Взаимосвязь активных центров неорганической пирофосфатазы E. coli в реакциях с фосфатсодержащими соединениями

Более полувека прошло с тех пор, как впервые был выделен чистый фермент — пирофосфатаза из Я. сеге>'тае [1], гидролизующий неорганический пи-рофосфат до двух молекул фосфата.

Цитоплазматические неорганические пирофосфатазы (РРазыКФ 3 .6.1.1) ответственны за контроль внутриклеточной концентрации пирофосфата и основная их функция в клетке заключается в катализе гидролиза фосфоангидрид-ной связи неорганического пирофосфата, который образуется при синтезе большинства биополимеров, поддерживая тем самым концентрацию пирофосфата в клетке на необходимом уровне.

К настоящему времени известны первичные структуры 37 РРаз. Эти ферменты выделены как из прокариотических организмов, эукариот и растений. Процент гомологии в аминокислотных последовательностях меняется в широких пределах, однако, существует 15 аминокислотных остатков, принадлежащих активному центру, которые являются консервативными. Молекулярная масса субъединицы для эукаритических пирофосфатаз составляет около 30 кДа, для прокариотических — около 20 кДа.

Первая пространственная структура была получена для неорганической пирофосфатазы & сеигушаге (УРРазы) в Москве в Институте кристаллографии в 1981 г. [2] и это определило дальнейшие успехи в изучении пирофосфатаз. К настоящему времени решены структуры пирофосфатаз Е. соП (ЕРРаза) [3, 4, 5], Т. ТИегторкИт [6] и Я. аысЬссЛйапт [7]. Несмотря на различия в размерах субъединиц, пространственная организация их очень схожа, а избыточные аминокислотные последовательности эукариотических пирофосфатаз, располагаются в виде петель на поверхности молекулы.

Для ЕРРазы сделан рентгеноструктурный анализ комплексов фермента, содержащих в активном центре ион марганца [8], ионы магния [9, 10] и аналог фосфата — сульфат-ион [11]. Для УРРазы описан комплекс с четырьмя ионами марганца и двумя фосфатами [12- 13]. Определены трехмерные структуры также для шести мутантных форм РРаз [14- 15].

Все известные в настоящее время растворимые пирофосфатазы — гомо-олигомерные белки. Прокариотические РРазы представляют собой гексамеры, а эукариотические РРазы — димеры. 7.

Объектом исследования в настоящей работе является пирофосфатаза Е. coli (ЕРРаза). Молекула ЕРРазы организована в пространстве как димер триггеров [3]. Контакты между тримерами менее прочные, чем контакты между мономерами. Ионные и гидрофобные взаимодействия между Н136, H140 и D143 и симметрично расположенными остатками Н136', Н140' и D143' играют ключевую роль в стабилизации гексамерной структуры (здесь и ниже штрихи обозначают остатки второго тримера). Замена Н136 и Н140 на глутамин приводит к дестабилизации гексамера [16]. Другая группа взаимодействий включает более слабые взаимодействия, которые представляют собой три водородные связи, образованные карбонильными атомами кислорода А48 и боковой цепи Q133 с амидным атомом азота F50' и карбонильным атомом кислорода S46', а также водородной связью между Q133 и S46', образованной через молекулу воды [17]. Кроме того, существует еще одна водородная связь в межтри-мерной области, образованная аминокислотными остатками Y77 и N24', утрата которой приводит к некоторой дестабилизации гексамера [18]. Тримерная форма ЕРРазы легко получается при инкубации фермента в слабокислых условиях [19- |. Контакты между мономерами в составе тримера значительно прочнее и в них представлены как полярные, так и гидрофобные взаимодействия [5 20]-конец полипептидной цепи образует водородную связь с карбонильным атомом кислорода S3 6 другого мономера, кроме того существует ряд водородных связей, образованых при взаимодействии V84 с L39' и V41', и карбонильного атома L113 амидным атомом азота F44'. Остатки L79, V84, 185 образуют область гидрофобных контактов.

Растворимые пирофосфатазы явлются металлозависимыми ферментами. Максимальную каталитическую активность фермент проявляет в присутствии иона двухвалентного магния, далее активирующий эффект металлов уменьшается в ряду Mn2+>Zn2+>Co2+>Cd2+. Каждый активный центр содержит четыре центра связывания двухвалентных ионов металла [8-. 21]. Два из них заполняются до связывания субстрата и обладают различным сродством к металлу, в третьем центре металл связывается с субстратом, а четвертый металл обнаруживается на ферменте лишь в присутствии продуктов ферментативной реакции. Первый ион магния связан в центре высокого сродства (Kmi) с тремя белковыми лигандами D65, D70 и D102, во втором центре — низкого сродства (Кмг) металл координирован с одной белковой группой D70, остальные пять координационных связей насыщены молекулами воды [10]. Константы связывания магния в 8 центрах высокого и низкого сродства составляют Kmi 80 мкМ и Кмг 1,74 мМ [22]. Существует еще один центр связывания металла — пятый, который располагается вне активного центра, в области межтримерного контакта и координируется шестью молекулами воды, которые в свою очередь образуют водородные связи с остатками с D26, N24 и А25 [23]. Ранее считалось [17], что взаимодействия, осуществляемые N24, А25 и D26 через связанный ион магния, являются необходимыми для поддержания гексамерной структуры. Однако оказалось, что это не так. Замена D26 на Asn или Ser исключает связывание иона магния и увеличивает стабильность гексамера v .

Ионы металла играют в белке многофункциональную роль. Они создают конформацию белка, необходимую для связывания субстрата, и определяют прочность его связывания, контакт фосфатных групп с металлом увеличивает электрофильность фосфорного атома, что существенно для эффективного последующего гидролиза, а также стабилизируют переходное состояние. Кроме того, металлы участвуют в генерации нуклеофила.

Информация, полученная при анализе большого числа пространственных структур, позволила высказать предположения о механизме гидролиза субстрата [12- 13]. В основе их лежали попытки либо идентифицировать кислород в фосфате — продукте реакции, который был привнесен присоединяющейся молекулой воды в процессе гидролиза, либо обнаружить молекулу воды, которая еще до ухода продуктов гидролиза из активного центра уже заняла свое место для следующего акта гидролиза. В любом случае гидролиз пирофосфата осуществляется при атаке активированной молекулой воды, обладающей низким рК, электофильного атома фосфора пирофосфата, в результате чего происходит разрыв фосфоангидридной связи. Как уже упоминалось выше промежуточное состояние, скорее всего, стабилизируется за счет координации ионами металлов. Однако способ активации этой молекулы воде остается неясным и в настоящее время.

