Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Иммунодиагностика геморрагической лихорадки с почечным синдромом на основе использования рекомбинантного нуклеокапсидного антигена вируса

Диссертация: Иммунодиагностика геморрагической лихорадки с почечным синдромом на основе использования рекомбинантного нуклеокапсидного антигена вируса
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В процессе выполнения исследований был предложен новый способ экстракционной очистки рекомбинантного нуклеокапсидного белка вируса ГЛПС, позволяющий существенно повысить степень его гомогенности. Вы-сокоочищенный белок может использоваться не только для производства ди-агностикумов, но и служить основой для создания вакцинных препаратов. Разработанные автором на основе НКБ четыре типа… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений и условных обозначений
  • Обзор литературы
  • Глава 1. Общая характеристика рода Hantavirus
  • Глава 2. Серологическая диагностика ГЛПС
  • Собственные исследования
  • Глава 3. Материалы и методы исследований
  • Глава 4. Оптимизация условий получения очищенного рекомбинантно-р го нуклеокапсидного белка вируса Пумала
    • 4. 1. Оценка электрофоретических и иммунохимических свойств рекомбинантного нуклеокапсидного белка, продуцируемого трансформированными бактериями Е. coli (штамм Ml 5)
    • 4. 2. Разработка иммуноферментной тест-системы для количественного определения НКБ в составе лизата бактериальных клеток
    • 4. 3. Оптимизация условий экстракционной очистки нуклеокапсидного белка из бактерий-продуцентов
    • 4. 4. Обсуждение результатов
  • Глава 5. Разработка иммуноферментных тест-систем для диагностики
  • ГЛПС
    • 5. 1. Тест-система для определения IgG к нукпеокапсидному белку вируса Пумала
    • 5. 2. Тест-система для определения IgM к нукпеокапсидному белку вируса Пумала
    • 5. 3. Выявление вирусного антигена в биологических пробах. v 5.4 Обсуждение результатов
  • Выводы

Иммунодиагностика геморрагической лихорадки с почечным синдромом на основе использования рекомбинантного нуклеокапсидного антигена вируса (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы.

Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом (ГЛПС) является одним из наиболее распространенных в России, а также странах Азии и Европы зоонозных природно-очаговых заболеваний. На Республику Башкортостан приходится около половины всей заболеваемости по России [Хунафина Д.Х., 1998]. Причинным агентом, вызывающим заболевание в Республике и западной части Российской Федерации, является вирус геморрагической лихорадки Пумала, относящийся к роду Hantavirus семейства Bunyaviridae. Инфекция характеризуется относительно тяжелым течением, поражением почек, сердечно-сосудистой и других систем организма. Эффективность лечения больных, а также предупреждение осложнений во многом зависит от своевременно поставленного диагноза. Достоверная клиническая диагностика ГЛПС связана с несколькими проблемами. Во-первых, многие инфекции в начале заболевания имеют неспецифические симптомы характерные и для ГЛПС. Наряду с этим могут существовать нетипичные или клинически слабо выраженные формы геморрагической лихорадки, плохо диагностируемые даже в разгар болезни [Суздальцев А.А. и др., 2003].

Приведенные данные свидетельствуют о необходимости лабораторной диагностики инфекции. Причем лабораторная диагностика должна использоваться не только для подтверждения диагноза врачей-клиницистов, но иметь самостоятельное значение, особенно, в случае, если она позволяет поставить диагноз в самом начале заболевания.

В настоящее время для серологической диагностики ГЛПС используется метод флуоресцирующих антител. К недостаткам метода следует отнести его высокую трудоемкость и то, что он позволяет осуществлять только ретроспективную диагностику заболевания. Использование более производительного и чувствительного метода иммуноферментного анализа всегда было ограничено невозможностью наработки препаративного количества антигена из-за слабой репродуктивной активности вируса в культуре клеток. Только после того, как удалось получить системы для экспрессии рекомбинантных белков вируса, появились перспективы разработки новых препаратов для диагностики ГЛПС на основе иммуноферментного анализа.

Цель исследования.

Разработать иммуноферментные тест-системы для диагностики ГЛПС на основе рекомбинантного нуклеокапсидного белка (НКБ) вируса Пумала и оценить их диагностическую эффективность.

Задачи исследования.

1. Отработать условия получения очищенного рекомбинантного НКБ.

2. Оптимизировать параметры иммуноферментного анализа IgM и IgG к НКБ вируса Пумала в сыворотках больных ГЛПС.

3. Исследовать возможность выявления вирусного антигена в сыворотках больных ГЛПС с помощью высокочувствительного иммуноферментного анализа с повышенной чувствительностью.

4. Провести оценку чувствительности и специфичности полученных тест-систем на основе исследования сывороток больных ГЛПС, больных другими инфекционными заболеваниями и сывороток здоровых доноров.

Научная новизна.

Разработан новый способ экстракции рекомбинантного нуклеокапсидного белка вируса из бактерий-продуцентов, позволяющий существенно повысить степень чистоты препарата. Установлено, что использование высоко-очищенного НКБ увеличивает специфичность диагностики заболевания.

Впервые разработаны четыре типа иммуноферментных тест-систем на основе нуклеокапсидного белка эндемичного для Башкортостана вируса Пумала штамма «CG-Иглино 12». Установлено, что созданная на его основе тест-система для определения IgM позволяет осуществлять эффективную диагностику ГЛПС на самых ранних этапах заболевания. Предложен новый метод оценки титра IgG к вирусному антигену у больных ГЛПС и реконвалесцентов по одному разведению сыворотки. Метод существенно увеличивает чувствительность анализа и снижает его трудоемкость.

Впервые показана возможность выявления нуклеокапсидного антигена в сыворотках больных ГЛПС с помощью высокочувствительного иммунофер-ментного анализа с усилением сигнала.

Научно-практическая значимость работы.

В процессе выполнения исследований был предложен новый способ экстракционной очистки рекомбинантного нуклеокапсидного белка вируса ГЛПС, позволяющий существенно повысить степень его гомогенности. Вы-сокоочищенный белок может использоваться не только для производства ди-агностикумов, но и служить основой для создания вакцинных препаратов. Разработанные автором на основе НКБ четыре типа иммуноферментных тест-систем могут найти самое широкое применение в практике здравоохранения. Иммуноферментная тест-система для количественного определения НКБ используется в научном отделе ФГУП «НПО «Микроген» МЗ и СЗ РФ «Иммунопрепарат» для мониторинга рекомбинантного НКБ в процессе его экстракционной очистки из бактерий-продуцентов и выявления антигена в органах инфицированных грызунов. Кроме того, она будет совершенно необходима для стандартизации вакцинных препаратов на основе нуклеокапсидного антигена. Тест-системы для определения IgM и IgG к НКБ позволяют осуществлять эффективную серологическую диагностику ГЛПС и проводить сероэпидемиологические исследования. Высокочувствительная иммуноферментная тест-система с усилением сигнала способна обнаруживать предельно низкие концентрации вирусного антигена в сыворотках больных ГЛПС. Это свойство может оказаться полезным при изучении патогенеза заболевания, а также при испытании вакцинных препаратов на животных.

Внедрение результатов исследования в практику.

На основе результатов исследований, представленных в диссертации, составлена нормативно-техническая документация на иммуноферментную тест-систему для определения IgM к нуклеокапсидному белку вируса ГЛПС.

ИФА-ГЛПС-IgM" и приготовлены три экспериментально-производственные серии препарата. Производство препарата предполагается осуществлять на базе ФГУП «НПО «Микроген» МЗ и СЗ РФ «Иммунопрепа-рат».

