
    • 3. 1. Факторы инициации трансляции и цитоскелет
    • 3. 2. Факторы элонгации трансляции и цитоскелет
    • 3. 3. Факторы терминации трансляции и цитоскелет

Неканонические функции факторов терминации трансляции eRF1 и eRF3 у дрожжей saccharomyces cerevisiae (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Основная цель постгеномной биологии состоит в понимании того, как информация, заложенная в линейной (т.е. одномерной) последовательности генов, реализуется в виде пространственно-временной (т.е. четырехмерной) сети белок-белковых взаимодействий. Секвенирование геномов организмов, стоящих на разных уровнях эволюционного развития, и, соответственно, имеющих разную степень сложности организации, привело к парадоксальному результату. Оказалось, что если степень сложности измерять количеством генов, то млекопитающие, состоящие из большого количества клеток и тканей и обладающие высокоразвитой нервной системой, лишь в пять раз сложнее чем одноклеточные грибы дрожжи и примерно в десять раз сложнее чем бактерия кишечная палочка. Таким образом, сложность организации по-крайней мере отчасти должна зависеть от способности продуктов генов образовывать разные комбинации друг с другом. И действительно, белки в подавляющем большинстве случаев функционируют в составе мультибелковых комплексов, причем один и тот же белок может образовывать несколько альтернативных комплексов с разными другими белками и, соответственно, выполнять в клетке разные функции. Такие многофункциональные белки получили в англоязычной литературе название «moonlighting proteins» (Jeffery, 1999), т. е. «белки-совместители». Постепенно у все новых и новых белков открываются дополнительные функции, и в конце концов может оказаться, что практически все белки относятся к разряду «moonlighting proteins». Более того, один и тот же белок может образовывать разные комплексы с другими белками в зависимости от клеточного компартмента, от стадии клеточного цикла, а у многоклеточных организмов — от типа клеток и тканей. Таким образом, парадигма классической молекулярной биологии «один ген — один белок — одна функция» подвергается значительной модификации. Вместо нее приходит понимание организации протеома как сложной пространственно-временной «паутины», сотканной из белок-белковых взаимодействий.

Данная работа посвящена доказательству того, что белковые факторы эукариот eRFl и eRF3, являющиеся главными участниками заключительной стадии биосинтеза белкатерминации трансляции, относятся к категории «moonlighting proteins». Биосинтез белка является одним из фундаментальных биологических процессов. Соответственно этому, изучение белковых факторов, принимающих участие в этом процессе, играет немаловажную роль в понимании общих принципов организации биологических систем, а также имеет большое практическое значение. Для многих факторов, принимающих участие в синтезе белка показана роль в других внутриклеточных процессах. В этом отношении факторы терминации трансляции eRFl и eRF3 практически не изучены. В связи с этим целью данной работы было частичное заполнение этого пробела в наших знаниях, т. е. изучение неканонических (нетрансляционных) функций белков eRFl и eRF3 у дрожжей Saccharomyces cerevisiae, которые являются одним из наиболее просто устроенных, а потому наиболее удобных для изучения эукариотических организмов.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ «ФАКТОРЫ ТРАНСЛЯЦИИ И ЦИТОСКЕЛЕТ».

выводы.

Уменьшение количества факторов терминации трансляции eRFl и eRF3C одинаково влияет на уровень сквозного прочтения стоп-кодонов и жизнеспособность клеток, но оказывает разное воздействие на морфологию клеток, цитоскелет и клеточный цикл: снижение уровня экспрессии eRFl вызывает накопление непочкующихся клеток с увеличенным количеством ДНК (> 2С), а снижение экспрессии eRF3C приводит к нарушению цитои кариокинеза, которое связано с повреждением тубулинового и актинового цитоскелета.

Основная часть белков eRFl и eRF3 связана с рибосомами. eRFl и eRF3, не связанные с рибосомами, входят в состав разных белковых комплексов. Проведено клонирование мультикопийных супрессоров температурочувствительных мутаций в гене SUP45. Одним из таких супрессоров оказался ген MLC1, кодирующий легкую цепь миозина. Белки eRFl и Mlclp взаимодействуют друг с другом в лизатах клеток. Температурочувствительная мутация sup4536ts приводит к накоплению многоядерных клеток с удлиненными почками. В основе этого эффекта лежит нарушение нормальной локализации Mlclp, по-видимому, за счет образования непродуктивных комплексов eRFl36ts: Mlclp.

8.

Заключение

.

В последнее время накапливаются данные, что один и тот же белок может образовывать несколько разных комплексов с другими белками и, соответственно, выполнять в клетке несколько разных функций. Благодаря этому происходит интеграция разных структур и процессов внутри клетки в единое целое. Целью данной работы являлось доказательство существования у белков eRFl и eRF3, которые известны как факторы терминации трансляции у эукариот, неканонических (нетрансляционных) функций. Согласно этому были поставлены задачи работы: 1) изучить фенотипические проявления нарушения функций генов SUP45 и SUP35, кодирующих белки eRFl и eRF3, соответственно- 2) выяснить, возникают ли фенотипические изменения вследствие дефекта терминации трансляции, или же они представляют собой результат нарушения нетрансляционных функций eRFl и eRF3- 3) исследовать молекулярные механизмы, лежащие в основе неканонических функций факторов терминации трансляции. Для реализации поставленных задач в качестве основных генетических инструментов были выбраны: 1) изучение последствий репрессии генов SUP45 и SUP35-Q, 2) изучение проявлений температурочувствительных мутаций в этих генах, а также поиск генов, в мультикопийном состоянии супрессирующих данные мутации.

Нам удалось показать, что уменьшение количества факторов терминации трансляции eRFl и eRF3 вследствие репрессии кодирующих их генов одинаково влияет на уровень сквозного прочтения стоп-кодонов, но оказывает разное воздействие на морфологию клеток, цитоскелет и клеточный цикл: снижение уровня экспрессии eRFl вызывает накопление непочкующихся одноядерных клеток с увеличенным содержанием ДНК (> 2С), а снижение экспрессии eRF3C приводит к нарушению цитои кариокинеза, которое связано с повреждением тубулинового и актинового цитоскелета. Мы продемонстрировали, что eRFl и eRF3 образуют по два мажорных внутриклеточных пула. Один из них является общим для обоих белков — ассоциированный с рибосомами пул. Скорее всего, находясь в этом пуле, eRFl и eRF3 осуществляют терминацию трансляции. В то же время, основное количество eRFl и eRF3, не связанных с рибосомами, выходит в разных фракциях, и, следовательно, входит в состав разных белковых комплексов («нетрансляционный» пул). Можно предположить, что эти белковые комплексы выполняют в клетке разные функции. Чтобы выявить ранее неизвестные белки, которые могли бы входить в состав таких комплексов, был проведен поиск мультикопийных супрессоров температурочувствительных мутаций в гене SUP45. В результате поиска был клонирован ген MLC1, кодирующий легкую цепь миозина. Оказалось, что eRFl, в отличие от eRF3, и Mlclp физически взаимодействуют. Более того, было показано, что температурочувствительная мутация sup4536lb (Leu34—"Ser) в отличие от репрессии гена SUP45 приводит к накоплению многоядерных клеток с удлиненными почками. В основе подобного фенотипа лежит нарушение нормальной локализации Mlclp по-видимому за счет образования непродуктивных комплексов eRFl3(>ts:Mlclp. На основе полученных данных мы предложили молекулярный механизм участия комплекса eRFl: М1с1р в цитокинезе.

Принципиально новым в данной работе является следующее: 1) Нам удалось отделить нетрансляционные аспекты функционирования eRFl и eRF3 от трансляционных. Поскольку нарушение терминации трансляции (т.е. биосинтеза белка) приводит к глобальным последствиям для физиологии клетки, такое разделение представляет собой непростую задачу. Именно невозможность четко отделить последствия нарушения трансляционной и нетрансляционной функций eRFl и eRF3 была основным недостатком ранее опубликованных работ. 2) Также нам удалось показать функциональное и физическое взаимодействие кодон-узнающего фактора терминации трансляции eRFl и легкой цепи миозина Mlclp, что может указывать на функционирование eRFl в цитокинезе. Взаимодействие с компонентами цитоскелета ранее было продемонстрировано для факторов инициации и элонгации, но для факторов терминации до настоящего времени данные о непосредственном и имеющем функциональное значение взаимодействии с компонентами цитоскелета практически отсутствовали.