Согласованность метаболических процессов в клетке предусматривает регуляцию ферментативной активности. Известно, что большинство РРаз являются конститутивными ферментами, что предполагает регулирование уровня PP? в клетке в первую очередь за счет изменения их каталитической активности. Существует несколько альтернативных путей регуляции для конститутивных ферментов: во-первых, регуляция может осуществляться за счет взаимодействия фермента с компонентами клеточной средыво-вторых, для олигомерных фер9 ментов существенную роль могут играть процессы диссоциации-ассоциации, но одним из самых интересных способов регуляции активности конститутивных олигомерных ферментов является взаимодействие центров связывания лиган-дов.

Несмотря на интенсивные исследования, вопрос о путях регуляции пи-рофосфатазной активности до сих пор остается открытым. В настоящее время известны некоторые природные агенты и их аналоги, которые могут изменять активность пирофосфатазы, к таким агентам в частности относятся ионы металлов и моноэфиры фосфорной кислоты.

Уже на ранних этапах исследований насыщения ферментов ионами металлов выяснилось, что связывание сопровождается конформационными изменениями и появлением разностных УФ-спектров и спектров флуоресценции, что и явилось методами определения сродства металлов к ферменту [24].

Интересны наблюдения, демонстрирующие взаимосвязь центров связывания ионов металлов. При исследовании насыщения фермента ионами металлов было обнаружено, что связывание металлов индуцирует конформационные изменения, причем перестройки структуры не ограничиваются только активным центром, а распространяются за его пределы, что демонстрируется влиянием ионов магния на состояние межтримерных контактов [25]. После того как в 1997 году была решена пространственная структура комплекса ЕРРазы с ионами магния [9] были получены доказательства появления асимметрии субъединиц при заполнении центров связывания ионов металлов. Важнейшей особенностью этого комплекса является существование в нем трех видов субъединиц, которые отличались друг от друга степенью заполнения ионами магния второго центра.

В субъединице, А второй центр насыщен ионами металла полностью, в субъединице В — только на 70%, а в С — не более чем на 20%. Существование в комплексе фермента с ионами металла трех типов субъединиц приводит к изменению группы симметрии фермента с Ю2 до Р3г21, с потерей осей второго и третьего порядков. Единственным объяснением этому факту может быть существование кооперативных взаимодействий между субъединицами [10].

Еще одно доказательство появления асимметрии субъединиц ЕРРазы при связывании лигандов было получено при изучении структуры комплекса фермента с сульфат-ионом, который является аналогом продукта ферментативной реакции — фосфата [11]. Структура этого комплекса характеризуется двумя особенностями: связывание сульфат-иона сопровождается структурной реорганизацией каждой субъединицы, причем эта реорганизация не идентична для различных тримеров в молекуле гексамера. В результате таких перегруппировок апо-форма белка, образованная шестью идентичными субъединицами, превращается в структуру, представляющую собой димер неидентичных тримеров.

Известно, что моноэфиры фосфорной кислоты (метилфосфат, фосфогли-колевая кислота, фосфоэтаноламин, фосфопропаноламин, Ы-ацетилфосфо-серин), являющиеся аналогами продукта ферментативной реакции — фосфата, необратимо ингибируют неорганическую пирофосфатазу [26−31]|. Реакция протекает с невысокими концентрациями РРазы [5−50 мкг/мл], которые сопоставимы с концентрацией фермента в клетке. Процесс инактивации заключается в образовании комплекса фермент-моноэфир фосфорной кислоты, за которым следует собственно модификация. Взаимодействие РРазы с аффинными ингибиторами характеризуется рядом важных особенностей. В реакции ярко проявляется взаимосогласованное функционирование активных центров двух тримеров, что приводит к существованию феномена «полуцентровой активности». Для всех изученных моноэфиров фосфорной кислоты существует корреляция между степенью инактивации фермента и количеством связавшегося с белком ингибитора и при взаимодействии РРазы с реагентами, инактивирующими ее на 50% (фосфогликолевая кислота, монометилфосфат, М-ацетилфосфосерин), максимальная степень включения в белок составляет примерно 3 моль на 1 моль белка | |. Реакция с фосфоэтаноламином и фосфопропаноламином не останавливается на 50%, и, вслед за быстрой модификацией одной субъединицы, происходит более медленное присоединение реагента ко второй. Для инактивации мо-ноэфирами фосфорной кислоты абсолютно необходима гексамерная структура, тогда как изолированный тример способен только связывать ингибитор, но после удаления его избытка проявляет полную активность.

Модификация одного тримера изменяет свойства другого. В зависимости от строения моноэфира, введенного в один тример, по-разному изменяется кон-формация немодифицированного тримера, что было показано при изучении скорости ограниченного протеолиза субтилизином активной субъединицы | |.

Процесс инактивации малореакционноспособными моноэфирами фосфорной кислоты протекает^{отсутствие} внешнего источника энергии, при этом инактивация является необратимой. Об этом свидетельствует отутствие восстановления ферментативной активности при освобождении от избытка ингибитора гель-фильтрацией или разбавлением в 1 ООО-раз. Деактивация происходит во.

11 времени при инкубации с 1 мМ РРв отсутствие избытка ингибитора. При обработке модифицированной моноэфирами фосфорной кислоты ЕРРазы гидроксиламином глубина инактивации не меняется, но фермент полностью утрачивает К способность восстановлению активности. На основании этой информации было / высказано предположение, что причиной инактивации является образование ацилфосфатной связи |.

Таким образом, несомненно, что для ЕРРазы характерно появление асимметрии субъединиц при связывании лигандов в активных центрах олиго-мерной молекулы. Задачей настоящей работы явилось расширение круга фос-фатсодержащих соединений (использование ингибиторов и пйрофосфата), для расширения представлений о взаимодействии центров их связывания. — .

Следует отметить, что олигомерная молекула ЕРРазы имеет 12 потенциальных центров связывания Рь поскольку фермент состоит из шести субъединиц, и каждый активный центр имеет две площадки связывания фосфата, образующегося из пйрофосфата. Поэтому нельзя исключить взаимодействие всех этих центров.

Взаимодействие центров связывания лигандов характерно для большого числа разнообразных ферментов. В связи с этим в обзоре литературы рассмотрено взаимосогласованное функционирование активных центров гомоолигомер-ных ферментов, принадлежащих разным классам.