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Использование комбинированной экстракции рекомбинантного НКБ из бактерий-продуцентов позволяет повысить чистоту конечного продукта.

2. Иммуноферментный метод определения IgG к НКБ по одному разведению сыворотки обладает более высокой диагностической эффективностью по сравнению с методами, основанными на последовательном разведении сыворотки.

3. Иммуноферментная тест-система для определения IgM к рекомби-нантному НКБ позволяет осуществлять диагностику ГЛПС на ранних стадиях заболевания.

4. С помощью иммуноферментного анализа с усилением сигнала удается выявлять НКБ в сыворотках больных ГЛПС.

Апробация работы.

Полученные результаты были представлены на Всероссийской научной конференции «Актуальные вопросы разработки, производства и применения иммунобиологических и фармацевтических препаратов» (Уфа, 2000), на Республиканской научной конференции молодых ученых «Медицинская наука 2002» (Уфа, 2002), на конференции «Практикующий врач» (Сочи, 2002), на IV Общероссийской конференции «Гомеостаз и инфекционный процесс» (Сочи, 2003) и на I Всероссийской научной конференции «Актуальные вопросы инфекционной патологии человека, клинической и прикладной иммунологии» (Уфа, 2004).

Публикации.

По материалам диссертации опубликовано 9 научных работ.

Объем и структура диссертации.

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, собственных исследований, обсуждения полученных результатов и выводов. Работа изложена на 116 страницах, содержит 15 таблиц и 16 рисунков.

Список литературы

включает 250 источников (31 отечественных и 219 зарубежных).

ВЫВОДЫ.

1. Предложен новый метод экстракционной очистки рекомбинантного нуклеокапсидного белка вируса Пумала из бактерий-продуцентов, позволяющий увеличить уровень гомогенности белка с 70% до 90% и повысить специфичность иммуноферментного анализа.

2. Разработана иммуноферментная тест-система для определения титра IgG к нуклеокапсидному белку у больных ГЛПС и реконвалесцентов по одному разведению сыворотки. Такой подход увеличивает чувствительность анализа с 77,8% до 96,3%, а также снижает его трудоемкость и стоимость.

3. Разработана иммуноферментная тест-система для ранней диагностики ГЛПС на основе рекомбинантного нуклеокапсидного белка вируса Пумала. Тест-система позволяет выявлять IgM на ранних стадиях заболевания с чувствительностью и специфичностью 95% и 98%, соответственно.

4. Разработана иммуноферментная тест-система для количественного определения нуклеокапсидного белка вируса Пумала, которая позволяет определять до 2 нг/мл вирусного антигена. Данная тест-система используется для мониторинга нуклеокапсидного белка в процессе его экстракционной очистки из бактерий-продуцентов и выявления антигена в органах инфицированных грызунов.