Изучение функций отдельных белков, таких как факторы терминации трансляции, может помочь пролить свет на общие принципы организации протеома, что имеет несомненный общебиологический интерес. Далее, поскольку факторы, принимающие участие в биосинтезе белка отличаются высокой консервативностью среди эукариот, можно ожидать и консервативность их нетрансляционных функций. В связи с этим, данные, полученные на S. cerevisiae, одном из наиболее простых эукариотических организмов и наиболее изученных в молекулярно-биологическом отношении, могут стимулировать аналогичные исследования на культурах клеток человека. Возможно, что в результате подобных исследований могут быть обнаружены молекулярные механизмы, лежащие в основе некоторых заболеваний, этиология и патогенез которых до сих пор не известны.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Инге-Вечтомов С.Г. и Адрианова В. М. (1970). Рецессивные супер-супрессоры у дрожжей. Генетика 11, 103−115.
  2. Adams, А.Е., Johnson, D.I., Longnecker, R.M., Sloat, B.F., and Pringle, J.R. (1990). CDC42 and C. DC43, two additional genes involved in budding and the establishment of cell polarity in the yeast Saccharomyces cerevisiae. J. Cell Biol. Ill, 131−142.
  3. Adams, A.E. and Pringle, J.R. (1984). Relationship of actin and tubulin distribution to bud growth in wild-type and morphogenetic-mutant Saccharomyces cerevisiae. J. Cell Biol. 98, 934−945.
  4. Adams, A.E. and Pringle, J.R. (1991). Staining of actin with fluorochrome-conjugated phalloidin. Methods Enzymol. 194:729−31., 729−731.
  5. Adams, A.E., Shen, W., Lin, C.S., Leavitt, J., and Matsudaira, P. (1995). Isoform-specific complementation of the yeast sac6 null mutation by human fimbrin. Mol. Cell Biol. 15, 6975.
  6. Adams, I.R. and KilmartinJ.V. (2000). Spindle pole body duplication: a model for centrosome duplication? Trends Cell Biol. 10, 329−335.
  7. Amatruda, J.F. and Cooper, J. A. (1992). Purification, characterization, and immunofluorescence localization of Saccharomyces cerevisiae capping protein. J. Cell Biol. 117, 1067−1076.
  8. Amatruda, J.F., Gattermeir, D.J., Karpova, T.S., and Cooper, J.A. (1992). Effects of null mutations and overexpression of capping protein on morphogenesis, actin distribution and polarized secretion in yeast. J. Cell Biol. 119, 1151−1162.
  9. Andjelkovic, N., Zolnierowicz, S., Van Hoof, C., Goris, J., and Hemmings, B.A. (1996). The catalytic subunit of protein phosphatase 2A associates with the translation termination factor eRFl. EMBO J. 15, 7156−7167.
  10. Arkov, A.L. and Murgola, E.J. (1999). Ribosomal RNAs in translation termination: facts and hypotheses. Biochemistry (Mosc.) 64, 1354−1359.
  11. Ayscough, K.R. and Drubin, D.G. (1996). ACTIN: general principles from studies in yeast. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 12:129−60., 129−160.
  12. Basu, J., Williams, B.C., Li, Z., Williams, E.V., and Goldberg, M.L. (1998). Depletion of a Drosophila homolog of yeast Sup35p disrupts spindle assembly, chromosome segregation, and cytokinesis during male meiosis. Cell Motil. Cytoskeleton 39, 286−302.
  13. Beach, D.L., Thibodeaux, J., Maddox, P., Yeh, E., and Bloom, K. (2000). The role of the proteins Kar9 and Myo2 in orienting the mitotic spindle of budding yeast. Curr. Biol. 10, 1497−1506.
  14. Bektas, M., Nurten, R., Gurel, Z., Sayers, Z., and Bermek, E. (1994). Interactions of eukaryotic elongation factor 2 with actin: a possible link between protein synthetic machinery and cytoskeleton. FEBS Lett. 356, 89−93.
  15. Bektas, M., Nurten, R., Sayers, Z., and Bermek, E. (1998). Interactions of elongation factor 2 with the cytoskeleton and interference with DNase I binding to actin. Eur. J. Biochem. 256, 142−147.
  16. Bertram, G., Bell, H.A., Ritchie, D.W., Fullerton, G., and Stansfield.I. (2000). Terminating eukaryote translation: domain 1 of release factor eRFl functions in stop codon recognition. RNA. 6, 1236−1247.
  17. Biggins, S. and Rose, M.D. (1994). Direct interaction between yeast spindle pole body components: Karlp is required for Cdc31p localization to the spindle pole body. J. Cell Biol. 125, 843−852.
  18. Bishop, A.L. and Hall, A. (2000). Rho GTPases and their effector proteins. Biochem. J. 348 Pt2:241−55., 241−255.
  19. Bobola, N., Jansen, R.P., Shin, Т.Н., and Nasmyth, K. (1996). Asymmetric accumulation of Ashlp in postanaphase nuclei depends on a myosin and restricts yeast mating-type switching to mother cells. Cell 84, 699−709.
  20. Boeke, J.D., LaCroute, F., and Fink, G.R. (1984). A positive selection for mutants lacking orotidine-5'-phosphate decarboxylase activity in yeast: 5-fluoro-orotic acid resistance. Mol. Gen. Genet. 197, 345−346.
  21. Bonneaud, N., Ozier-Kalogeropoulos, 0., Li, G.Y., Labouesse, M., Minvielle-Sebastia, L., and LaCroute, F. (1991). A family of low and high copy replicative, integrative and single-stranded S. cerevisiae/E. coli shuttle vectors. Yeast 7, 609−615.
  22. Borchsenius, A.S., Tchourikova, A.A., and Inge-Vechtomov, S.G. (2000). Recessive mutations in SUP35 and SUP45 genes coding for translation release factors affect chromosome stability in Saccharomyces cerevisiae. Curr. Genet. 37, 285−291.
  23. Boyne, J.R., Yosuf, H.M., Bieganowski, P., Brenner, C., and Price, C. (2000). Yeast myosin light chain, Mlclp, interacts with both IQGAP and class II myosin to effect cytokinesis. J. Cell Sci. 113 Pt 24:4533−43., 4533−4543.
  24. Bradford, M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, 248 254.
  25. BrockerhoffS.E., Stevens, R.C., and Davis, T.N. (1994). The unconventional myosin, Myo2p, is a calmodulin target at sites of cell growth in Saccharomyces cerevisiae. J. Cell Biol. 124, 315−323.
  26. Brown, C.M. and Tate, W.P. (1994). Direct recognition of mRNA stop signals by Escherichia coli polypeptide chain release factor two. J. Biol. Chem. 269, 33 164−33 170.
  27. Buckingham, R.H., Grentzmann, G., and Kisselev, L. (1997). Polypeptide chain release factors. Mol. Microbiol. 24, 449−456.
  28. Bullitt, E., Rout, M.P., KilmartinJ.V., and Akey, C.W. (1997). The yeast spindle pole body is assembled around a central crystal of Spc42p. Cell 89, 1077−1086.
  29. Cabib, E. (1975). Molecular aspects of yeast morphogenesis. Annu. Rev. Microbiol. 29:191 214, 191−214.
  30. Cabib, E., Drgonova, J., and Drgon, T. (1998). Role of small G proteins in yeast cell polarization and wall biosynthesis. Annu. Rev. Biochem. 67:307−33, 307−333.
  31. Carr-Schmid, A., Valente, L., Loik, V.I., Williams, Т., Starita, L. M" and Kinzy, T.G. (1999). Mutations in elongation factor ip, a guanine nucleotide exchange factor, enhance translational fidelity. Mol. Cell Biol. 19, 5257−5266.