Подавляющее большинство внутриклеточных ферментов представляют собой гомоолигомеры, молекулы которых состоят из четного числа субъединиц. Характерным свойством таких ферментов является кооперативность, под которой понимают явление, состоящее в том, что связывание с ферментом одной молекулы лиганда влияет на связывание последующих молекул данного лиган-да. Различают гомотропную и гетеротропную кооперативность.

Гомотропная кооперативность представляет собой изменение связывания каждой последующей молекулы лиганда, а гетеротропная обусловлена связыванием эффекторов (активаторов или ингибиторов) в центре, отличном от каталитического. Кинетически кооперативность проявляется в том, что связывание молекул лиганда не описывается уравнением Михаэлиса-Ментен и зависимость активности фермента от концентрации данного лиганда не является равнобочной гиперболой, а имеет сигмоидный характер. Первый связавшийся с ферментом лиганд может оказывать два противоположных эффекта на связывание последующих молекул: в одном случае это сродство увеличивается и это положительная кооперативность, а во втором — уменьшается, что представляет собой отрицательную кооперативность.

Для объяснения механизма кооперативности используют различные модели. Первая модель была предложена Моно, Уайменом и Шанже [33]. Она предполагает, что олигомерный белок может находиться в одном из двух кон-формационных состояний: Т (tense, напряженном), которое преобладает когда белок не связан с лигандом и R (relaxed, расслабленном состоянии). Формы фермента, соответствующие различным состояниям, находятся в равновесии и различаются по сродству к лиганду, при этом Т-состояние обладает меньшим сродством. В каждом состоянии все центры эквивалентны и имеют одинаковые константы связывания лигандов.

Другой, наиболее широко используемой моделью, является последовательная модель Кошланда-Немети-Филмера [34]. Авторы этой модели не используют допущения о симметрии молекулы фермента, а предполагают, что переход от Т-состояния к R-состоянию представляет собой последовательное изменение конформации субъединиц при присоединении лиганда. Несомненным преимуществом модели Кошланда является допущение о том, что связывание лиганда в одной субъединице, приводит к изменению ее конформации, которое передается на соседние «вакантные» субъединицы.

Для количественной оценки кооперативных эффектов используется коэффициент Хилла, который определяется из уравнения Хилла [35].

18(?/(1-Н))=Ь*18[8]-18К, где У-степень насыщения фермента, [8]-равновесная концентрация лиганда, К-константа диссоциации. Уравнение Хилла хорошо описывает связывание лиганда с белком в интервале от 10 до 90% насыщения. Значение Ь>1 характеризует положительную кооперативность, Ь<1 — отрицательную, при Ь=1 центры связывания функционируют независимо друг от друга. Теоретически в пределе Ь-равно числу связывающих центров.

Большой интерес к исследованию кооперативности связан прежде всего с тем, что ферменты, обладающие этим свойством, как правило, ответственны за регуляцию метаболических процессов, и их активность регулируется по принципу обратной связи. В последние годы благодаря развитию методов РСА высокого разрешения и генной инженерии, достигнут значительный прогресс в понимании молекулярного механизма кооперативности в гомоолигомерных ферментах. Причиной взаимосогласованного функционирования активных или ал-лостерических центров является существование «проводящих путей», представляющих собой легко изменяющуюся систему нековалентных взаимодействий.

Ниже рассмотрены свойства ферментов, для которых достигнут наибольший успех в понимании кооперативности. Для обсуждения выбраны ди-мерный, тетрамерный, гексамерный и додекамерный ферменты.

1 .Транскетолаза.

Транскетолаза является ферментом пентозофосфатного пути превращения углеводов и катализирует перенос гликольальдегидного остатка от кетозы, являющейся донорным субстратом, к альдозе — акцепторному субстрату.

К-СНОН-СО-СН2ОН + ЯСНО^К-СНО + КСНОН-СО-СНгОН.

Транскетолаза (ТК) представляет собой гомодимер, проявляющий ферментативную активность только в присутствии тиаминпирофосфата и двухвалентных ионов металла [36]. Каждая субъединица транскетолазы содержит активный центр, который формируется на поверхности субъединиц и связывает.

15 одну молекулу тиаминпирофосфата (ТПФ). В настоящее время решена пространственная структура транскетолазы [37], которая свидетельствует о полной симметрии молекулы. Однако на функциональном уровне ярко проявляется неэквивалентность активных центров фермента. Об этом свидетельствует значительное (примерно в 10 раз) отличие в сродстве металлов и ТПФ к первому и второму активным центрам транскетолазы [38]. Связывание тиаминпирофосфата, то есть образование холофермента (холоТК), происходит в несколько стадий. Наиболее простой механизм включает быстрое, но довольно слабое связывание ТПФ вначале с последующим медленными конформационными перестройками, приводящими к прочному многоточечному связыванию кофактора [39- 36].

Для выявления стадии, на которой происходит взаимосогласованное функционирование центров при связывании кофермента, была изучена зависимость равновесной концентрации холофермента от количества добавленного ТПФ в присутствии Са2+. С ростом концентрации ТПФ увеличение содержания холоТК происходит линейно вплоть до 50%. Дальнейшее увеличение общей концентрации ТПФ приводит к уменьшению доли связанного ТПФ [40]. В работе [41] была предложена схема, представленная на рисунке 1, описывающая взаимодействие транскетолазы с тиаминпиро-фосфатом в присутствии ионов кальция.

Были охарактеризованы все стадии предложенной схемы. Авторы делают вывод, что только различие между кз и к-1(к-2) отражает реальную неэквивалентность центров. Именно обратный конформационный переход во втором активном центре при связывании ТПФ протекает быстрее аналогичных реакций в первом центре, то есть (к.з>к.], к.2).

Отрицательная кооперативность активных центров ТК при связывании ТПФ в присутствии кальция предполагает, что связывание ТПФ в одном из.

ЕЕТ.

Рисунок 1. Схема связывания тиаминпиро-фосфата с транскетолазой.

Е-активный центр апоТК, Т-тиаминпиро-фосфат, ЕТ-первичный комплекс, ЕТ-активный холофермент.

16 центров индуцирует изменения в структуре соседнего ТПФ-связывающего центра, приводящие к ослаблению связывания им ТПФ.