5. Разработана высокочувствительная иммуноферментная тест-система с усилением сигнала для определения предельно низких концентраций нуклеокапсидного антигена. С ее помощью показано, что в сыворотках больных нуклеокапсидный белок выявляется в течение 3-х недель заболевания в концентрации 120−320 пг/мл с частотой 61,8%.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Т.Н., Слонова Р. А., Павленко О. В. и др. Результаты изучения гуморального иммунитета при геморрагической лихорадке с почечным синдромом в Приморском крае // Вопр. вирусол. 1986. — № 2. — С. 183−186.
  2. Н.К. Роль апоптоза лимфоцитов периферической крови в механизмах развития геморрагической лихорадки с почечным синдромом: Ав-тореф. дис. канд. мед. наук. Уфа, 2003. — 26 с.
  3. В., Пуртов К. Лигандообменное разделение белков без использования хроматографии (на примере выделения из Е. coli рекомбинант-ных апообелина и апоакворина) // Доклады Академии наук. 2000. — Т. 373. -С. 547−549.
  4. С.Ю. Использование антител для количественного определения, очистки и локализации регуляторов роста растений. Уфа: БашГУ, 1998. -136 с.
  5. С.Ю., Власов А. Р., Муллагулова М. Н. и др. Серологическая диагностика гриппа с помощью иммуноферментного анализа при использовании одного разведения сыворотки // Вирусы и вирусн. забол. Киев. -1989. -Т.17- С. 61−66.
  6. И.Н., Бойко В. А. Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом. М.: ВНИИМИ, 1985. — № 2. -73 с.
  7. Д. Новое в клонировании ДНК. М.: Мир, 1989. — 367с.
  8. В., Навратил Д., Уолтон X. Лигандообменная хроматография. М.: Мир, 1989. — 294 с.
  9. А.Е., Ткаченко Е. А., Липская Г. Ю. и др. Генетическая дифференциация хантавирусов с помощью полимеразной цепной реакции и сек-венирования // Вопр. вирусол. -1996. № 1. — С. 24−27.
  10. Т.К., Лещинская Е. В., Ткаченко Е. А. и др. Серологическое обследование больных геморрагической лихорадкой с почечным синдромом в Европейской части СССР // Вопр. вирусол. 1983. — № 6. — С. 676−680.
  11. Т.К., Ткаченко Е. А., Петров В. А. Эффективность применения культуральных антигенов для серодиагностики геморрагической лихорадки с почечным синдромом с помощью метода иммунофлуоресценции // Вопр. вирусол. 1998. — № 1. — С. 71−75.
  12. А., Дзагурова Т., Ткаченко Е. Дот-блот анализ в лабораторной диагностике геморрагической лихорадки с почечным синдромом // Вопр. вирусол. 1996. — № 1. — С. 6−8.
  13. Г. Биометрия. М.: Высшая школа, 1990. — 352 с.
  14. Г. А., Фазлыева P.M., Бобкова Е. В. Иммуномодулирующий эффект альфа1-интерферона в комплексной терапии геморрагической лихорадки с почечным синдромом // Ж. микробиол. и эпид. 1996. — № 6. — С. 80−81.
  15. Г., Кордес Ю. Основы биологической химии. М.: Мир, 1970. — 567 с.
  16. В.Г. Применение индуктора эндогенного интерферона амиксина для лечения геморрагической лихорадки с почечным синдромом // Рус. Мед. Жур. 2001. — Т. 9. — № 15 — С. 24−27.
  17. А. Основы иммунологии. М.: Мир, 1991. — 237 с.
  18. М., Берг П. Гены и геномы. М.: Мир, 1998. — Т. 1. — 373 с.
  19. А., Казачинская Е., Качко А. и др. Сравнительное исследование антигенных и иммуногенных свойств природного и рекомбинантного белков VP35 вируса Марбург // Вопр. вирусол. 1999. — № 5. — С. 206−213.
  20. А.А. Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом (современные критерии оценки тяжести течения, эффективности лечения и прогноза): Авторефер. дисс. СПб., 1992. — 19 с.
  21. А.А., Морозов В. Г., Рощупкин В. И. Трудности в диагностике стертых и атипичных форм геморрагической лихорадки с почечным синдромом // Эпид. и инф. болезни 2003. — № 4. — С. 52−53.
  22. Е.А., Донец М. А., Дзагурова Т. К. и др. Усовершенствование лабораторной диагностики геморрагической лихорадки с почечным синдромом // Вопр. вирусол. 1981. — № 5. — С. 618−620.
  23. P.M., Хунафина Д. Х., Камилов Ф. Х. Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом в Республике Башкортостан. Уфа: БГМУ, 1995.-243 с.
  24. Т. Радиоиммунологические методы. М.: Мир, 1981. — 246 с.
  25. М.П. Вирусные геморрагические лихорадки. М.: Медицина, — 1979.
  26. Ahlm С., Juto P., Stegmayr B. et al. Prevalence of serum antibodies to hantaviruses in northern Sweden as measured by recombinant nucleocapsid proteins // Scand. J. Infect. Dis. 1997. — Vol. 29. — P. 349−354.
  27. Alexeyev O., Linderholm M., Elgh F. et al. Increased plasma levels of soluble CD23 in haemorrhagic fever with renal syndrome- relation to virus-specific IgE // J.Clin. Exp. Immunol. 1997. — Vol. 109. — P. 351−355.
  28. Alfadhli A., Love Z., Arvidson B. et al. Hantavirus nucleocapsid protein oli-gomerization // J. Virol. 2001. — Vol. 75. — P. 2019−2023.
  29. Alfadhli A., Steel E., Finlay L. et al. Hantavirus nucleocapsid protein coiled-coil domains // J. Biol. Chem. 2002. — Vol. 277. — P. 27 103−27 108.
  30. Antic D., Lim В., Kang C. Molecular characterization of the M genomic segment of the Seoul 80−39 virus: nucleotide and amino acid sequence comparisons with other hantaviruses reveal the evolutionary pathway // Virus Res. 1991. -Vol. 19.-P. 47−58.
  31. Antic D., Lim В., Kang C. Nucleotide sequence and coding capacity of the large (L) genomic segment of Seoul 80−39 virus, a member of hantavirus genus // Virus Res. 1991a. — Vol. 19. — P.59−66.
  32. Antic D., Kang C., Schmaljohn C. et al. Comparison of the deduced gene products of the L, M, S genome segments of hantavirus // Virus Res. 1992. -Vol. 24.-P. 35−46.
  33. Antoniadis A., Stylianakis A., Papa A. et al Direct genetic detection of Do-brava virus in Greek and Albanian patients with hemorrhagic fever with renal syndrome // J. Infect. Dis. 1996. — Vol. 174. — P. 407−410.
  34. Araki K., Yoshimatsu K., Ogino M. et al. Truncated Hantavirus nucleocapsid proteins for Serotyping Hantaan, Seoul, and Dobrava Hantavirus infections // J. Clin. Microbiol. 2001. — Vol. 39. — P. 2397−2404.
  35. Arikawa J., Takashima I., Hashimoto N. Cell fusion by hemorrhagic fever with renal syndrome (HFRS) viruses and its application for titration of virus infec-tivity and neutralizing antibody // Arch. Virol. 1985. — Vol. 86. — P. 303−313.
  36. Arikawa J., Schmaljohn L., Dalrymple J. et al. Characterization of hantavirus envelope glycoprotein antigenic determinants defined by monoclonal antibodies // J. Gen. Virol. 1989. — Vol. 70. — P. 615−624.
  37. Avsic-Zupanc Т., Petroves M., Furlan P. et al. Hemorrhagic fever with renal syndrome (HFRS) in the Dolenjska region of Slovenia a ten-year survey // J. Clin. Infect. Dis. — 1999. — Vol. 35. — P. 1024−1027.
  38. Avsic-Zupanc Т., Xiao S., Stojanovic R. et al. Characterization of Dobrava virus: a hantavirus from Slovenia, Yugoslavia // J. Med. Virol. 1992. — Vol. 38. -P. 132−137.
  39. Balakrishnan M., Zastrow D., Jonson C. et al. Catalytic activities of the human T-cell leukemia virus type II integrase // Virol. 1996. — Vol. 219. — P. 77−86.