  32. Caskey, C.T., Forrester, W.C., Tate, W., and Ward, C.D. (1984). Cloning of the Escherichia coli release factor 2 gene. J. Bacteriol. 158, 365−368.
  33. Chavatte, L., Frolova, L., Kisselev, L., and Favre, A. (2001). The polypeptide chain release factor eRFl specifically contacts the s (4)UGA stop codon located in the A site of eukaryotic ribosomes. Eur. J. Biochem. 268, 2896−2904.
  34. Chavatte, L., Seit-Nebi, A., Dubovaya, V., and Favre, A. (2002). The invariant uridine of stop codons contacts the conserved NIKSR loop of human eRFl in the ribosome. EMBO J. 21, 5302−5311.
  35. Cheney, R.E. and Mooseker, M.S. (1992). Unconventional myosins. Curr. Opin. Cell Biol. 4, 27−35.
  36. Chernoff, Y.O., Galkin, A.P., Lewitin, E" Chemova, T.A., Newnam, G.P., and Belenkiy, S.M. (2000). Evolutionary conservation of prion-forming abilities of the yeast Sup35 protein. Mol. Microbiol. 35, 865−876.
  37. Chi, К., Jones, D.V., and Frazier, M.L. (1992). Expression of an elongation factor ly-related sequence in adenocarcinomas of the colon. Gastroenterology 103, 98−102.
  38. Chial, H.J., Rout, M.P., Giddings, T.H., and Winey, M. (1998). Saccharomyces cerevisiae Ndclp is a shared component of nuclear pore complexes and spindle pole bodies. J. Cell Biol. 143, 1789−1800.
  39. Chial, H. J" Stemm-Wolf, A.J., McBratney, S., and Winey, M. (2000). Yeast Eaplp, an eIF4E-associated protein, has a separate function involving genetic stability. Curr. Biol. 10, 15 191 522.
  40. Cox, B.S. (1971). A recessive lethal super-suppressor mutation in yeast and other psi phenomena. Heredity 26, 211−232.
  41. Craigen, W.J., Lee, C.C., and Caskey, C.T. (1990). Recent advances in peptide chain termination. Mol. Microbiol. 4, 861−865.
  42. Czaplinski, K., Majlesi, N., Banerjee, T., and Peltz, S.W. (2000). Mttl is a Upfl-like helicase that interacts with the translation termination factors and whose overexpression can modulate termination efficiency. RNA. 6, 730−743.
  43. Czaplinski, K., Weng, Y" Hagan, K.W., and Peltz, S.W. (1995). Purification and characterization of the Upfl protein: a factor involved in translation and mRNA degradation. RNA. 1, 610−623.
  44. Dagkesamanskaya, A.R. and Ter-Avanesyan, M.D. (1991). Interaction of the yeast omnipotent suppressors SUP1(SUP45) and SUP2(SUP35) with non-mendelian factors. Genetics 128, 513−520.
  45. Dente, L., Cesareni, G., and Cortese, R. (1983). pEMBL: a new family of single stranded plasmids. Nucleic Acids Res. 11, 1645−1655.
  46. Dharmawardhane, S., Demma, M., Yang, F., and Condeelis, J. (1991). Compartmentalization and actin binding properties of ABP-50: the elongation factor-la of Dictyostelium. Cell Motil. Cytoskeleton 20, 279−288.
  47. Dick, Т., Surana, U., and Chia, W. (1996). Molecular and genetic characterization of SLC1, a putative Saccharomyces cerevisiae homolog of the metazoan cytoplasmic dynein light chain 1. Mol. Gen. Genet. 251, 38−43.
  48. Didichenko, S.A., Ter-Avanesyan, M.D., and Smirnov, V.N. (1991). Ribosome-bound EF-la-like protein of yeast Saccharomyces cerevisiae. Eur. J. Biochem. 198, 705−711.
  49. Donaldson, A.D. and Kilmartin, J.V. (1996). Spc42p: a phosphorylated component of the S. cerevisiae spindle pole body (SPD) with an essential function during SPB duplication. J. Cell Biol. 132, 887−901.
  50. Dontsova, M., Frolova, L., Vassilieva, J., Piendl, W., Kisselev, L., and Garber, M. (2000). Translation termination factor aRFl from the archaeon Methanococcus jannaschii is active with eukaryotic ribosomes. FEBS Lett. 472, 213−216.
  51. Drees, В., Brown, С., Barrell, B.G., and Bretscher, A. (1995). Tropomyosin is essential in yeast, yet the TPM1 and TPM2 products perform distinct functions. J. Cell Biol. 128, 383 392.
  52. Drubin, D.G., Miller, K.G., and Botstein, D. (1988). Yeast actin-binding proteins: evidence for a role in morphogenesis. J. Cell Biol. 107, 2551−2561.
  53. Dunn, A.Y., Melville, M.W., and Frydman, J. (2001). Review: cellular substrates of the eukaryotic chaperonin TRiC/CCT. J. Struct. Biol. 135, 176−184.
  54. Durso, N.A. and Cyr, R.J. (1994). A calmodulin-sensitive interaction between microtubules and a higher plant homolog of elongation factor-la. Plant Cell 6, 893−905.
  55. Ebihara, K. and Nakamura, Y. (1999). C-terminal interaction of translational release factors eRFl and eRF3 of fission yeast: G-domain uncoupled binding and the role of conserved amino acids. RNA. 5, 739−750.
  56. Eby, J.J., Holly, S.P., van Drogen, F., Grishin, A. V" Peter, M., Drubin, D.G., and Blumer, K.J.1998). Actin cytoskeleton organization regulated by the РАК family of protein kinases. Curr. Biol. 8, 967−970.
  57. Edmonds, В.Т., Murray, J., and Condeelis, J. (1995). pH regulation of the F-actin binding properties of Dictyostelium elongation factor la. J. Biol. Chem. 270, 15 222−15 230.
  58. Edmonds, B.T., Wyckoff, J., Yeung, Y.G., Wang, Y., Stanley, E.R., Jones, J., Segall, J., and Condeelis, J. (1996). Elongation factor-la is an overexpressed actin binding protein in metastatic rat mammary adenocarcinoma. J. Cell Sci. 109, 2705−2714.
  59. Epp, J.A. and Chant, J. (1997). An IQGAP-related protein controls actin-ring formation and cytokinesis in yeast. Curr. Biol. 7, 921−929.
  60. Eurwilaichitr, L., Graves, F.M., Stansfield, I., and Tuite, M.F. (1999). The C-terminus of eRFl defines a functionally important domain for translation termination in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Microbiol. 32, 485−496.
  61. Farkasovsky, M. and Kuntzel, H. (2001). Cortical Numlp interacts with the dynein intermediate chain Pacllp and cytoplasmic microtubules in budding yeast. J. Cell Biol. 152, 251−262.
  62. Field, C.M. and Kellogg, D. (1999). Septins: cytoskeletal polymers or signalling GTPases? Trends Cell Biol. 9,387−394.
  63. Ford, S.K. and Pringle, J.R. (1991). Cellular morphogenesis in the Saccharomyces cerevisiae cell cycle: localization of the CDC11 gene product and the timing of events at the budding site. Dev. Genet. 12, 281−292.
  64. Freistroffer, D.V., Pavlov, M.Y., MacDougall, J., Buckingham, R.H., and Ehrenberg, M. (1997). Release factor RF3 in E. coli accelerates the dissociation of release factors RF1 and RF2 from the ribosome in a GTP-dependent manner. EMBO J. 16, 4126−4133.
  65. Frolova, L., Le, G., X, Zhouravleva, G., Davydova, E., Philippe, M., and Kisselev, L. (1996). Eukaryotic polypeptide chain release factor eRF3 is an eRFl- and ribosome-dependent guanosine triphosphatase. RNA. 2, 334−341.
  66. Frolova, L., Seit-Nebi, A., and Kisselev, L. (2002). Highly conserved NIKS tetrapeptide is functionally essential in eukaryotic translation termination factor eRFl. RNA. 8, 129−136.