Существование конформационных изменений во время медленной стадии подтверждается данными по кинетике реконструкции холотранскетолазы, регистрируемыми при 220 и 315 нм [41]. Известно [42], что при связывании ТПФ с апоТК в спектре поглощения появляется полоса с максимумом при 315 320 нм, которая отсутствует у исходных компонентов. Появление этой полосы связывают с образованием комплекса с переносом заряда между коферментом и белком [42]. Кроме того, меняется и коротковолновая область спектра 240−300 нм, что обусловлено конформационной перестройкой белка [42−45]. По мнению авторов, наблюдаемая кооперативность является следствием конформационной нестабильности одного из центров холофермента, что и приводит к наблюдаемым синхронным изменениям структуры всего фермента. Следует отметить, что эти изменеия являются необходимым условием вторичного (медленного) связывания и определяют его скорость. Кроме того, можно сказать, что взаимовлияние активных центров отсутствует до полного завершения связывания ТПФ в обоих активных центрах, после чего в одном из них происходит дестабилизация вторичного комплекса. Согласно предложенной выше схеме такая дестабилизация обратима и происходит равновероятно в любом из активных центров. Для кристаллической холоТК существует значительное различие величин температурного фактора, определенного для разных субъединиц, что предполагает существование асимметрии напряжения субъединиц и соответственно активных центров. По мнению авторов [41], этот факт также хорошо объясняется в рамках предложенной схемы. Именно такая напряженность конформации одного из центров, регистрируемая при анализе кристаллов холоТК, является причиной дестабилизации вторичного комплекса с ТПФ. Скорее всего, в растворе асимметричное состояние молекулы холотранскетолазы стабилизируется как за счет непрерывной взаимной перемены состояний ее активных центров, так и за счет большей геометрической асимметрии растворенной молекулы относительно кристаллической холоТК. Структура апоТК отличается от холо ТК расположением двух петель (остатки 383−394 и 187−198 в каждой субъединице). Положение этих петель является упорядоченным в холоТК и диффузным в апоТК. Обе эти петли имеют прямые контакты с ТПФ и экранируют ТПФ-связывающий участок от раствора [46].

Наиболее очевидно напряжение за счет асимметрии проявляется в той области стуктуры транскетолазы, где осуществляется взаимодействие УЗ91/УЗ70 и в окружении этой пары в разных субъединицах фермента. Гидрофобные взаимодействия между этими остатками необходимы для стабилизации подвижной тиаминдифосфат-связывающей петли активного центра [47]. Из данных РСА известно, что фенольное кольцо У370 и несколько боковых цепей других остатков, входящих в окружение пары УЗ91/УЗ70, ориентированы по-разному в двух субъединицах и, скорее всего, именно эта разница в ориентации и создает асимметричное напряжение в кристалле холофермента.

Прямое доказательство неэквивалентности активных центров фермента в отношении связывания субстрата было получено при изучении влияни’лигандов на скорость инактивации тетранитрометаном [48]. Присутствие до норного субстрата вызывает значительные изменения в инактивации холоТК: скорость инактивации возрастает, но фермент инактивируется только на 50%. Кинетика инактивации семи-холоТК (то есть транскетолазы, который содержит лишь одну молекулу ТПФ на два активных центра [49]) в присутствии кетозы сохраняется гиперболической, однако скорость инактивации равна скорости инактивации холофермента на быстрой стадии. Очевидно, что двухфазный характер инактивации холофермента в присутствии субстрата отражает быструю инактивацию одного центра и полную защиту второго. По мнению авторов [50] оба активных центра содержат связанный субстрат, но находятся при этом в разных конфор-мационных состояниях и функционируют одновременно, но разнонаправленно: при расщеплении кетозы в одном центре, она образуется в другом. Такой механизм подтверждается экспериментом с донорным субстратом, содержащим радиоактивную метку ([1−14С]фруктозо-6-фосфат). При инкубации транскетолазы с этим субстратом половина радиоактивности превращается в гликольальдегид, который представляет собой интермедиат в транскетолазной реакции, а вторая половина остается в форме кетозы [51].

Итак, при связывании донорного субстрата в обоих активных центрах транскетолазы расщепление происходит только в одном из них. Основываясь на этом утверждении, можно объяснить различное спектральное поведение холофермента при добавлении обратимо (фруктозо-6-фосфата) и необратимо (гид-роксипирувата) расщепляемых субстратов [52]. Разница в спектрах кругового дихроизма холоТК заключается в следующем: при добавлении к холоферменту.

18 кетозы появляется спектр в области 300−340 нм, что связано с образованием интермедиата транскетолазной реакции дигидроксиэтил тиаминдифосфата [47]. Однако амплитуда спектра при добавлении фруктозо-6-фосфата к холоТК меньше в два раза, чем в присутствии необратимо расщепляемого субстратагидроксипирувата. Вероятно, при использовании необратимо расщепляемых субстратов процесс расщепления происходит одновременно в обоих активных центрах, тогда как обратимо расщепляемый субстрат превращается только в одном центре.

Проявление различий между активными центрами только на функциональном уровне характерно и для других тиамин-зависимых ферментов. Например, для активных центров пируват декарбоксилазы также характерно различное сродство к тиаминдифосфату [53], тогда как по реультатам РСА субъединицы фермента обладают полной структурной симметричностью [54].

1. Kunitz, М. (1952) J. Gen.Ph.siol., 35, 423−449.

2. Арутюнян, Э.Г., Терзян, С.С., Воронова, A.A., Куранова, И.П., Смирнова, Е.А., Вайнштейн, Б.К., Хене, В.Е., Хансен, Г. (1981) Докл. АН СССР, 258, 1481−1485.

3. Oganessyan, V.Yu., Kurilova, S.A., Vorobyeva, N.N., Nazarova, T.I., Popov, A.N., Lebedev, A.A., Avaeva, S.M., and Harutyunyan, E.G. (1994) FEBSLett., 348, 301−304.

4. Kankare, J., Neal, G., Salminen, Т., Glumoff, Т., Cooperman, В., Lahti, R., and Goldman, A. (1994) Protein Eng., 7, 823−830.

5. Kankare, J., Salminen, Т., Lahti, R., Cooperman, В., Baykov, A., and Goldman, A. {1996) Acta Crystallogr., D52, 551−563.

6. Teplyakov, A., Obmolova, G., Wilson, K.S., Ishii, K., Kaji, H., Samejima, Т., and Kuranova, I. (1994) Protein Sei., 3, 1098−1107.