  40. Bharadwaj M., Botten J., Torrez-Martinez N. et al. Rio Mamore virus: genetic characterization of a newly recognised hantavirus of the pigmy rise rat, Oli-goryzomys microtis, from Bolivia // Am J. Trop. Med. Hyg. 1997. — Vol. 57. -P. 368−374.
  41. Bishop D. Bunyaviridae. NY.: Plenum Press, 1996. — P. 19−61.
  42. Bogdanov S., Gavrilovskaya I., Boiko V. et al. Persistent infection caused by hemorrhagic fever with renal syndrome virus in bank voles (Clethrionomys glareo-lus), natural host of the virus // Mikrobiol. Zh. 1996. — Vol. 49. — P. 99−106.
  43. Bonn D. Hantaviruses: an emerging threat to human health? // Lancet. -1998.-Vol. 352.-P. 886.
  44. Botros В., Sobh M., Wierzba T. Prevalence of hantavirus antibody in patients with chronic renal disease in Egypt // J. Trans. Royal. Society. Trop. Med. Hygiene. 2004. — Vol. 98. — P. 331−336.
  45. Brummer-Korvenkontio M., Vaheri A., Hovi T. et al. Nephropathia epi-demica: detection of antigen in bank voles and serological diagnosis of human infection // J. Infect. Dis. 1980. — Vol. 141. — P. 131−134.
  46. Byun К., Seo J. s Lee M. et al. A clinical study of hemorrhagic fever with renal syndrome caused by Seoul virus infection // Korean J. Infect. Dis. 1986. -Vol. 18.-P. 11−18.
  47. Calisher C., Sweeney W., Mills J. et al. Natural history of Sin Nombre virus in western Colorado // Emerg. Infect. Dis. 1999. — Vol. 5. — P. 126−134.
  48. Carey D., Reuben R., Panicker K. et al. Thottapalayam virus: a presumptive arbovirus isolated from shrew in India // Indian J. Med. Res. 1971. — Vol. 59. -P. 1758−1760.
  49. Childs J., Glass G., Korch G. et al. Effects of hantaviral infection on survival, growth and fertility in wild rat (Rattus norvegicus) populations of Baltimore, Maryland // J. Wildl. Dis. 1989. — Vol. 25. — P. 469−476.
  50. Childs J., Korch G., Glass G. et al. Epizootiology of Hantavirus infections in Baltimore: isolation of a virus from Norwey rats, and characteristics of infected rat populations // Am J. Epidemiol. 1987. — Vol. 126. — P. 55−68.
  51. Cho H., Howard C. Antibody responses in humans to an inactivated hantavirus vaccine // Vaccine. 1999. — Vol 17. — P. 2569−2575.
  52. Chu Y., C. Rossi, J. LeDuc et al. Serological relationship among viruses in the Hantavirus genus, family Bunyaviridae // Virology. 1994. — Vol. 198. — P. 196−204.
  53. Clement J., Heyman P., McKenna P. et al. The hantaviruses of Europe: from bedside to the bench // Emerg. Infect. Dis. 1997. — Vol. 3. — P. 205−211.
  54. Clement J., McKenna P., Avsic-Zupanc T. et al. Rattransmitted hantavirus disease in Sarajevo // Lancet. 1994. — Vol. 344. — P. 131.
  55. Collan Y., Mihatsch M., Lahdervirta J. et al. Nephropathia epidemica: mild variant of hemorrhagic fever with renal syndrome // J. Kidney. Int. 1991. — Vol. 40.-P. 62−71.
  56. Cosgriff T. Mechanisms of disease in hantavirus infection: pathophysiology of hemorrhagic fever with renal syndrome // Rev. Infect. Dis. 1991. — Vol. 13. -P. 97−107.
  57. Cosgriff Т., Lewis R. Mechanisms of disease in hemorrhagic fever with renal syndrome // Kidney Int. 1991a. — Vol. 40. — P. 72−79.
  58. Dargeviciute A., Sjolander K., Sasnauskas K. et al. Yeast-expressed Puu-mala hantavirus nucleocapsid protein induces protection in a bank vole model // Vaccine. 2002. — Vol. 20. — P. 3523−3531.
  59. Dournon E., Moriniere В., Matheron S. et al. HFRS after a wild rodent bite in the Haute-Savoie and risk exposure to Hantaan-like virus in a Paris laboratory // Lancet. 1984. — Vol. 1. — P. 676−677.
  60. Elgh F., Lundkvist A., Alexeyev O. et al. A major antigenic domain of the human humoral response to the Puumala virus nucleocapsid protein is located at the amino-terminus // J. Virol. Methods. 1996. — Vol. 59. — P. 161 -172.
  61. Elgh F., Linderholm M., Wadell G. et al. Development of humoral cross-reactivity to the nucleocapsid protein of heterologous hantaviruses in nephropathia epidemica// J. Immunol. Med. Microbiol. 1998. — Vol. 22. — P. 309−315.
  62. Elliott L., Kiley M., McCormic J. Hantaan virus: identification of virion proteins // J. Gen. Virol. 1984. — Vol. 65. — P. 1285−1293.
  63. Elwell M., Ward G., Tingpalapong M. et al. Serological evidence of Han-taan-like virus in rodents and man in Thailand // South East Asian J. Trop. Med. Public Health. 1985. — Vol. 16. — P. 349−354.
  64. Enria D., Padula P., Segura E. et al. Hantavirus pulmonary syndrome in Argentina: possibility of person to person transmission // Medicina. 1996. — Vol. 56.-P. 709−711.
  65. Feldman H., Sanchez A., Morzunov S. et al. Utilization of autopsy RNA for the synthesis of nucleocapsid antigen of newly recognized virus associated with hantavirus pulmonary syndrome // Virus Res. 1993. — Vol. 30. — P. 351−367.
  66. Fulhorst C., Monroe M., Salas R. et al. Isolation, characterization and geographic distribution of Cano Delgadito virus, a newly discovered South American hantavirus (family Bunyaviridae) II Vims Res. 1997. — Vol. 51. — P. 159−171.
  67. Gavrilovskaya I., Brown E., Ginsberg M. et al. Cellular entry of hantaviruses with cause hemorrhagic fever with renal syndrome is mediated by beta 3 integrins // J. Virol. 1999. — Vol. 73. — P. 3951−3959.
  68. Glass G., Childs J., Korch G. et al. Association of intraspecific wounding with hantaviral infection in wild rats (Rattus norvegicus) // Epidemiol. Infect. -1988.-Vol. 101.-P. 459−472.
  69. Gluhovschi G., Rosea A., Margineanu F. Hantavirus-specific IgG and IgM in Balkan endemic nephropathy (BEN) and chronic renal disease // J. Facta Univer. -2002.-Vol. 9.-P. 76−78.
  70. Gonzales-Scarano F., Nathanson N. Bunyaviridae NY: Lippincott-Raven Publishers, 1996. — Vol. 1. — P. 1473−1504.
  71. Gott P., Stohwasser R., Schnitzler P. et al RNA binding of recombinant nucleocapsid proteins of hantaviruses // Virol. 1993. — Vol. 194. — P. 332−337.
  72. Gott P., Zoller G., Darai et al. A major antigenic domain of hantaviruses is located on the aminoproximal site on the viral nucleocapsid protein // J. Virus Genes. 1997. — Vol. 14. — P. 31−40.
  73. Gott P., Zoller L., Yang S. et al. Antigenicity of hantavirus nucleocapsid proteins expressed in E. coli II Virus Res. 1991. — Vol. 19. — P. 1−15.
  74. Groen J., Gerding M., Jordans J. et al. Hantavirus infections in The Netherlands epidemiology and disease // Epidemiol. Infect. — 1995. — Vol. 114. — P. 373−383.
  75. Groen J., Gerding M., Koeman J. et al. A macaque model for hantavirus infection // J. Infect. Dis. 1995. — Vol. 172. — P. 38−44.
  76. Groen J., van der Groen G., Hoofd G. et al. Comparison of immunofluorescence and enzyme-linked immunosorbent assays for the serology of Hantaan virus infections//J. Virol. Methods. 1989. — Vol.23. — P. 195−203.
  77. Gui X., Ho M., Cohen M. et al. Hemorrhagic fever with renal syndrome: treatment with recombinant alpha interferon // J. Infect. Dis. 1987. — Vol. 155. -P. 1047−1051.
  78. Hart C. Hantavirus infections // J. Med. Microbiol. 1997. — Vol. 46. — P. 13−17.