  67. Frolova, L.Y., Merkulova, T.I., and Kisselev, L.L. (2000). Translation termination in eukaryotes: polypeptide release factor eRFl is composed of functionally and structurally distinct domains. RNA. 6, 381−390.
  68. Furukawa, R., Jinks, T.M., Tishgarten, T., Mazzawi, M., Morris, D.R., and Fechheimer, M. (2001). Elongation factor 1(3 is an actin-binding protein. Biochim. Biophys. Acta 1527, 130 140.
  69. Gachet, Y., Tournier, S., Millar, J.В., and Hyams, J.S. (2001). A MAP kinase-dependent actin checkpoint ensures proper spindle orientation in fission yeast. Nature 412, 352−355.
  70. Gagny, B. and Silar, P. (1998). Identification of the genes encoding the cytosolic translation release factors from Podospora anserina and analysis of their role during the life cycle. Genetics 149, 1763−1775.
  71. Geiser, J.R., Sundberg, H.A., Chang, B.H., Muller, E.G., and Davis, T.N. (1993). The essential mitotic target of calmodulin is the 110-kilodalton component of the spindle pole body in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell Biol. 13, 7913−7924.
  72. Geli, M.I. and Riezman, H. (1996). Role of type I myosins in receptor-mediated endocytosis in yeast. Science 272, 533−535.
  73. Geli, M.I., Wesp, A., and Riezman, H. (1998). Distinct functions of calmodulin are required for the uptake step of receptor-mediated endocytosis in yeast: the type I myosin Myo5p is one of the calmodulin targets. EMBO J. 17, 635−647.
  74. Philippsen, P., Davis, R.W., and Johnston, M. (2002). Functional profiling of the Saccharomyces cerevisiae genome. Nature 418, 387−391.
  75. Gietz, R.D., Schiestl, R.H., Willems, A.R., and Woods, R.A. (1995). Studies on the transformation of intact yeast cells by the LiAc/SS- DNA/PEG procedure. Yeast 11, 355 360.
  76. Gietz, R.D. and Woods, R.A. (2002). Transformation of yeast by lithium acetate/single-stranded carrier DNA/polyethylene glycol method. Methods Enzymol. 350:87−96., 87−96.
  77. Glover, J.R., Kowal, A.S., Schirmer, E.C., Patino, M.M., Liu, J.J., and Lindquist, S. (1997). Self-seeded fibers formed by Sup35, the protein determinant of PS1*., a heritable prion-like factor of S. cerevisiae. Cell 89, 811−819.
  78. Goodson, H.V. and Spudich, J.A. (1995). Identification and molecular characterization of a yeast myosin I. Cell Motil. Cytoskeleton 30, 73−84.
  79. Govindan, B., Bowser, R., and Novick, P. (1995). The role of Myo2, a yeast class V myosin, in vesicular transport. J. Cell Biol. 128, 1055−1068.
  80. Grentzmann, G., Brechemier-Baey, D., Heurgue, V., Mora, L., and Buckingham, R.H. (1994). Localization and characterization of the gene encoding release factor RF3 in Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 91, 5848−5852.
  81. Gungabissoon, R.A., Khan, S., Hussey, P.J., and Maciver, S.K. (2001). Interaction of elongation factor la from Zea mays (ZmEF-la) with F-actin and interplay with the maize actin severing protein, ZmADF3. Cell Motil. Cytoskeleton 49, 104−111.
  82. Haarer, B.K., Lillie.S.H., Adams, A.E., Magdolen, V., Bandlow, W" and Brown, S.S. (1990). Purification of profilin from Saccharomyces cerevisiae and analysis of profilin-deficient cells. J. Cell Biol. 110, 105−114.
  83. Haarer, B.K., Petzold, A" Lillie.S.H., and Brown, S.S. (1994). Identification of MY04, a second class V myosin gene in yeast. J. Cell Sci. 107, 1055−1064.
  84. Haarer, B.K., Petzold, A.S., and Brown, S.S. (1993). Mutational analysis of yeast profilin. Mol. Cell Biol. 13, 7864−7873.
  85. Hasek,.!., Kovarik, P., Valasek, L., Malinska, K., Schneider, J., Kohlwein, S.D., and Ruis, H. (2000). Rpglp, the subunit of the Saccharomyces cerevisiae eIF3 core complex, is a microtubule-interacting protein. Cell Motil. Cytoskeleton 45, 235−246.
  86. He, F., Brown, A.H., and Jacobson, A. (1997). Upflp, Nmd2p, and Upf3p are interacting components of the yeast nonsense-mediated mRNA decay pathway. Mol. Cell Biol. 17, 1580−1594.
  87. Hildebrandt, E.R. and Hoyt, M.A. (2000). Mitotic motors in Saccharomyces cerevisiae. Biochim. Biophys. Acta 1496, 99−116.
  88. Hill, К.L., Catlett, N.L., and Weisman, L.S. (1996). Actin and myosin function in directed vacuole movement during cell division in Saccharomyces cerevisiae. J. Cell Biol. 135, 1535−1549.
  89. Holtzman, D.A., Yang, S., and Drubin, D.G. (1993). Synthetic-lethal interactions identify twonovel genes, SLA1 and SLA2, that control membrane cytoskeleton assembly in Saccharomyces cerevisiae. J. Cell Biol. 122, 635−644.
  90. Hou, C.L., Tang, С., Roffler, S. R" and Tang, Т.К. (2000). Protein 4.1R binding to eIF3-p44 suggests an interaction between the cytoskeletal network and the translation apparatus. Blood 96,147−153.
  91. Hovland, R., Hesketh, J.E., and Pryme, I.F. (1996). The compartmentalization of protein synthesis: importance of cytoskeleton and role in mRNA targeting. Int. J. Biochem. Cell Biol. 28, 1089−1105.
  92. Inagaki, Y. and Doolittle, W.F. (2001). Class I release factors in ciliates with variant genetic codes. Nucleic Acids Res. 29, 921−927.
  93. Inagaki, Y. and Ford, D.W. (2000). Evolution of the eukaryotic translation termination system: origins of release factors. Mol. Biol. Evol. 17, 882−889.
  94. Inoue, H., Nojima, H., and Okayama, H. (1990). High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids. Gene 96, 23−28.
  95. Ito, K, Ebihara, K., and Nakamura, Y. (1998). The stretch of C-terminal acidic amino acids of translational release factor eRFl is a primary binding site for eRF3 of fission yeast. RNA. 4, 958−972.
  96. Ito, K., Ebihara, K., Uno, M., and Nakamura, Y. (1996). Conserved motifs in prokaryotic and eukaryotic polypeptide release factors: tRNA-protein mimicry hypothesis. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 93, 5443−5448.
  97. Ivanov, V., Beniaminov, A., Mikheyev, A., and Minyat, E. (2001). A mechanism for stop codon recognition by the ribosome: a bioinformatic approach. RNA. 7, 1683−1692.
  98. Jacobson, A. and Peltz, S.W. (1996). Interrelationships of the pathways of mRNA decay and translation in eukaryotic cells. Annu. Rev. Biochem. 65:693−739., 693−739.
  99. Jakobsen, C.G., Segaard, T.M., Jean-Jean, O., Frolova, L., and Justesen, J. (2001). Identification of a novel termination release factor eRF3b expressing the eRF3 activity in vitro and in vivo., Mol. Biol. (Mosk) 35, 672−681.
  100. Janosi, L., Ricker, R., and Kaji, A. (1996). Dual functions of ribosome recycling factor in protein biosynthesis: disassembling the termination complex and preventing translational errors. Biochimie 78, 959−969.
  101. Jansen, R.P. (1999). RNA-cytoskeletal associations. FASEB J. 13, 455−466.
  102. Janssens, V. and Goris, J. (2001). Protein phosphatase 2A: a highly regulated family of serine/threonine phosphatases implicated in cell growth and signalling. Biochem. J. 353, 417−439.
  103. Jean-Jean, О., Le, G., X, and Philippe, M. (1996). Is there a human PSf. C. R. Acad. Sci. Ill 319, 487−492.
  104. Jeffery, C.J. (1999). Moonlighting proteins. Trends Biochem. Sci. 24, 8−11.
  105. Jensen, M.A., True, H.L., Chernoff, Y.O., and Lindquist, S. (2001). Molecular population genetics and evolution of a prion-like protein in Saccharomyces cerevisiae. Genetics 159, 527−535.