7. Leppanen, V.-M., Nummelin, H., Hansen, Т., Lahti, R., Schafer, G., and Goldman. A. (1999) Protein Sei., 8, 1218−1231.

8. Арутюнян Э. Г., Оганесян В. Ю., Оганесян H.H., Терзян С. С., Попов А. Н., Рубинский С. В., Вайнштейн Б. К., Назарова Т. Н., Курилова С. А., Воробьева H.H., Аваева С. М. (1996) Кристаллография, 41, 84−96.

9. Harutyunyan, E.H., Oganessyan, V.Yu., Oganessyan, N N., Avaeva, S.M., Nazarova, T.I., Vorobyeva, N.N., Kurilova, S.A., Huber, R., and Mather, T. (1997) Biochemistry 36, 7754−7760.

10. Аваева C.M., Родина E.B., Воробьева H.H., Курилова C A., Назарова Т. Н., Склянкина В. А., Оганесян В. Ю., Арутюнян Э. Г. (1998) Биохимия, 63, 699 707.

11. Avaeva, S., Kurilova, S., Nazarova, Т., Rodina, E., Vorobyeva, N., Sklyankina, V., Grigorjeva, O., Harutyunyan, E., Oganessyan, V., Wilson, K., Dauter, Z., Huber, R" and Mather, T. (1997) FEBS Lett., 410, 502−508.

12. Harutyunyan, E.H., Kuranova, I.P., Vainstein, B.K., Hohne, W.E., Lamzin, V S., Dauer, Z., Teplyakov, A.V., Wilson, K.S. (1996)Eur.J.Biochem., 239, 220−228.

13. Heikinheimo, P., Lehtonen, J., Baykov, A., Lahti, R., Cooperman, В., and Goldman, A. (1996) Structure, 4, 1491−1 508 110.

14. Аваева С. М., Родина Е. В., Воробьева Н. Н., Курилова С. А., Назарова Т. И., Склянкина В. А., Оганесян В. Ю., Самыгина В. Р., Арутюнян Э. Г. (1998) Биохимия, 63, 797−811.

15. Tuominen, V., Heikinheimo, P., Kajander, Т., Torkkel, Т., Hyytia, Т., Kapyla, J., Lahti, R., Cooperman, В., and Goldman, A. (1998) J. Mol. Biol., 284, 1565−1580.

16. Baykov, A.A., Dudarenkov, V.Yu., Kapyla, J., Salminen, Т., Hyytia, Т., Kasho, V.N., Husgfavel, S" Cooperman, B.S., Goldman, A., Lahti, R. (1995) J.BioLChem., 270, 30 804−30 812.

17. Velichko, I S., Mikalahti, K., Kasho, V.N.,.Dudarenkov, V. Yu, Hyytia, Т., Goldman, A., Cooperman, B.S., Lahti, R., Baykov, A. A (1998) Biochemistry, 37, 734−740.

18. Salminen, A., Efimova, I.S., Parfenyev, A.N., Magretova, N.N., Mikalahti, K., Goldman, A., Baykov, A.A., Lahti, R. (1999) J.BioLChem., 274, 1−7.

19. Борщик И. Б., Магретова H.H., Черняк В. Я., Склянкина В. А., Аваева С М. (9Щ Биохимия, 51, 1484−1489.

20. Harutyunyan, Е.Н., Oganessyan, V.Yu., Oganessyan, N.N., Avaeva, S.M., Nazarova, Т.1., Vorobyeva, N.N., Kurilova, S.A., Huber, R., and Mather, T. (1997) Biochemistry, 36, 7754−7760.

21. Baykov, A., Shestakov, A., Kasho, V., Vener, A., and Ivanov, A. (1994) EurJ.Biochem., 194, 879−887.

22. Baykov, A. A., Hyytia, Т., Volk, S. E" Kasho, V. N" Vener A. V., Goldman, A., Lahti, R., Cooperman, B. S., (1996) Biochemistry, 35, 4655−4661.

23. Kankare, J., Salminen, Т., Lahti, R., Cooperman, В., Baykov, A., and Goldman, A. (1996) Biochemistry, 35, 4670−4677.

24. Baykov, A., Tam-Villoslado, J., and Avaeva, S. (1979) Biochim. Biophys. Acta, 569, 228−238.

25. Fabrichny, I., Kasho, V., Hyyta, Т., Salminen, Т., Halonen, P., Dudarenkov, V., Heikinheimo, P., Chernyak, V., Goldman, A., Lahti, R., Cooperman, В., and Baykov, A. (1997) Biochemistry, 36, 7746−7753.

26. Svyato, I., Nazarova, Т., Sklyankina, V., and Avaeva, S. (1984) FEBS Lett., 167, 269−272.

27. Sklyankina, V., and Avaeva, S. (1990) Eur. J. Biochem., 191, 195−201.

28. Борщик И. Б, Склянкина В. А., Аваева C.M. (1985) Биоорг. Химия, 17, 778−791.

29. Кузнецов А. В., Склянкина В. А., Аваева С. М. (1978) Биоорг. химия, 4, 984−9861.l.

30. Svyato, IS., Nazarova, T.I., Sklyankina, V.A., Avaeva, S.M. (1984) FEBSLett., 167, 269−272.

31. Бакулева Н. П., Комиссаров A.A., Кузнецов A.B., Назарова Т. И., Склянкина В. А., АваеваС.М. (1982) Химия природных соединений, 3, 379−384.

32. Лагутина И. О., Склянкина В. А., С. М. Аваева (1986) Биохимия, 45, 1568−1574.

33. Monod, J., Wyman, J., Cangeux, I.-P. (1965) J.Mol.Biol., 12, 88.

34. Koshland, D.E.Jr., Nemethy, G., Filmer, D. (1966) Biochemistry, 5, 365.

35. Hill, R. (192.8) Proc.R.Soc., B100, 419.

36. Kochetov, G.A., Phillipov, P.P., Razjivin, A.P., Tikhomirova, N.K. (1975) FEBS Lett. 53,211−212.

37. Lindqvist, Y., Schneider, G" Ermler, U" Sundstrom, M. (1992) EMBO J., 11, 2373−2379.

38. Meshalkina, L.E., Kochetov, G.A. (1979) Dokl.Akad.Nauk SSSR, 248, 1482−1486.

39. Кочетов Г. A. (1986) Биохимия, 51, 2010;2029.

40. Kochetov, G.A., Meshalkina, L.E., Usmanov, R.A. (1976) Biochem. Biophys. Res. Commun., 69, 839−843.

41. Ковина M.B., Селиванов В. А., Кочевова H B., Кочетов Г. А. (1998) Биохимия, 3, 1155−1163.