  79. Hedman K., Vaheri A., Brummer-Korvenkontio M. Rapid diagnosis of hantavirus disease with an IgG-avidity assay // Lancet. 1991. — Vol. 338. — P. 13 531 355.
  80. Heyman P., Vervoort Т., Colson P. et al. A major outbreak of hantavirus infection in Belgium in 1995 and 1996 // J. Epidemiol. Infect. 1999. — Vol. 122. -P.447−453.
  81. Hindrichsen S., Medeiros de Andrade A., Clement J. et al. Hantavirus infection in Brazilian patients from Recife with suspected leptospirosis // Lancet. -1993.-Vol. 341.-P. 50.
  82. Hjelle В., Chavez-Giles F., Torrez-Martinez N. et al. Genetic identification of a novel hantavirus of the harvest mouse Reithrodontomys megalotis // J. Virol. 1994. — Vol. 68. — P. 6751−6754.
  83. Hjelle В., Lee S., Song W. et al. Molecular linkage of Hantavirus pulmonary syndrome to the white-footed mouse, Peromuscus leucopus: genetic characterization of the M genome of New York virus // J. Virol. 1995. — Vol. 69. — P. 8137−8141.
  84. Hooper J., Kamrud K., Elgh F. et al. DNA vaccination with hantavirus M segment elicits neutralizing antibodies and protects against Seoul virus infection // Virol. 1999. — Vol. 255. — P. 269−278.
  85. Horling J., Chizhikov V., Lundkvist A. et al. Khabarovsk virus: a phyloge-netically and serologically distinct Hantavirus isolated from Microtus fortis trapped in far-east Russia // J. Gen. Virol. 1996. — Vol. 77. — P. 687−694.
  86. Howard M., Doyle Т., Koster F. et al. Hantavirus pulmonary syndrome in pregnancy // Clin. Infect. Dis. 1999. — Vol. 29. — P. 1538−1544.
  87. Huggins J., Hsiang C., Cosgriff T. et al. Prospective, double-blind concurrent, placebo-controlled clinical trial of intravenous ribavirin therapy oh hemorrhagic fever with renal syndrome // J. Infect. Dis. 1994. — Vol. 164, — P. 11 191 127.
  88. Huggins J., Kim G., Brand O. et al. Ribavirin therapy for Hantaan virus infection in suckling mice // J. Infect. Dis. 1986. — Vol. 153. — P. 489−497.
  89. Hujakka H., Koistinen V., Eerikainen P. et al. Comparison of a new immu-nochromatographic rapid test with a commercial EIA for the detection of Puumala virus specific IgM antibodies // J. Clin. Virol. 2001b. — Vol. 23. — P. 79−85.
  90. Hujakka H., Koistinen V., Eerikainen P. et al. New immunochromatographic rapid test for diagnosis of acute Puumala virus infection // J. Clin. Microbiol. -2001a. Vol. 39. — P. 2146−2150.
  91. Hujakka H., Koistinen V., Kuronen I. et al. Diagnostic rapid tests for acute hantavirus infections: specific tests for Hantaan, Dobrava and Puumala viruses versus a hantavirus combination test // J. Virol. Methods. 2003. — Vol. 108. — P. 117−122.
  92. Hukic M., Kurt A., Torstensson S. et al. Haemorrhagic fever with renal syndrome in north-east Bosnia // Lancet. 1996. — Vol. 347. — P. 56−57.
  93. Hunafina D.H., Alekhin E.K., Murzabaeva R.T. et al. Interferon inducers: appication in hemorrhagic fever with renal syndrome patients // Abstracts of 5 th Intern. Confer, on HFRS, HPS and Hantaviruses. 2001. — P. 139.
  94. Ivanov A., Tkachenko E., Petrov V. et al. Enzyme immuno assay for the detection of virus specific IgG and IgM antibody in patients with haemorrhagic fever with renal syndrome // J. Arch. Virol. 1988. — Vol. 100. — P. 1−7.
  95. Ivanov A., Vapalahti O., Lankinen H. et al. Biotin-labeled antigen: a novel approach for detection of Puumala virus-specific IgM // J. Virol. Methods. 1996. — Vol. 62. — P. 87−92.
  96. Jay M., Ascher M., Chomel B. et al. Seroepidemiological studies of hantavirus infection among wild rodents in California // Emerg. Infect. Dis. 1997. — Vol. 3.-P. 183−190.
  97. Jenison S., Yamada Т., Morris C. et al. Characterization of human antibody responses to Four Corners hantavirus infections among patients with hantavirus pulmonary syndrome // J. Virol. 1994. — Vol. 68. — P. 3000−3006.
  98. Johnson A., Bowen M., Ksiazek T. et al. Laguna Negra virus associated with HPS in Western Paraguay and Bolivia // Virology. 1997. — Vol. 238. — P. 115 127.
  99. Jonsson C., Gallegos J., Fero Ph. et al. Purification and characterization of the Sin Nombre virus nucleocapsid protein expressed in Esherichia coli // Protein Expression and Purification. 2001. — Vol. 23. — P.134−141.
  100. Kallio-Kokko H., Vapalahti O., Hedman K. et al. Puumala virus antibody and immunoglobulin G avidity assays based on a recombinant nucleocapsid protein // J. Clin. Microbiol. 1993. — Vol. 31. — P. 677−680.
  101. Kanerva M., Mustonen J., Vaheri A. Pathogenesis of Puumala and other hantavirus infections // Rev. Med. Virol. 1998. — Vol. 8. — P. 67−86.
  102. Kanerva M., Vahery A., Mustonen J. et al. High-producer allele of tumour necrosis factor-alpha is part of the susceptibility MHC haplotype in severe Puumala virus-induced nephropathia epidemica // Scand. J.Infect. Dis. 1998. — Vol. 30.-P. 532−534.
  103. Kang J., Lee Y., Ahn K. et al. A dominant antigenic region of the Hantaan virus nucleocapsid protein is located within a amino-terminal short stretch of hy-drophilic residues // J. Virus Genes. 2001. — Vol. 23. — P. 183−186.
  104. Kariwa H., Isegava Y., Arikawa J. et al. Comparison of nucleotide sequences of M genome segments among Seoul virus strains isolated from eastern Asia // Virus Res. 1994. — Vol. 33. — P. 27−38.
  105. Kaukinen P., Koistinen V., Vapalahti O. et al. Interaction between molecules of hantavirus nucleocapsid protein // J. Gen.Virol. 2001. — Vol. 82. — P. 18 451 853.
  106. Kehm R., Jakob N., Welzel T. et al. Expression of immunogenic Puumala virus nucleocapsid protein in transgenic tobacco and potato plants // J. Virus Genes. 2001. — Vol. 22. -P. 73−83.
  107. Kim G., McKee K. Pathogenesis of Hantaan virus infection in suckling mice: clinical, virologic and serologic observations // Am J. Trop. Med. Hyg. -1985.-Vol. 34.-P. 388−395.
  108. Kim G., Lee Y., Park C. A new natural reservoir of hantavirus from lung tissues of bats // Arch. Virol. 1994. — Vol. 134. — P. 85−95.
  109. Kimura Т., Ohayama A. Association between the pH-dependent conformational change of West Nile Flavivirus E protein and virus-mediated membrane fusion // J. Gen. Virol. 1988. — Vol. 69. — P. 1247−1254.
  110. Knipe D., Howley P. Fundamental Virology. Philadelphia: Lippincott Williams and Wilkins, 2001. -1395 P.
  111. Koraka P., Avsic-Zupanc Т., Osterhaus A. et al. Evaluation of two commercially available immunoassays for the detection of hantavirus antibodies in serum samples // J. Clin. Virol. 2000. — Vol. 17. P. 189−196.
  112. Ksiazek Т., Peters C., Rollin P. et al. Identification of new North American hantavirus that causes acute pulmonary insufficiency // Am. J. Trop. Med. Hyg. -1995.-Vol. 52.-P. 117−123.
  113. Ksiazek Т., Nichol S., Mills J. et al. Isolation, genetic diversity, and geographic distribution of Bayou virus (Bunyaviridae: hantavirus) // Am. J. Trop. Med. Hyg. 1997. — Vol. 57. — P. 445−448.