  106. Johnson, D.I. (1999). Cdc42: An essential Rho-type GTPase controlling eukaryotic cell polarity. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 63, 54−105.
  107. Johnston, G.C., Prendergast, J.A., and Singer, R.A. (1991). The Saccharomyces cerevisiae MY02 gene encodes an essential myosin for vectorial transport of vesicles. J. Cell Biol. 113, 539−551.
  108. Kandl, K.A., Munshi, R., Ortiz, P.A., Andersen, G.R., Kinzy, T.G., and Adams, A.E. (2002). Identification of a role for actin in translational fidelity in yeast. Mol. Genet. Genomics 268, 10−18.
  109. Karamyshev, A.L., Ito, K., and Nakamura, Y. (1999). Polypeptide release factor eRFl from Tetrahymena thermophila: cDNA cloning, purification and complex formation with yeast eRF3. FEBS Lett. 457, 483−488.
  110. Karpova, T.S., Lepetit, M.M., and Cooper, J.A. (1993). Mutations that enhance the cap2 null mutant phenotype in Saccharomyces cerevisiae affect the actin cytoskeleton, morphogenesis and pattern of growth. Genetics 135, 693−709.
  111. Kaur, K.J. and Ruben, L. (1994). Protein translation elongation factor-la from Trypanosoma brucei binds calmodulin. J. Biol. Chem. 269, 23 045−23 050.
  112. Kervestin, S., Frolova, L., Kisselev, L., and Jean-Jean, O. (2001). Stop codon recognition in ciliates: Euplotes release factor does not respond to reassigned UGA codon. EMBO Rep. 2, 680−684.
  113. Kikuchi, Y., Shimatake, H., and Kikuchi, A. (1988). A yeast gene required for the Gl-to-S transition encodes a protein containing an A-kinase target site and GTPase domain. EMBO J. 7, 1175−1182.
  114. KilmartinJ.V. and Adams, A.E. (1984). Structural rearrangements of tubulin and actin during the cell cycle of the yeast Saccharomyces. J. Cell Biol. 98, 922−933.
  115. Kilmartin, J.V., Dyos, S.L., Kershaw, D., and Finch, J.T. (1993). A spacer protein in the Saccharomyces cerevisiae spindle poly body whose transcript is cell cycle-regulated. J. Cell Biol. 123, 1175−1184.
  116. King, C.Y., Tittmann, P., Gross, H., Gebert, R., Aebi, M., and Wuthrich, K. (1997). Prion-inducing domain 2−114 of yeast Sup35 protein transforms in vitro into amyloid-like filaments. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 94, 6618−6622.
  117. Knop, M. and Schiebel, E. (1997). Spc98p and Spc97p of the yeast y-tubulin complex mediate binding to the spindle pole body via their interaction with Spcl Юр. EMBO J. 16, 6985−6995.
  118. Koch, G., ТапакаД., Masuda, T., Yamochi, W., Nonaka, H., and Takai, Y. (1997). Association of the Rho family small GTP-binding proteins with Rho GDP dissociation inhibitor (Rho GDI) in Saccharomyces cerevisiae. Oncogene 15, 417−422.
  119. Kohrer, K. and Domdey, H. (1991). Preparation of high molecular weight RNA. Methods Enzymol. 194:398−405., 398−405.
  120. Kuhn, U. and Pieler, T. (1996). Xenopus poly (A) binding protein: functional domains in RNA binding and protein-protein interaction. J. Mol. Biol. 256, 20−30.
  121. Kurasawa, Y., Hanyu, K., Watanabe, Y., and Numata, 0. (1996). F-actin bundling activity of Tetrahymena elongation factor la is regulated by Ca2+/calmodulin. J. Biochem. (Tokyo) 119, 791−798.
  122. Kuriyama, R., Savereide, P., Lefebvre, P., and Dasgupta, S. (1990). The predicted amino acid sequence of a centrosphere protein in dividing sea urchin eggs is similar to elongation factor (EF-la). J. Cell Sci. 95, 231−236.
  123. Kushnirov, V.V., Kochneva-Pervukhova, N.V., Chechenova, M.B., Frolova, N.S., and Ter Avanesyan, M.D. (2000). Prion properties of the Sup35 protein of yeast Pichia methanolica. EMBO J. 19, 324−331.
  124. Kushnirov, V.V., Ter Avanesyan, M.D., Telckov, M.V., Surguchov, A.P., Smirnov, V.N., and Inge-Vechtomov, S.G. (1988). Nucleotide sequence of the SUP2 (SUP35) gene of Saccharomyces cerevisiae. Gene 66, 45−54.
  125. Laemmli, U.K. (1970). Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227, 680−685.
  126. Le Goff, X., Zemlyanko, 0., Moskalenko, S., Berkova, N., Inge-Vechtomov, S., Philippe, M., and Zhouravleva, G. (2002). Mouse GSPT2, but not GSPT1, can substitute for yeast eRF3 in vivo. Genes Cells 7, 1043−1057.
  127. Le Goff, X., Philippe, M., and Jean-Jean, O. (1997). Overexpression of human release factor 1 alone has an antisuppressor effect in human cells. Mol. Cell Biol. 17, 3164−3172.
  128. Lee, L., Tirnauer, J.S., Li, J., Schuyler, S.C., Liu, J.Y., and Pellman, D. (2000). Positioning of the mitotic spindle by a cortical-microtubule capture mechanism. Science 287, 2260−2262.
  129. Lew, Y., Jones, D.V., Mars, W.M., Evans, D., Byrd, D., and Frazier, M.L. (1992). Expression of elongation factor-ly-related sequence in human pancreatic cancer. Pancreas 7, 144−152.
  130. Li, R. (1997). Beel, a yeast protein with homology to Wiscott-Aldrich syndrome protein, is critical for the assembly of cortical actin cytoskeleton. J. Cell Biol. 136, 649−658.
  131. Lin, L., Holbro, T., Alonso, G., Gerosa, D., and Burger, M.M. (2001). Molecular interaction between human tumor marker protein pi50, the largest subunit of eIF3, and intermediate filament protein K7. J. Cell Biochem. 80, 483−490.
  132. Lippincott, J. and Li, R. (1998). Sequential assembly of myosin II, an IQGAP-like protein, and filamentous actin to a ring structure involved in budding yeast cytokinesis. J. Cell Biol. 140, 355−366.
  133. Liu, G" Grant, W.M., Persky, D., Latham, V.M., Jr., Singer, R.H., and Condeelis, J. (2002). Interactions of elongation factor 1 alpha with F-actin and P-actin mRNA: implications for anchoring mRNA in cell protrusions. Mol. Biol. Cell 13, 579−592.
  134. Liu, G., Tang, J., Edmonds, В.Т., Murray, J., Levin, S., and Condeelis, J. (1996). F-actin sequesters elongation factor la from interaction with aminoacyl-tRNA in a pH-dependent reaction. J. Cell Biol. 135, 953−963.
  135. Liu, H.P. and Bretscher, A. (1989). Purification of tropomyosin from Saccharomyces cerevisiae and identification of related proteins in Schizosaccharomyces and Physarum. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 86, 90−93.
  136. Long, R.M., Singer, R.H., Meng, X., Gonzalez,!, Nasmyth, K., and Jansen, R.P. (1997). Mating type switching in yeast controlled by asymmetric localization of ASH1 mRNA. Science 277, 383−387.
  137. Lozupone, C.A., Knight, R.D., and Landweber, L.F. (2001). The molecular basis of nuclear genetic code change in ciliates. Curr. Biol. 11, 65−74.
  138. Lykke-Andersen, J., Shu, M.D., and Steitz, J.A. (2000). Human Upf proteins target an mRNA for nonsense-mediated decay when bound downstream of a termination codon. Cell 103, 1121−1131.