42. Kochetov, G.A., Usmanov, R.A. (1970) Biochem.Biophys.Res.Commun., 41, 1134−1140.

43. Kochetov, G.A., Usmanov, R.A. (1970) FEBS Lett., 9, 265−266.

44. Heinrich, C.P., Noack, K., Wiss, O. (1971) Biochem.Biophys.Res.Commun., 44, 275−279.

45. Усманов P.A., Кочетов Г. А. (1978) Биохимия, 43, 1796−1804.

46. Usmanov, R.A., Sidorova, N N., Kochetov, G.A. (1996) Biochem. Mol. Biol. Intern., 38, 307−314.

47. Usmanov, R.A., Kochetov, G.A. (1986) Vestn.Akad.Med.Nauk SSSR, 8, 52−59.

48. Kovina, M.V., Kuimov, A.N., Kochetov, G.A. (1993) Biokhimiya, 58, 1341−1350.

49. Kuimov, A.N., Meshalkina, L.E., Kochetov, G.A. (1986) Biokhimiya, 51, 1908;1918.

50. Kovina, Marina V., Kochetov, German A. (1998) FEBS Lett., 440, 81−84.

51. Datta, A.G., Racker, E. (1961)J.Biol.Chem" 236, 624−628.

52. Pustinnikov, M.G., Neef, H., Usmanov, RA., Schellenberger, A. and Kochetov, G.A. (1986) Biokhimiya, 51, 1003−1016.

53. Egan, R.M., Sable, H.Z. (198)J.Biol.Chem., 256, 4877−4 883 112.

54. Muller, Y., Lindqist, Y., Futtey, W., Schule, G., Jordan, F. and Schneider, G. (1993) Structure, 1, 95−103.

55. Blumenstein, J., Williams, G.R. (1960) Biochem. Biophys. Res. Commun., 3, 259−263.

56. Ogawa, H" Gomi, T" Fujioka, M. (1993) Comp.Biochem.Physiol., 106B, 601−611.

57. Konishi, K" Fujioka, M. (1988) J.BioLChem., 263, 13 381−13 385.

58. Ogawa, H" Gomi, T., Takata, Y" Date, T" Fujioka, M. (1997) Biochem./., 327, 407−412.

59. Fu, Z., Hu, Y., Konishi, K., Takata, Y., Ogawa, H., Gomi, T., Fujioka, M., Takusagawa, F. (1996) Biochemistry, 35, 11 985;11993.

60. Reinisch, K. M, Chen, L., Verdine, G.L., Lipscomb, W.N. (1995) Cell, 82, 143−153.

61. Richardson, J.S. (1981)Adv.Protein Chem., 34, 167−339.

62. Bencovic, S.T., DeMaine, M.M. (1982) Adv.Enzymol.Relal.AreasMol.Biol., 53, 45−82.

63. Tejwani, G.A. (1983) Adv.Enzymol.Relat. Areas Mol.Biol., 54, 121−194.

64. Van Schaftingen, E., Hers, H.-G. (1981) Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 78, 2861−2863.

65. Pilkis, S.J., El-Maghrabi, MR., Pilkis, J. and Claus, T.H. (1981) J.BioLChem., 256, 3619−3622.

66. Marcus, F., Edelstein, I., Reardon, I. and Heinrikson, R.L. (1982) Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 79, 7161−7165.

67. Liu, F., Fromm, H.J. (1990) J.BioLChem., 265, 7401−7406.

68. Stone, S.R., Fromm, H.J. (1980) Biochemistry, 19, 20−625.

69. Zhang, Y., Liang, J.-Y., Huang, S., Ke, H., Lipscomb, W. (1993) Biochemistry, 32, 1844−1857.

70. Ke, H" Zhang, Y. and Lipscomb, W.N. (1990) Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 87, 5243−5247.

71. Villeret, V., Huang, S" Zhang, Y" Lipscomb, W. (1995) Biochemistry, 34, 4307−43 15.

72. Ke, H" Seaton, B.A., Thore, CM., Lipscomb, W.N. (1991) Biochemistry, 30, 4412−4420.

73. Liang, J.-Y., Huang, S" Zhang, Y., Lipscomb, W.N. (1992) Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 89, 2004;2408.

74. Zhang, Y" Liang, J., Huang, S., Lipscomb, W.N. (1994)J.Mol.Biol., 244, 609−624.

75. Pontremoli, S" Sparatore, B. (1979) ArckBiochem.Biophys., 194, 481−485.

76. Lu, G., Stec, B., Giroux, E.L., Kantrowiz, E.R. (1996) Prot.Sei., 5, 2333−2342.

77. Shyur, L.-F., Aleshin, A., Fromm, H. (1996) Biochemistry, 35, 7492−7 498 113.

78. Shyur, L.F., Aleshin, A.E., Honzatko, R.B., Fromm, H. (1996) J.Biol. Ghent., 271, 3005−3010.

79. Xue, Y" Hyang, S" Liang, J-Y, Zhang, Y., Lipscomb, W. (1994) Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 91, 12 482−12 486.

80. Zhang, Y., Liang, J., Lipscomb, W.N. (1995)J.Biol.Chem., 270, 54−58.

81. Zhang, R" Fromm, J.H. (1995) Biochemistry, 34, 8190−8195.

82. Minowa, T., Iwata, S., Sakai, H., Masaki, H. and Ohta, T. (1989) Gene, 85, 161−168.

83. Holbrook, J.J., Liljas, A., Steindel, S.J. and Rossman, M.G. in The Enzymes (ed Boyer, P.D.), 11, 191−292.

84. Garvie, E.I. (1980)Microbiol.rev., 44, 106−13 985. de Vries, W., Gerbrandy, S.J., Stoutmater, A.H. (1967) J3iochim.biophys.acta, 136, 415−425.

85. Fushinobu, S., Ohta, T., Matsuzawa, H. (1998) J.Biol.Chem., 273, 2971−2976.

86. Iwata, S., Kamata, K., Yoshida, S., Minowa, T" Ohta, T. (1994)yVa/. Struct. Biol., 1, 176−185.

87. Ohta, T., Yokota, K., Minowa, T., Iwata, S. (1992) Faraday Discuss. Chem.Soc., 93, 153−161.

88. Iwata, S. and Ohta, T. (1993) IMol. Biol., 230, 21−27.

89. Fushinobu, S" Kamata, K., Iwata, S., Sakai, H., Ohta, T. (1996) J.BioLChem., 271, 25 611−25 616.

90. Fushinobu, S., Ohta, T" Matsuzawa, H. (1998) J.Biol.Chem., 273, 2971−2976.

91. Hogrefe, H.H., Griffith, J.P., Rossman, M.G. (1987) J.Biol.Chem., 22, 13 155−13 162.

92. Frieden, C. (1963) Glutamate dehydrogenases. In The Enzymes (Boyer P.D. ed.), 2nd edit. vol. 7, pp.3−24, Academic Press, New York.