  114. Lahdevirta J. Clinical features of HFRS in Scandinavia as compared with East Asia // Scand. J. Infect. Dis. 1982. — Vol. 36. — P. 93−95.
  115. Lee H. Hemorrhagic fever with renal syndrome in Korea // Rev. Infect. Dis. 1989. — Vol. 11. -P. 864−876.
  116. Lee H., Elliot R. Epidemiology and pathogenesis of hemorrhagic fever with renal syndrome. NY.: Plenum Press, 1996. — P. 253−267.
  117. Lee H., Johnson K. Laboratory-acquired infection with Hantaan virus, the etiologic agent of Korean hemorrhagic fever // J. Infect. Dis. 1982. — Vol. 146. -P. 645−651.
  118. Lee H., Lee P., Johnson K. Isolation of etiologic agent of Korean hemorrhagic fever // J. Infect. Dis. 1978. — Vol. 137. — P. 298−308.
  119. Lee H., van der Groen G. Hemorrhagic fever with renal syndrome // J. Progress in Med. Virol. 1989. — Vol. 36. — P. 62−102.
  120. Lee J. Clinical features of hemorrhagic fever with renal syndrome in Korea // Kidney Int. 1991. — Vol. 40. — P. 88−93.
  121. Lee P., Amyx H., Gajdusek D. et al. New haemorrhagic fever with renal syndrome-related virus in indigenous wild rodents in United States // Lancet. -1982.-Vol. 2.-P. 1405.
  122. Levis S., Morzunov S., Rowe J. et al. Genetic diversity and epidemiology of hantavirus in Argentina // J. Infect. Dis. 1998. — Vol. 177. — P. 529−538.
  123. Li Z., Bai X., Bian H. Serologic diagnosis of Hantaan virus infection based on a peptide antigen // J. Clin. Chem. 2002. — Vol. 48. — P. 645−647.
  124. Lindwall G., Chau M., Gardner S. et al. A sparse matrix approach to the solubilization of overexpressed proteins // J. Protein Engineering. 2000. — Vol. 13.-P. 67−71.
  125. Lloyd G., Bowen E., Jones N. et al. HFRS outbreak associated with laboratory rats in the UK // Lancet. 1984. — Vol. 1. — P. 1175−1176.
  126. Lloyd G., Jones N. Infection of laboratory workers with hantavirus acquired from immunocytomas propagated in laboratory rats // J. Infect. 1995. — Vol. 12. -P. 117−125.
  127. Loon A. Enzyme-linked immunosorbent assay for measurement of antibody against cytomegalovirus and rubella virus // J. Clin. Pathol. 1981. — Vol. 34. — P. 663−669.
  128. Lopez N., Padula P., Rossi C. et al. Genetic characterization and phylogeny of Andes virus and variants from Argentina and Chile // Virus Res. 1997. — Vol. 50.-P. 77−84.
  129. Lundkvist A., Apekina N., Myasnikov Y. et al. Dobrava hantavirus outbreak in Russia // Lancet. 1997. — Vol. 350. — P. 781−782.
  130. Lundkvist A., Horling J., Niklasson B. The humoral response to Puumala virus infection (ncphropathia epidemica) investigated by viral protein specific immunoassays // Arch.Virol. 1993. — Vol. 130. — P. 121 -130.
  131. Lundkvist A., Niklasson B. Hemorrhagic fever with renal syndrome and other hantavirus infections // Rev. Med. Virol. 1994. — Vol. 4. — P. 177−184.
  132. Lundkvist A., Niklasson B. Bank vole monoclonal antibodies against Puumala virus envelope glycoproteins: identification of epitopes involved in neutralization // J. Arch. Virol. 1992. — Vol. 126. — P. 93−105.
  133. Lundkvist A., Bjorsten S., Niklasson B. et al. Mapping of B-cell determinants in the nucleocapsid protein in Puumala virus: definition of epitopes specific for acute IgG recognition in humans // Clin. Diag. Lab. Immunol. 1995. Vol. 2. -P. 82−86.
  134. Lyubsky S., Gavrilovskaya I., Luft B. et al. Histopathology of Peromyscus leucopus naturally infected with NY-1 hantaviruses: pathogenic markers of HPS viral infection in mice // Lab. Invest. 1996. — Vol. 74. — P. 627−633.
  135. McCaughey C., Hart C. Hantaviruses // J. Med. Microbiol. 2000. — Vol. 49.-P. 587−599.
  136. McCaughey C., Montgomery W., Twomey N. et al. Evidence of hantavirus in wild rodents in Northern Ireland // Epidemiol. Infect. 1996. — Vol. 117. — P. 361−365.
  137. McCaughey C., Shi X., Elliot R. et al. Low pH-induced cytopathic effect a survey of seven hantavirus strains // J. Virol. Methods — 1999. — Vol. 81. — P. 193 197.
  138. McKenna P., van der Groen G., Hoofd G. et al. Eradication of hantavirus infection among laboratory rats by application of caesarian section and a foster mother technique // J. Infect. 1992. — Vol. 25. — P. 181−190.
  139. Meisel H., Lundkvist A., Gantzer K. et al. First case of infection with hantavirus Dobrava in Germany // Eur. J. Clin.Microbiol. Infect. Dis. 1998. — Vol. 17.-P. 884−885.
  140. Mills J., Ksiazek Т., Peters C. et al. Long-term studies of hantavirus reservoir populations in the southwestern United States: a synthesis // Emerg. Infect. Dis. 1999. — Vol. 5. — P. 135−142.
  141. Moolenaar R., Breiman R., Peters C. Hantavirus pulmonary syndrome // Semin. Respir. Dis. 1997. — Vol. 12. — P. 31−39.
  142. Morzunov S., Jeor S., Yates T. et al.: Abstracts of the 10-th International Congress of Virology. Ierusalem, 1996. — P. 23.
  143. Mustonen J., Partanen J., Kanerva M. et al. Genetic susceptibility to severe course of nephropathia epidemica caused by Puumala hantavirus // J. Kidney. Int. -1996.-Vol. 49.-P. 217−221.
  144. Nagai Т., Tanishita O., Takahashi Y. et al. Isolation of haemorrhagic fever with renal syndrome virus from leukocytes of rats and virus replication in cultures of rat and human macrophages // J. Gen. Virol. 1985. — Vol. 66. — P. 1271−1278.
  145. Nemirov K., Vapalahti O., Lundkvist A. et al. Isolation and characterization of Dobrava hantavirus in the striped field mouse (Apodemus agrarius) in Estonia // J. Gen. Virol. 1999. — Vol. 80. — P. 371−379.
  146. Netski D., B. Thran, S. St. Jeor. Sin Nombre virus pathogenesis in Pero-myscus maniculatus II J. Virol. 1999. — Vol. 73. — P. 585−591.
  147. Nicacio C., Bjorling E., Lundkvist A. Immunoglobulin A response to Puumala hantavirus II J. Gen. Virol. 2000. — Vol. 81. — P. 1453−1461.
  148. Nicacio C., Valle M., Padula P. et al. Cross-protection against challenge with Puumala virus after immunization with nucleocapsid proteins from different hantaviruses // J. Virol. 2002. — Vol. 76. — P. 6669−6677.
  149. Nichol S., Ksiazek Т., Rollin P. et al. Hantavirus pulmonary syndrome and newly described hantaviruses in the United States. NY.: Plenum Press, 1996. -P. 269−280.
  150. Nichol S., Spiropoulou C., Morzunov S. et al. Genetic identification of hantavirus associated with an outbreak of acute respiratory illness // Science. 1993. -Vol. 262.-P. 914−917.
  151. Niklasson В., Kjelsson Т. Detection of nephropathia epidemica (Puumala vims)-specific immunoglobulin M by enzyme-linked immunosorbent assay // J. Clin. Microbiol. 1988. — Vol. 26. — P. 1519−1523.
  152. Okuno Y., Yamanishi K., Nakahashi Y. et al. Hemagglutination-inhibition test for hemorrhagic fever with renal syndrome using virus antigen prepared from infected tissue culture fluid // J. Gen. Virol. 1986. — Vol. 67. — P. 149−156.
  153. Padula P., Rossi C., Delia Valle M. et al. Development and evalution of solid-phase enzyme immunoassay based on Andes hantavirus recombinant nucleo-protein // J. Med. Microbiol. 2000. — Vol. 49. — P. 149−155.