  139. Maderazo, A.B., He, F., Mangus, D.A., and Jacobson, A. (2000). Upflp control of nonsense mRNA translation is regulated by Nmd2p and Upf3p. Mol. Cell Biol. 20, 4591−4603.
  140. Magdolen, V., Drubin, D.G., Mages, G., and Bandlow, W. (1993). High levels of profilin suppress the lethality caused by overproduction of actin in yeast cells. FEBS Lett. 316, 4147.
  141. Manning, B.D., Barrett, J.G., Wallace, J.A., Granok, H., and Snyder, M. (1999). Differential regulation of the КагЗр kinesin-related protein by two associated proteins, Ciklp and Viklp. J. Cell Biol. 144, 1219−1233.
  142. Manning, B.D. and Snyder, M. (2000). Drivers and passengers wanted! the role of kinesin-associated proteins. Trends Cell Biol. 10, 281−289.
  143. Marcotte, E.M., Pellegrini, M., Thompson, M.J., Yeates, T.O., and Eisenberg, D. (1999). A combined algorithm for genome-wide prediction of protein function. Nature 402, 83−86.
  144. Marschall, L.G., Jeng, R.L., Mulholland, J., and Stearns, T. (1996). Analysis of Tub4p, a yeast y-tubulin-like protein: implications for microtubule-organizing center function. J. Cell Biol. 134, 443−454.
  145. Marschall, L.G. and Stearns, T. (1997). Cytoskeleton: anatomy of an organizing center. Curr. Biol. 7, R754-R756.
  146. Martin, H., Mendoza, A., Rodriguez-Pachon, J.M., Molina, M., and Nombela, C. (1997). Characterization of SKM1, a Saccharomyces cerevisiae gene encoding a novel Ste20/PAK-like protein kinase. Mol. Microbiol. 23, 431−444.
  147. McMillan, J.N. and Tatchell, K. (1994). The JNM1 gene in the yeast Saccharomyces cerevisiae is required for nuclear migration and spindle orientation during the mitotic cell cycle. J. Cell Biol. 125, 143−158.
  148. Merkulova, T.I., Frolova, L.Y., Lazar, M., Camonis, J., and Kisselev, L.L. (1999). C-terminal domains of human translation termination factors eRFl and eRF3 mediate their in vivo interaction. FEBS Lett. 443, 41−47.
  149. Mikuni, 0., Ito, K., Moffat, J., Matsumura, K., McCaughan, K., Nobukuni, T., Tate, W., and Nakamura, Y. (1994). Identification of the prfC gene, which encodes peptide-chain-release factor 3 of Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 91, 5798−5802.
  150. Miller, R.K., Cheng, S.C., and Rose, M.D. (2000). Bimlp/Yeblp mediates the Kar9p-dependent cortical attachment of cytoplasmic microtubules. Mol. Biol. Cell 11, 2949−2959.
  151. Moon, A. and Drubin, D.G. (1995). The ADF/cofilin proteins: stimulus-responsive modulators of actin dynamics. Mol. Biol. Cell 6, 1423−1431.
  152. Moon, A.L., Janmey, P.A., Louie, K.A., and Drubin, D.G. (1993). Cofilin is an essential component of the yeast cortical cytoskeleton. J. Cell Biol. 120, 421−435.
  153. Moore, R.C. and Cyr, R.J. (2000). Association between elongation factor-la and microtubules in vivo is domain dependent and conditional. Cell Motil. Cytoskeleton 45, 279 292.
  154. Moore, R.C., Durso, N.A., and Cyr, R.J. (1998). Elongation factor-la stabilizes microtubules in a calcium/calmodulin-dependent manner. Cell Motil. Cytoskeleton 41, 168−180.
  155. Moreau, V., Madania, A., Martin, R.P., and Winson, B. (1996). The Saccharomyces cerevisiae actin-related protein Arp2 is involved in the actin cytoskeleton. J. Cell Biol. 134, 117−132.
  156. Muhua, L., Karpova, T.S., and Cooper, J.A. (1994). A yeast actin-related protein homologous to that in vertebrate dynactin complex is important for spindle orientation and nuclear migration. Cell 78, 669−679.
  157. Mulholland, J., Preuss, D" Moon, A., Wong, A., Drubin, D., and Botstein, D. (1994). Ultrastructure of the yeast actin cytoskeleton and its association with the plasma membrane. J. Cell Biol. 125, 381−391.
  158. Munshi, R., Kandl, K.A., Carr-Schmid, A., Whitacre, J.L., Adams, A.E., and Kinzy, T.G. (2001). Overexpression of translation elongation factor 1A affects the organization and function of the actin cytoskeleton in yeast. Genetics 157, 1425−1436.
  159. Namy, 0., Hatin, I., Stahl, G., Liu, H., Barnay, S., Bidou, L., and Rousset, J.P. (2002). Gene overexpression as a tool for identifying new trans-acting factors involved in translation termination in Saccharomyces cerevisiae. Genetics 161, 585−594.
  160. Naqvi, S. N" Zahn, R" Mitchell, D.A., Stevenson, B.J., and Munn, A.L. (1998). The WASP homologue LasI7p functions with the WIP homologue End5p/verprolin and is essential for endocytosis in yeast. Curr. Biol. 8, 959−962.
  161. Neff, N.F., Thomas, J.H., Grisafi, P., and Botstein, D. (1983). Isolation of the P-tubulin gene from yeast and demonstration of its essential function in vivo. Cell 33, 211−219.
  162. Nishitani, H. and Lygerou, Z. (2002). Control of DNA replication licensing in a cell cycle. Genes Cells 7, 523−534.
  163. Osman, M.A. and Cerione, R.A. (1998). Iqglp, a yeast homologue of the mammalian IQGAPs, mediates cdc42p effects on the actin cytoskeleton. J. Cell Bio! 142, 443−455.
  164. Osman, M.A., Konopka, J.B., and Cerione, R. A (2002). Iqglp links spatial and secretion landmarks to polarity and cytokinesis. J. Cell Bio! 159, 601−611.
  165. Palecek, J., Hasek, J., and Ruis, H. (2001). Rpglp/Tif32p, a subunit of translation initiation factor 3, interacts with actin-associated protein Sla2p. Biochem. Biophys. Res. Commun. 282, 1244−1250.
  166. Patino, M.M., Liu, J.J., Glover, J.R., and Lindquist, S. (1996). Support for the prion hypothesis for inheritance of a phenotypic trait in yeast. Science 273, 622−626.
  167. Paushkin, S. V., Kushnirov, V.V., Smirnov, V.N., and Ter Avanesyan, M.D. (1996). Propagation of the yeast prion-like PSf. determinant is mediated by oligomerization of the SUP35-encoded polypeptide chain release factor. EMBO J. 15, 3127−3134.
  168. Paushkin, S.V., Kushnirov, V.V., Smirnov, V.N., and Ter Avanesyan, M.D. (1997a). In vitro propagation of the prion-like state of yeast Sup35 protein. Science 277, 381−383.
  169. Paushkin, S.V., Kushnirov, V. V" Smirnov, V.N., and Ter Avanesyan, M.D. (1997b). Interaction between yeast Sup45p (eRFl) and Sup35p (eRF3) polypeptide chain release factors: implications for prion-dependent regulation. Mol. Cell Biol. 17, 2798−2805.
  170. Pencil, S.D., Toh, Y., and Nicolson, G.L. (1993). Candidate metastasis-associated genes of the rat 13762NF mammary adenocarcinoma. Breast Cancer Res. Treat. 25, 165−174.
  171. Pincheira, R., Chen, Q., Huang, Z., and Zhang, J.T. (2001). Two subcellular localizations of eIF3 pi70 and its interaction with membrane-bound microfilaments: implications for alternative functions of pl70. Eur. J. Cell Biol. 80, 410−418.
  172. Pocklington, M.J., Johnston, L., Jenkins, J.R., and Orr, E. (1990). The omnipotent suppressor SUP45 affects nucleic acid metabolism and mitochondrial structure. Yeast 6, 441−450.
  173. Pringle, J.R. (1991). Staining of bud scars and other cell wall chitin with calcofluor. Methods Enzymol. 194:732−5., 732−735.