93. Eisenberg, H" Josephs, R. and Reisler, E. (1916) Adv. Protein Chem., 30, 101−181.

94. Hudson, R.C. and Daniel, R.M. (1993) Comp.Biochem.Physiol., 106B, 767−792.

95. Pal, P.K. and Colman, R.F. (1979) Biochemistry, 18, 838−845.

96. Syed, S. E.-H., Engel, P.C., Parker, D.M. (1991) Biochim.Biophys.Acta, 1115, 123−130.

97. Wang, X.G., Engel, P.C. (1995) Biochemistry, 34, 11 417−11 422.

98. Baker, P.J., Britton, K.L., Rice, D.W., Rob, A., Stillman, T. (1992)J.Mol.Bioi, 228, 662−671.

99. Stillman, T.J., Baker, P.J., Britton, K.L. and Rice, D.W. (1993)J.Mol.Biol., 234, 1131−1 139 114.

100. Rice, D. W., Baker, P. J., Farrants, G. W. and Hornby, D. P. (1987) Biochem./., 242, 789−795.

101. Evans, P.R. (1991) Curr.Opin.Struc.Bio/., 1, 773−779.

102. Gerstein, M., Anderson, B.F., Norris, G.F., Baker, E.N., Lesk, A.M., Chothia, C. (1993) J. Mol. Biol., 234, 357−372.

103. Syed, S.E.-H., Engel, P.C. (1990)Biochem.J" 271, 351−355.

104. Wang, X.G., Britton, K.L., Baker, P.J., Martin, S" Rice, D.W., Engel, P.C. (1995) Protein Engineerig, 8, 147−152.

105. Dean, J.L.E., Wang, X.G., Teller, J.K., Waugh, M.L., Britton, L.K., Baker, P.J., Still man, T.J., Martin, SR., Rice, D.W., Engel, P.C. (1994) Biochem.J., 301, 13−16.

106. Pasquo, A., Britton, L.K., Stillman, T.J., Rice, D.W., Colfen, H" Harding, S.E., Scandurra, R., Engel, P.C. (1996) Biochim.Biophys.Acta, 1297, 149−158.

107. Teller, J.K., Smith, R.J., McPherson, M.J., Engel, P.C., Guest, J.R. (1992) Eur.J.Biochem., 206, 151−159.

108. Syed, S.E.-H., Hornby, D.P., Brown, P.E., Fitton, J.E., Engel, P.C. (1994) BiochemJ., 271,351−355.

109. Wang, X.G. and Engel, P.C. (1994) Protein Engeneering, 7, 1013−1016.

110. Aghajanian, S. and Engel, P.C. (1998) Protein Engineering, 11, 7, 569−575.

111. Reichard, P. and Hanshoff, G. (1956) Acta Chem. Scand., 10, 548−566.

112. Gerhart, J.C. and Holoubek, H. (1967) J.Biol.Chem., 242, 2886−2892.

113. Weber, K. (1968) Nature (London), 218, 1116−1119.

114. Wiley D.C., Lipscomb W.N. (1968) Nature (London) 218, 1119−1121.

115. Krause K.L., VolzK.V., Lipscomb W.N. (1987J.Mol.Biol., 193, 527−553.

116. Gerhart, J. and Schachman, H (1965) Biochemistry 4, 1054−1062.

117. Bethell, M" Smith, K" White, J.S., Jones, M.E. (1968) Prod Natl.Acad.Sci USA, 60, 1442−1444.

118. Changeux, J.-P. and Rubin, M. (1968) Biochemistry, 7, 553−561.

119. Collins, K.D., SI ark, G.R. (1971) J.Biol.Chem., 246, 6599−6605.

120. Collins, K.D. and Stark, G.R. (1977) J.Biol.Chem., 253, 2511−2513.

121. Kirshner, M. and Schanchman, H. (1971) Biochemistry, 10, 1919;1925.

122. Griffin, J H., Rosenbusch, J.P., Weber, K.K. (1973) J.Biol.Chem., 248, 5057−5062.

123. Kempe, T.D. and Stark, G.R. (1975) J.Biol.Chem., 250, 6861−6869.

124. Roberts, M., Opella, S., Schaffer, M., Phillips, H., Stark, G. (1976) J.Biol.Chem., 251, 597−5985.

125. Ke, H., Lipscomb, W. N, Cho, Y., Honzatko, R. B (1988)J.Mol.Biol., 204, 725−747 115.

126. Jin, L., Stec, B., Lipscomb, W.N., Kantrowitz, E.R. (1999) Proteins, 37, 729−742.

127. Ladjimi, M., Middleton, S.A., Kelleher, K.S., Kantrowitz, E.R. (1988) Biochemistry, 27, 268−276.

128. Voltz, K.W., Krause, K.L., Lipscomb, W.N. (1986) Biochem. Biophys. Res. Commun., 136, 822−826.

129. Blackburn, M.N., Schachman, H.K. (1977) Biochemistry, 16, 5084−5090.

130. Jenks, W.P. (1975) Adv. Enzymol. Relat. Areas Mol. Biol., 43, 219−410.

131. Tsuruta, H., Vachette, P., Kantrowitz, E.R. (1998) Proteins, 31, 383−390.

132. Taue, P., Keiser, R.T., Kantrowitz, E.R., Vachette, P. (1994) Protein Sei., 3, 1998;2004.

133. Middleton, S.A. and Kantrowitz, E.R. (1986) Proct.Natl.Acad.Sci. USA, 83, 5866−5870.

134. Ladjimi, M.M., Kantrowitz, E.R. (1988) Biochemistry, 27, 276−283.

135. Konigsberg, W, Henderson, L. (1983) Proct.Natl.Acad.Sci. USA, 80, 2467−2471.

136. Altman, R.B., Ladner, J.E., Lipscomb, W.N. (1982) Biochem. Biophys. Res. Commun108, 592−595.

137. Fetler, L., Vachette, P., Herve, G" Ladjimi, M.M. (1995) Biochemistry, 34, 1 565 415 660.

138. Beernink, P., Endrizzi, J. A., Alber, T., Schachman, H.K. (1999) Proct. Natl. Acad. Sei. USA, 96, 5388−5393.

139. Faber, H. R, Matthews, B.W. (1990) Nature (London), 348, 263−266 141.Suter, P. and Rosenbudch, J.P. (1977) J.Biol.Chem., 252, 8136−8141.