  154. Papa A., Johnson M., Stockton P. et al. Retrospective serological and genetic study of the distribution of hantaviruses in Greece // J. Med. Virol. 1998. — Vol. 55.-P. 321−327.
  155. Partington M., Kang C. Nucleotide sequence analysis of the S genomic segment of Prospect Hill virus: comparison with the prototype hantavirus // Virology. 1990. — Vol. 175. — P. 167−175.
  156. Parrington M., Lee P., Kang C. Molecular characterization of the Prospect Hill virus M RNA segment: a comparison with the M RNA segments of other hantavirus // J. Gen.Virol. 1991. — Vol. 72. — P. 1845−1854.
  157. Pensiero M., Sharefkin J., Dieffenbach C. et al. Hantaan virus infection of human endothelial cells // J. Virol. 1992. — Vol. 66. — P. 5929−5936.
  158. Peters C., Simpson G., Levy H. Spectrum of hantavirus infection: hemorrhagic fever with renal syndrome and hantavirus pulmonary syndrome // Annu. Rev. Med. 1999. — Vol. 50. — P. 531−545.
  159. Plyusnin A. Genetics of hantaviruses: implications to taxonomy // J. Arch Virol. 2002. — Vol. 147. — P. 665−682.
  160. Plyusnin A., Mustonen J., Asikainen K. et al. Analysis of Puumala hantavirus genome in patients with nephropathia epidemica and rodent carriers from the sites of infection // J. Med. Virol. 1999. — Vol. 59. — P. 397−405.
  161. Plyusnin A., Vapalahti O., Lehvaslaiho H. et al. Genetic variation of wild Puumala viruses within the serotype, local rodent populations and individual animal // Virus Res. 1995. — Vol. 38. — P. 25−41.
  162. Plyusnin A., Vapalahti O., Lundkvist A. et al. Isolation of a newly recognized hantavirus carried by Siberian lemmings // Lancet. 1996. — Vol. 347. — P. 1835−1836.
  163. Plyusnin A., Vapalahti O., Vasilenko V. et al. Dobrava hantavirus in Estonia: does the virus exist throughout Europe? // Lancet. 1997b. — Vol. 349. — P. 1369−1370.
  164. Plyusnin A., Vapalahti O., Vaheri A. Hantaviruses: genom structure, expression and evolution // J. Gen. Virol. 1996. — Vol. 77. — P.2677−2687.
  165. Puthavathana P., Lee H., Kang C. Typing of hantaviruses from five continents by polymerase chaine reaction // Virus Research. 1992. — Vol. 26. — P. 114.
  166. Raftery M., Kraus A., Ulrich R. et al. Hantavirus Infection of Dendritic Cells // J. Virol. 2002. — Vol. 76. — P. 10 724−10 733.
  167. Ravkov E., Rollin P., Ksiazek T. et al. Genetic and serologic analysis of Black Creek Canal virus and its association with human disease and Sigmodon his-pidus infection // Virology. 1995. — Vol. 210. — P. 482−489.
  168. Razanskiene A., Schmidt J., Geldmacher A. et al. High yields of stable and highly pure nucleocapsid proteins of different hantaviruses can be generated in the yeast Saccharomyces cerevisiae II J. Biotech. 2004. — Vol. 111. — P. 319−333.
  169. Regenmortel V., Fauquet C., Bishop D. et al. Virus taxonomy: classification and nomenclature of viruses. Seventh report of the International Committee of Taxonomy of Viruses San Diego: Academic Press., 2000.
  170. Reip A., Haring В., Sibold C. et al. Coding strategy of the S and M genomic segments of hantavirus representing a new subtype of the Puumala serotype // Arch. Virol. 1995. — Vol. 140. — P. 2011−2026.
  171. Ruo S., Sanchez A., Elliott L. et al. Monoclonal antibodies to three strains of hantaviruses: Hantaan, R22 and Puumala // Arch. Virol. 1991. — Vol. 119. — P. 1−11.
  172. Scharninghausen J., Meyer H., Pfeffer M. et al. Genetic evidence of Dobrava virus in Apodemus agrarius in Hungary // Emerg. Infect. Dis. 1999. — Vol. 5. -P. 468−470.
  173. Schmaljohn C, Sugiyama K, Schmaljohn A. et al. Baculovirus expression of the small genome segment of Hantaan virus and potential use of the expressed nucleocapsid protein as a diagnostic antigen // J. Gen. Virol. 1988. — Vol. 69. — P. 777−786.
  174. Schmaljohn C. Molecular biology of hantaviruses. NY., 1996. — P.63−90.
  175. Schmaljohn C., Hjelle B. Hantaviruses: a global disease problem // Emerg. Infect. Dis. 1997a. — Vol. 3. — P. 95−104.
  176. Schmaljohn C., Jennings G., Hay J. et al. Coding strategy of the S genome segment of Hantaan virus // Virology. 1986. — Vol. 155. — P. 633−643.
  177. Schmaljohn C., Lee H., Dalrymple J. Detection of hantaviruses with RNA probes generated from recombinant DNA // Arch. Virol. 1987. — Vol. 95. — P. 291−301.
  178. Schmaljohn C., Hasty S., Dalrymple J. et al. Antigenic and genetic properties of viruses linked to haemorrhagic fever with renal syndrome //Science. 1985. -Vol. 227.-P. 1041−1044.
  179. Schmaljohn C., Dalrymple J. Analysis of hantaan virus RNA: evidence for a new genus of Bunyaviridae // Virology. 1983. — Vol. 131. — P. 482−491.
  180. Schmaljohn C., Dalrymple J. Hantaviruses // Encyclopedia of virology. -1994.-Vol. 2.-P. 538−545.
  181. Schmaljohn C. Bunyaviridae: the viruses and their replication // Philadelphia: Lippincott-Raven Publishers, 1996. Vol. 1. — P. 1447−1471.
  182. Schubert J., Tollmann F., Weissbrich B. Evaluation of a pan-reactive hantavirus enzyme immunoassay and of a hantavirus immunoblot for the diagnosis of nephropathia epidemica // J. Clin. Virol. 2001. — Vol. 21. P. 63−74.
  183. Self C. Enzyme amplification a general method applied to provide an im-munoassisted assay for placental alkoline phosphatase // J. Immunol. Met. — 1985. -Vol. 76.-P. 389−393.
  184. Settergren B. Nephropathia epidemica (hemorrhagic fever with renal syndrome) in Scandinavia // Rev. Infect. Dis. 1991. — Vol. 13. — P. 736−744.
  185. Settergren В., Ahlm C., Alexeyev O. et al. Pathogenetic and clinical aspects of the renal involvement in hemorrhagic fever with renal syndrome // J. Ren. Fail. -1997.-Vol.19.-P. 1−14.
  186. Settergren В., Juto P., Trollfors B. et al. Hemorrhagic complications and other clinical findings in nephropathia epidemica in Sweden: a study of 355 serologically verified cases // J. Infect. Dis. 1988. — Vol. 157. — P. 380−382.
  187. Settergren В., Juto P., Wadell G. Detection of specific serum immunoglobulin M in nephropathia epidemica (Scandinavian epidemic nephropathy) by a biotin-avidin-amplified immunofluorescence method // J. Clin. Microbiol. 1987. — Vol. 25.-P. 1134−1136.
  188. Severson W., Partin L., Schmaljohn C. et al. Characterization of the Hantaan Nucleocapsid Protein-Ribonucleic Acid Interaction // J. Biol. Chem. 1999. — Vol. 274. — P. 33 732−33 739.
  189. Sheedy J., Froeb H., Batson H. et al. The clinical course of epidemic hemorrhagic fever // Am. J. Med. 1954. — Vol. 16. — P. 619−628.
  190. Sjolander K., Elgh F., Kallio-Kokko H. et al. Evaluation of serological methods for diagnosis of Puumala Hantavirus infection (Nephropathia epidemica) // J. Clin. Microbiol. 1997. — Vol. 35. — P. 3264−3268.
  191. Sjolander К., Golovljova I., Vasilenko V. et al. Serological divergence of Dobrava and Saaremaa hantaviruses: evidence for two distinct serotypes // J. Epidemiol. Infect. 2002. — Vol. 128. — P. 99−103.