  174. Pringle, J.R., Adams, A.E., Drubin, D.G., and Haarer, B.K. (1991). Immunofluorescence methods for yeast. Methods Enzymol. 194:565−602., 565−602.
  175. Prusiner, S.B. (1998). Prions. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 95, 13 363−13 383.
  176. Pruyne, D. and Bretscher, A. (2000a). Polarization of cell growth in yeast. I. Establishment and maintenance of polarity states. J. Cell Sci. 113, 365−375.
  177. Pruyne, D. and Bretscher, A. (2000b). Polarization of cell growth in yeast. II. The role of the cortical actin cytoskeleton. J. Cell Sci. 113, 571−585.
  178. Pruyne, D.W., Schott, D.H., and Bretscher, A. (1998). Tropomyosin-containing actin cables direct the Myo2p-dependent polarized delivery of secretory vesicles in budding yeast. J. Cell Biol. 143, 1931−1945.
  179. Reck-Peterson, S .L., Provance, D.W., Jr., Mooseker, M. S" and Mercer, J.A. (2000). Class V myosins. Biochim. Biophys. Acta 1496, 36−51.
  180. Rose, A.B. and Broach, J.R. (1990). Propagation and expression of cloned genes in yeast: 2-microns circle-based vectors. Methods Enzymol. 185:234−79., 234−279.
  181. Rose, M.D., Novick, P., Thomas, J.H., Botstein, D., and Fink, G.R. (1987). A Saccharomyces cerevisiae genomic plasmid bank based on a centromere-containing shuttle vector. Gene 60, 237−243.
  182. Sambrook, J., Fritsch, E.E., and Maniatis, T. (1989). Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 2nd ed. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor Press).
  183. Santos, B. and Snyder, M. (1997). Targeting of chitin synthase 3 to polarized growth sites in yeast requires Chs5p and Myo2p. J. Cell Biol. 136, 95−110.
  184. Santoso, A., Chien, P., Osherovich, L.Z., and Weissman, J.S. (2000) Molecular basis of a yeast prion species barrier. Cell 100, 277−288.
  185. Sass, M.D., Caruso, C.J., and Axelrod, D.R. (1969). Evaluation of stored blood viability by methylene blue reduction. J. Lab Clin. Med. 73, 744−752.
  186. Schatz, P.J., Pillus, L., Grisafi, P., Solomon, F., and Botstein, D. (1986a). Two functional a-tubulin genes of the yeast Saccharomyces cerevisiae encode divergent proteins. Mol. Cell Biol. 6, 3711−3721.
  187. Schatz, P.J., Solomon, F., and Botstein, D. (1986b). Genetically essential and nonessential a-tubulin genes specify functionally interchangeable proteins. Mol. Cell Biol. 6, 3722−3733.
  188. Schiebel, E. (2000). y-tubulin complexes: binding to the centrosome, regulation and microtubule nucleation. Curr. Opin. Cell Biol. 12, 113−118.
  189. Schneider, B.L., Yang, Q.H., and Futcher, A.B. (1996). Linkage of replication to start by the Cdk inhibitor Sicl. Science 272, 560−562.
  190. Seit-Nebi, A., Frolova, L., and Kisselev, L. (2002). Conversion of omnipotent translation termination factor eRFl into ciliate-like UGA-only unipotent eRFl. EMBO Rep. 3, 881 886.
  191. Shanina, N.A., Ivanov, P.A., Chudinova, E.M., Severin, F.F., and Nadezhdina, E.S. (2001). Translation initiation factor eIF3 is able to bind with microtubules in mammalian cells. Mol. Biol. (Mosk) 35, 638−646.
  192. Shannon, K.B. and Li, R. (1999). The multiple roles of Cyklp in the assembly and function of the actomyosin ring in budding yeast. Mol. Biol. Cell 10, 283−296.
  193. Shannon, K.B. and Li, R. (2000). A myosin light chain mediates the localization of the budding yeast IQGAP-like protein during contractile ring formation. Curr. Biol. 10, 727 730.
  194. Shepherd, J.C., Walldorf, U., Hug, P., and Gehring, W.J. (1989). Fruit flies with additional expression of the elongation factor EF-1 alpha live longer. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 86, 7520−7521.
  195. Sherman, F., Fink, G.R., and Hicks, J.B. (1986). Methods in Yeast Genetics. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor Press).
  196. Shestakova, E.A., Motuz, L.P., and Gavrilova, L.P. (1993). Co-localization of components of the protein-synthesizing machinery with the cytoskeleton in Go-arrested cells. Cell Biol. Int. Rep. 17, 417−424.
  197. Shestakova, E.A., Motuz, L.P., Minin, A.A., Gelfand, V.I., and Gavrilova, L.P. (1991). Some of eukaryotic elongation factor 2 is colocalized with actin microfilament bundles in mouse embryo fibroblasts. Cell Biol. Int. Rep. 15, 75−84.
  198. Sheu, Y.J., Santos, В., Fortin, N" Costigan, C., and Snyder, M. (1998). Spa2p interacts with cell polarity proteins and signaling components involved in yeast cell morphogenesis. Mol. Cell Biol. 18, 4053−4069.
  199. Shiina, N., Gotoh, Y., Kubomura, N., Iwamatsu, A., and Nishida, E. (1994). Microtubule severing by elongation factor la. Science 266, 282−285.
  200. Sloat, B.F., Adams, A., and Pringle, J.R. (1981). Roles of the CDC24 gene product in cellular morphogenesis during the Saccharomyces cerevisiae cell cycle. J. Cell Biol. 89, 395−405.
  201. Slobin, L.I. (1980). The role of eucaryotic factor Tu in protein synthesis. The measurement of the elongation factor Tu content of rabbit reticulocytes and other mammalian cells by a sensitive radioimmunoassay. Eur. J. Biochem. 110, 555−563.
  202. Sobel, S.G. and Snyder, M. (1995). A highly divergent y-tubulin gene is essential for cell growth and proper microtubule organization in Saccharomyces cerevisiae. J. Cell Biol. 131, 1775−1788.
  203. Spang, A., Courtney, I., Fackler, U., Matzner, M., and Schiebel, E. (1993). The calcium-binding protein cell division cycle 31 of Saccharomyces cerevisiae is a component of the half bridge of the spindle pole body. J. Cell Biol. 123, 405−416.
  204. Spang, A., Courtney, I., Grein, K., Matzner, M., and Schiebel, E. (1995). The Cdc31p-binding protein Karlp is a component of the half bridge of the yeast spindle pole body. J. Cell Biol. 128, 863−877.
  205. Sreenivasan, A. and Kellogg, D. (1999). The elml kinase functions in a mitotic signaling network in budding yeast. Mol. Cell Biol. 19, 7983−7994.
  206. St Johnston, D. (1995). The intracellular localization of messenger RNAs. Cell 81, 161−170.
  207. Stansfield,!., Akhmaloka, and Tuite, M.F. (1995a). A mutant allele of the SUP45 (SAL4) gene of Saccharomyces cerevisiae shows temperature-dependent allosuppressor and omnipotent suppressor phenotypes. Curr. Genet. 27, 417−426.
  208. Stansfield,!., Eurwilaichitr, L., Akhmaloka, and Tuite, M.F. (1996). Depletion in the levels of the release factor eRFl causes a reduction in the efficiency of translation termination in yeast. Mol. Microbiol. 20, 1135−1143.
  209. Stansfield, I., Kushnirov, V.V., Jones, K.M., and Tuite, M.F. (1997). A conditional-lethal translation termination defect in a sup45 mutant of the yeast Saccharomyces cerevisiae. Eur. J. Biochem. 245, 557−563.
  210. Stearns, T. (1997). Motoring to the finish: kinesin and dynein work together to orient the yeast mitotic spindle. J. Cell Biol. 138, 957−960.
  211. Stevens, R.C. and Davis, T.N. (1998). Mlclp is a light chain for the unconventional myosin Myo2p in Saccharomyces cerevisiae. J. Cell Biol. 142, 711−722.
  212. Stevenson, L.F., Kennedy, B.K., and Harlow, E. (2001). A large-scale overexpression screen in Saccharomyces cerevisiae identifies previously uncharacterized cell cycle genes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 98, 3946−3951.