140. Gouaux, J.E., Lipscomb, W.N. (1990) Biochemistry, 29, 389−402.

141. Fetler, L., Taue, P., Vachette, P. (1997) J.Appl.Crystallogr., 30, 781−786.

142. Stalon, V., Legrain, C., Wiame, J.-M. (1977) Eur.J.Biochem., 74, 319−327.

143. Lee, S" Shen, W.-H., Miller, A.W., Kuo, L.C. (1990) J.Mol.Biol., 211, 255−269.

144. Vander Wauven (1984) J.Bacteriol., 160, 928−934.

145. Marq, S., Diaz-Ruano, A., Charlier, P., Dideberg, 0., Tricot, C" Pierard, A., Stalon, V. (1991) J.MoLBiol., 220, 9−12.

146. Stevens, R.C., Reinisch, K.M., Lipscomb, W.N. (1991) Protein Eng., 4, 391−408 116.

147. Nguen, V.T., Baker, D.P., Tricot, С., Baur, H., Villeret, V., Didelberg, 0., Gigot, D" Stalon, V., Haas, D. (1996)Eur.J.Biochem., 236, 283−293.

148. Baur, H., Tricot, C" Stalon, V., Haas, D. (1990) J.BioLChem., 265, 14 728−14 713.

149. Tricot, C.,.Villeret, V., Sainz, G" Dideberg, 0., Stalon, V. (1998) J.Mol.Biol" 283, 695−704.

150. Kuo, L.C., Zambidis, I., Caron, C. (1989) Science, 245, 522−524.

151. Legrain, C. and Stalon, V. (1976) Eur.J.Biochem., 27, 93−102.

152. Murata, L B. and Schachman, H.K. (1996) Protein Sei., 5, 709−718.

153. Stevens, R., Reinisch, K.M., Lipscomb, W.N. (1991) Prod.Natl.Acad.Sei. USA, 88, 6087−6091.

154. Венер A.B., Ичетовкина JLE., Комиссаров A.A., Назарова Т. И., Аваева С. М. (1986) Биоорган. Химия, 12, 200−205.

155. Gonzales, М.А., Webb, M.R., Welsh, K.M., Cooperman, B.S. (1984) Biochemistry, 23, 797−801.

156. Курилова C.A., Назарова Т. И., Аваева С. А. (1984) Биоорган. Химия, 10, 13 361 341.

157. Назарова Т. И., Аваева С. М. (1973) Биохимия, 38, 552−553.

158. Fitzgerald, М.С., Siuzdak, G. (1996) Chemistry and Biology, 3, 707−715.

159. Jensen, O.N., Shevchenko, A., Mann, M. (1996) Protein Structure. A practical approach T. Creighton ed, 29−57.

160. А. В. Буробин, M.B. Ломонова, В. А. Склянкина и С. М. Аваева (1997) Биоорганическая химия, 23, 2, 95−99.

161. Zolnerovicz, S., Bollen, М. (2000)EMBOJ., 19, 483−488.

162. Stone, R.L., Dixon, J.E. (1994) J.BioLChem., 29, 31 323−31 326.

163. Lipmann, F., Tuttle, L.C. (1945) J.BioLChem., 159, 21.

164. Kahlenberg, A., Galsworthy, P.R., Hokin, L.E. (1968) Arch. Biochem. Biophys., 126,331−335l70.Seifter, S" Gallop, P.M., Michaelis, S., Meilman, E. (1960) J.BioLChem., 235, 2613−2618.

165. Suzuki, F. (1971) Biochemistry, 10, 2707−2710.

166. Hoare, D.G., Olson, A., Koshland, D.E. Jr. (1968) J.Am.Chem.Soc., 90, 1638−1644.

167. Degani, C., Boyer, P.D. (1973) J.BioLChem., 248, 8222−8228.

168. Walderhaug, M.O., Post, R.L., Saccomani, G., Leonard, R.T., Briskin, D.P. (1985) J.BioLChem., 260, 3852−3859.

169. Свято И. Е, Склянкина В. А., Аваева С. М., (1983) Сб. Тезисы VI Всесоюзного симпозиума «Химия белков и пептидов», Рига, 167−168.

170. Collet, J.-F., Stroobant, V., Pirard, M" Delpierre, G., Van Schaftingen, E. (1998) J.Biol.Chem., 273, 14 107−14 112.

171. Lewis, R. J., Brinnigan, J.A., Muchova, K., Barak, I. and Wilkinson, A.J. (1999) J.Mol.Biol., 294,9−15.

172. Muchova, K., Lewis, R., Branningan, R.J., Offen, WA., Brown, D.P., Barak, I., Youngman, P., Wilkinson, A. J. (1999) Acta Crystallog. Sect. D, 55, 671−676.

173. Goudreau, P.N., Lee, P.-J., Stock, A.M. (1998) Biochemistry, 37, 14 575−14 584.

174. O. Lukat, G.S., Stock, A.M., Stock, J.B. (1990) Biochemistry, 29, 5436−5442.

175. Blodgett, J. K., Loudon, G.M., Collins, K. D. (1985)7. Am. Chem. Soc., 107, 4305−4313.

176. Kaseman, D.S., Meister, A. (1983)Biol. Chem., 11, 653−661.

177. Enfield, D.L., Ericsson, L.H., Fujikawa, K" Neurath, H" Titani, R. (1980), Biochemistry, 19, 659−667.

178. Финк Н. Ю., Назарова Т. Н., Аваева C.M. (1975) Химия Природных Соединений, 2, 211−217.

179. Jencks, W.P. (1958) J.Am.Chem.Soc., 80, 4585−4588.

180. Avaeva, S., Ignatov, P., Kurilova, S., Nazarova, Т., Rodina, E., Vorobyeva, N., Oganesyan, V., Harutyunyan, E. (1996), FEBSLett., 399, 99−102.

181. Josse, J. (1966)J. Biol. Chem., 241, 1938;1947.

182. Baykov, A.A., Avaeva, S.M. (1981) Anal. Biochem, 116, 1−4.

183. Hess, H.H., Derr, J.E. (1975) Anal. Biochem. 63, 607−613.

184. Грюк И. Б. (1987) Дисс. канд. хим. наук, М.