  192. Sjolander K., Lundkvist A. Dobrava virus infection: serological diagnosis and cross-reactions to other hantaviruses // J. Virol. Methods. 1999. — Vol. 80. -P. 137−143.
  193. Slonova R., Tkachenko E., Kushnarev E. et al. Hantavirus isolation from birds // Acta Virol. 1992. — Vol. 36. — P. 493.
  194. Song G., Huang C. et al. Preliminary human trial of inactivated golden hamster cell (GHKC) vaccine against haemorrhagic fever with renal syndrome (HFRS) // Vaccine. 1992. — Vol. 10. — P. 214−216.
  195. Song J., Min C., Kang E. et al. Expression of ICAM-1 on the Hantaan virus-infected human umbilical vein endotelial cells // Korean J. Intern. Med. 1999. -Vol. 14.-P. 47−54
  196. Song W., Torrez-Martinez N., Irwin W. et al. Isla Vista virus: a genetically novel hantavirus of the California vole Microtus califomicus II J. Gen. Virol. -1995.-Vol. 76.-P. 3195−3199.
  197. Spriggs D., Sherman M., Michie H. et al. Recombinant human tumor necrosis factor administered as a 24-hour intravenous infusion. A phase I and pharmacologic study // J. Natl. Cancer. Inst. 1988. — Vol.80. — P. 1039−1044.
  198. Stohwasser R., Giebel L., Zoller L. et al. Molecular characterization of the RNA S segment of nephropathia epidemica virus strain Hallnas B1 // Virology. -1990.-Vol. 174.-P. 79−86.
  199. Temonen M., Mustonen J., Helin H. et al. Cytokines, adhesion molecules, and cellular infiltration in nephropathia epidemica kidneys: an immunohistochemi-cal study // Clin. Immunol. Immunopathol. 1996. — Vol. 78. — P. 47−55.
  200. Temonen M., Vapalahti O., Holthofer H. et al. Susceptibility of human cells to Puumala virus infection // J. Gen. Virol. 1993. — Vol. 74. — P. 515−518.
  201. Tkachenko E., Donets M., Rezapkin G. et al. Serotypes of HFRS (haemor-rhagic fever with renal syndrome) virus in east European and far eastern U.S.S.R. / Lancet.-1982.-P. 863.
  202. Tkachenko E., Lee H. Etiology and epidemiology of hemorrhagic fever with renal syndrome // Kidney Int. 1991. — Vol. 40. — P. 54−61.
  203. Traavik Т., Mehl R., Berdal B. et al. Nephropathia epidemica in Norway: description of serological response in human disease and implication of rodent reservoirs // Scand. J. Infect. Dis. 1983. — Vol. 15. — P. 11−16.
  204. Tsai Т., Tang Y., Hu S. et al. Hemagglutination inhibition antibody in hemorrhagic fever with renal syndrome // J. Infect. Dis. 1984. — Vol. 150. — P. 895 898.
  205. Vapalahti 0., Lundkvist A., Kallio-Kokko H. et al. Antigenic properties and diagnostic potential of Puumala virus nucleocapsid protein expressed in insect cells // J. Clin. Microbiol. 1996. — Vol. 34. — P. 119−125.
  206. Vapalahti O., Lundkvist A., Kukkonen S. et al. Isolation and characterization of Tula virus, a distinct serotype in the genus Hantavirus, family Bunyaviridae II J. Gen. Virol. 1996a. — Vol. 77. — P. 3063−3067.
  207. Vapalahti O., Lundkvist A., Fedorov V. et al. Isolation and characterization of a hantavirus from Lemmus sibiricus // J. Virol. 1999. — Vol. 73. — P. 55 865 592.
  208. Vapalahti О., Mustonen J., Lundkvist A. et al. Hantavirus infections in Europe // Lancet. 2003. — Vol. 3. — P. 653−661.
  209. Vapalahti O., Kallio-Kokko H., Narvanen A. et al. Human B-cell epitopes of Puumala vims nucleocapsid protein, the major antigen in early serological response // J. Med. Virol. 1995. — Vol. 46. — P. 293 — 303.
  210. Vitek C., Breiman R., Ksiazek T. et al. Evidence against person-to-person transmission of hantavirus to healthcare workers // Clin. Infect. Dis. 1996. -Vol. 22.-P. 824−826.
  211. Warner G. Hantavirus illness in humans: review and update // South Med. J. -1996.-Vol. 89.-P. 264−271.
  212. Wells R., Sosa Estani S., Yadon Z. et al. An unusual hantavirus outbreak in southern Argentina: person-to-person transmission? Hantavirus pulmonary syndrome study group for Patagonia // Emerg. Infect. Dis. 1997. — Vol. 3. — P. 171 174.
  213. Welzel Т., Kehm R., Tidona C. et al. Stable expression of nucleocapsid proteins of Puumala and Hantaan virus in mammalian cells // J. Virus Genes. 1998. -Vol. 17.-P.185−198.
  214. Wichmann D., Slenczka W., Alter P. et al. Hemorrhagic fever with renal syndrome: diagnostic problems with a known disease // J. Clin. Microbiol. 2001. -Vol. 39.-P. 3414−3416.
  215. Xiao S., LeDuc J., Chu Y. et al. Phylogenetic analyses of virus isolates in the genus Hantavirus, family Bunyaviridae II Virology. 1994. — Vol. 198. — P. 205−217.
  216. Xiao S., Yanagihara R., Godes M. et al. Detection of hantavirus RNA in tissues of experimentally infected mice using reverse transcriptase directed polymerase chain reaction // J. Med. Virol. — 1991. — Vol. 33. — P. 277−282.
  217. Yamanishi K., Tanishita O., Tamura M. et al. Development of inactivated vaccine against virus causing haemorrhagic fever with renal syndrome // Vaccine. -1988.-Vol. 6.-P. 278−282.
  218. Yanagihara R., Silverman D. Experimental infection of human vascular endothelial cells by pathogenic and nonpathogenic hantavirus // Arch. Virol. 1990. -Vol. 111.-P. 281−286.
  219. Yanagihara R., Daum C., Lee P. et al. Serological survey of Prospect Hill virus infection in indigenous wild rodents in the USA // Trans. R. Soc. Med. Hyg. -1987.-Vol. 81.-P. 42−45.
  220. Yanagihara R., Amyx H., Gajdusek D. Experimental infection with Puumala virus, the etiologic agent of nephropathia epidemica, in bank voles (Clethrionomys glareolus) II J. Virol. 1985. — Vol. 55. — P. 34−38.
  221. Yao J., Kariwa H., Takachima I. et al. Antibody-dependent enhancement of hantavirus infection in macrophage cell lines // Arch. Virol. 1992. — Vol. 122. -P. 107−118.
  222. Yoshimatsu K., Arikawa J., Li H. et al. Western blotting using recombinant Hantaan virus nucleocapsid protein expressed in silkworm as a serological confirmation of hantavirus infection in human sera // J. Vet. Med. Sci. 1996. — Vol. 58. -P. 71−74.
  223. Yoshimatsu K., Arikawa J., Tamura M. et al. Characterization of the nucleocapsid protein of Hantaan virus strain 76−118 using monoclonal antibodies // J. Gen. Virol. 1996. — Vol. 77. — P. 695−704.
  224. Yoshimatsu K., Lee В., Araki K. et al. The multimerization of hantavirus nucleocapsid protein depends on type-specific epitopes // J. Virol. 2003. — Vol. 77.-P. 943−952.
  225. Zaki S., Greer P., Coffield L. et al. Hantavirus pulmonaiy syndrome patho-genesis of an emerging infectious disease // Am J. Pathol. — 1995. — Vol. 146. — P. 552−579.
  226. Zhu Z., Tang H., Li Y. et al. Investigation of inactivated epidemic hemorrhagic fever tissue culture vaccine in humans // J. Clin. Med. 1994. — Vol. 107. -P. 167−170.
  227. Zilin N., Yongxin Y. Induction and enhancement of CPE in HFRS viruses infected Vero-E6 cells by HEPES // Virologica Sinica. 1993. — Vol. 8. — P. 132 138.
  228. Zoller L., Scholz J., Stohwasser R. et al. Immunoblot analysis of the serological response in Hantavirus infections // J. Med. Virol. 1989. — Vol. 27. — P. 231−237.
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?