  213. Tanaka, K. and Takai, Y. (1998). Control of reorganization of the actin cytoskeleton by Rho family small GTP-binding proteins in yeast. Curr. Opin. Cell Biol. 10, 112−116.
  214. Taniguchi, S., Miyamoto, S., Sadano, H., and Kobayashi, H. (1991). Rat elongation factor la: sequence of cDNA from a highly metastatic fos-transferred cell line. Nucleic Acids Res. 19, 6949.
  215. Tate, W., Greuer, B., and Brimacombe, R. (1990). Codon recognotion in polypeptide chain termination: site directed crosslinking of termination codon to Escherichia coli release factor 2. Nucleic Acids Res. 18, 6537−6544.
  216. Tatsuka, M., Mitsui, H., Wada, M., Nagata, A., Nojima, H., and Okayama, H. (1992). Elongation factor-la gene determines susceptibility to transformation. Nature 359, 333−336.
  217. Terrak, M., Otterbein, L.R., Wu, G., Palecanda, L.A., Lu, R.C., and Dominguez, R. (2002). Crystallization, X-ray characterization and selenomethionine phasing of Mlclp bound to IQ motifs from myosin V. Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr. 58, 1882−1885.
  218. Terrak, M., Wu, G" Stafford, W.F., Lu, R.C., and Dominguez, R. (2003). Two distinct myosin light chain structures are induced by specific variations within the bound IQ motifs-functional implications. EMBO J. 22, 362−371.
  219. Tikhomirova, V.L. and Inge-Vechtomov, S.G. (1996). Sensitivity of sup35 and sup45 suppressor mutants in Saccharomyces cerevisiae to the anti-microtubule drug benomyl. Curr. Genet. 30, 44−49.
  220. Towbin, H., Staehelin, T., and Gordon, J. (1979). Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 76, 4350−4354.
  221. True, H.L. and Lindquist, S.L. (2000). A yeast prion provides a mechanism for genetic variation and phenotypic diversity. Nature 407, 477−483.
  222. Uchida, N., Hoshino, S., Imataka, H., Sonenberg, N., and Katada, T. (2002). A novel role of the mammalian GSPT/eRF3 associating with poly (A)-binding protein in Cap/Poly (A)-dependent translation. J. Biol. Chem. 277, 50 286−50 292.
  223. Urakov, V.N., Valouev, I.A., Lewitin, E.I., Paushkin, S.V., Kosorukov, V.S., Kushnirov, V.V., Smirnov, V.N., and Ter Avanesyan, M.D. (2001). Ittlp, a novel protein inhibiting translation termination in Saccharomyces cerevisiae. BMC. Mol. Biol. 2, 9.
  224. Urbero, B., Eurwilaichitr, L., Stansfield, I., TassanJ.P., Le, G., X, Kress, M., and Tuite, M.F. (1997). Expression of the release factor eRFl (Sup45p) gene of higher eukaryotes in yeast and mammalian tissues. Biochimie 79, 27−36.
  225. Vanoni, M., Vai, M., Popolo, L., and Alberghina, L. (1983). Structural heterogeneity in populations of the budding yeast Saccharomyces cerevisiae. J. Bacteriol. 156, 1282−1291.
  226. Vojtek, A., Haarer, B" Field, J" Gerst, J., Pollard, T.D., Brown, S., and Wigler, M. (1991). Evidence for a functional link between profilin and CAP in the yeast S. cerevisiae. Cell 66, 497−505.
  227. Vojtek, A.B. and Cooper, J.A. (1995). Rho family members: activators of MAP kinase cascades. Cell 82, 527−529.
  228. Wagner, W., Bielli, P., Wacha, S., and Ragnini-Wilson, A. (2002). Mlclp promotes septum closure during cytokinesis via the IQ motifs of the vesicle motor Myo2p. EMBO J. 21, 6397−6408.1.170
  229. Wang, W., Czaplinski, K., Rao, Y., and Peltz.S.W. (2001). The role of Upf proteins inmodulating the translation read-through of nonsense-containing transcripts. EMBO J. 20, 880−890.
  230. Wasserman, S. (1998). FH proteins as cytoskeletal organizers. Trends Cell Biol. 8, 111−115.
  231. Watts, F.Z., Shiels, G., and Orr, E. (1987). The yeast MYOl gene encoding a myosin-like protein required for cell division. EMBO J. 6, 3499−3505.
  232. Weiss, R.B., Murphy, J.P., and Gallant, J.A. (1984). Genetic screen for cloned release factor genes. J. Bacteriol. 158, 362−364.
  233. Weng, Y., Czaplinski, K., and Peltz, S.W. (1996). Identification and characterization of mutations in the UPF1 gene that affect nonsense suppression and the formation of the Upf protein complex but not mRNA turnover. Mol. Cell Biol. 16, 5491−5506.
  234. Wickner, R.B., Masison, D. C" and Edskes, H.K. (1995). PSI. and [URE3] as yeast prions.1. Yeast 11, 1671−1685.
  235. Wickner, R. B" Taylor, K.L., Edskes, H. K" Maddelein, M.L., Moriyama, H., and Roberts, B.T. (2000). Prions of yeast as heritable amyloidoses. J. Struct. Biol. 130, 310−322.
  236. Wiese, C. and Zheng, Y. (1999). 7-tubulin complexes and their interaction with microtubule-organizing centers. Curr. Opin. Struct. Biol. 9, 250−259.
  237. Wilson, P.G. and Culbertson, M.R. (1988). SUF12 suppressor protein of yeast. A fusion protein related to the EF-1 family of elongation factors. J. Mol. Biol. 199, 559−573.
  238. Winey, M., Hoyt, M.A., Chan, C., Goetsch, L" Botstein, D., and Byers, B. (1993). NDC1: a nuclear periphery component required for yeast spindle pole body duplication. J. Cell Biol. 122, 743−751.
  239. Winter, D.C., Choe, E.Y., and Li, R. (1999). Genetic dissection of the budding yeast Arp2/3 complex: a comparison of the in vivo and structural roles of individual subunits. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 96, 7288−7293.
  240. Xie, X., Harrison, D.H., Schlichting, I" Sweet, R.M., Kalabokis, V.N., Szent-Gyorgyi, A.G., and Cohen, C. (1994). Structure of the regulatory domain of scallop myosin at 2.8 A resolution. Nature 368, 306−312.
  241. Yamaguchi, R. and Newport, J. (2003) A role for Ran-GTP and Crml in blocking re-replication. Cell 113, 115−125.
  242. Yang, F., Demma, M., Warren, V., Dharmawardhane, S., and Condeelis, J. (1990). Identification of an actin-binding protein from Dictyostelium as elongation factor la. Nature 347, 494−496.
  243. Yang, S., Ayscough, K.R., and Drubin, D.G. (1997). A role for the actin cytoskeleton of Saccharomyces cerevisiae in bipolar bud-site selection. J. Cell Biol. 136, 111−123.
  244. Yin, H., Pruyne, D., Huffaker, T.C., and Bretscher, A. (2000). Myosin V orientates the mitotic spindle in yeast. Nature 406, 1013−1015.
  245. Zadorskii, S.P., Sopova, I.V., and Inge-Vechtomov, S.G. (2000) Prionization of the Pichia methanolica SUP35 gene product in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Genetika (Mosk) 36, 1322−1329.
  246. Zheng, Y., Cerione, R., and Bender, A. (1994). Control of the yeast bud-site assembly GTPase Cdc42. Catalysis of guanine nucleotide exchange by Cdc24 and stimulation of GTPase activity by Bem3. J. Biol. Chem. 269, 2369−2372.
  247. Выражаю глубокую благодарность моему научному руководителю М.Д. Тер-Аванесяну за внимательное, терпеливое руководство и помощь в работе.
  248. Очень признателен О. А. Донцовой (МГУ) за предоставленные плазмиды, Ю. Чернову (Georgia Institute of Technology) за предоставленные штаммы дрожжей и Е. Karsenti (EMBL) за предоставленные антитела.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?