Помощь в учёбе, очень быстро...
Работаем вместе до победы

Белки теплового шока HSP70B хлоропластов Chlamydomonas reinhardtii: связь с устойчивостью клеток к окислительному стрессу и репарацией ДНК

Диссертация: Белки теплового шока HSP70B хлоропластов Chlamydomonas reinhardtii: связь с устойчивостью клеток к окислительному стрессу и репарацией ДНК
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Устойчивость и адаптация растений к неблагоприятным факторам окружающей среды определяется индукцией защитных систем клетки (репарационной, антиоксидантной и др.) в ответ на стрессовые воздействия. Особое место среди защитных систем занимают HSP/молекулярные шапероны, являющиеся ключевыми компонентами клеточного гомеостаза как при оптимальных условиях роста, так и в условиях стресса (Wang et al… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Окислительный стресс
      • 1. 1. 1. Образование АФК
      • 1. 1. 2. Удаление АФК
      • 1. 1. 3. АФК в ответных реакциях на биотические и абиотические стрессы
    • 1. 2. Адаптивный ответ на стрессы
      • 1. 2. 1. Молекулярные механизмы адаптивного ответа
      • 1. 2. 2. Адаптивный ответ на свет
      • 1. 2. 3. Фотосинтез и стресс, вызванный действием гербицидов и минеральных веществ
      • 1. 2. 4. Адаптивные ответные реакции на металлы
    • 1. 3. Белки теплового шока (HSP)
      • 1. 3. 1. Экспрессия генов HSP
      • 1. 3. 2. Семейства HSP, их функции
        • 1. 3. 2. 1. Семейство HsplOO/Clp
        • 1. 3. 2. 2. Семейство HSP
        • 1. 3. 2. 3. Семейство HSP
        • 1. 3. 2. 4. Семейство HSP60. Шаперонины
        • 1. 3. 2. 5. Низкомолекулярные белки теплового шока (sHSP)
  • ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Штаммы С. reinhardtii, использованные в работе
    • 2. 2. Условия выращивания клеток Chlamydomonas reinhardti
    • 2. 3. Тепловая обработка клеток
    • 2. 4. Обработка клеток зеоцином
    • 2. 5. Обработка водорослей мелафеном
    • 2. 6. Адаптивный ответ (адаптивная предобработка/повреждающая обработка), индуцированный паракватом
    • 2. 7. Выделение суммарного белка
    • 2. 8. Определение концентрации белка по методу Бредфорд
    • 2. 9. Выделение белков тилакоидных мембран
    • 2. 10. Электрофорез в полиакриламидном геле и иммуноблоттинг
    • 2. 11. Определение активности ферментов
    • 2. 12. Определение содержания двунитевых разрывов ДНК в клетках С reinhardti
    • 2. 13. Статистика
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Биохимическая характеристика мутантных штаммов Chlamydomonas reinhardti
    • 3. 2. Сравнение белков тилакоидных мембран у мутантов
  • Chlamydomonas reinhardti
    • 3. 3. Изучение тепловой индукции белков теплового стресса HSP70B у мутантов Chlamydomonas reinhardt
    • 3. 4. Активность антиоксидантных ферментов в клетках дикого типа и мутантов С. reinhardti
    • 3. 5. Влияние мелафена на экспрессию HSP70B хлоропластов и пигменты фотосинтеза в клетках Chlamydomonas reinhardtii. о
    • 3. 6. Адаптивный ответ, индуцированный паракватом, у мутантных штаммов Chlamydomonas reinhardti
    • 3. 7. Влияние индукции HSP70B на репарацию двунитевых разрывов ДНК у Chlamydomonas reinhardti
    • 3. 8. Влияние тепловой предобработки на уровень двунитевых разрывов ДНК у Chlamydomonas reinhardti

Белки теплового шока HSP70B хлоропластов Chlamydomonas reinhardtii: связь с устойчивостью клеток к окислительному стрессу и репарацией ДНК (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Абиотические стрессы, такие как засуха, засоление, экстремальные температуры, токсичные соединения и др. наносят большой вред окружающей среде и являются серьезной угрозой для сельского хозяйства. Абиотические стрессы — основная причина потерь урожая в мире, среднее снижение урожайности для многих сельскохозяйственных растений достигает > 50%. Выяснение основных механизмов, участвующих в формировании устойчивости сельскохозяйственных растений и водорослей (как модельных объектов) к различным видам стресса имеет большое теоретическое и практическое значение. Прямым результатом действия стрессов является накопление в клетках токсичных соединений, прежде всего таких, как активные формы кислорода (АФК), которые приводят к развитию окислительного стресса, являющегося компонентом большинства других стрессов, ограничивающего способность растений использовать световую энергию при фотосинтезе.

Предполагают, что клетки растений воспринимают АФК через редокс-чувствительные факторы транскрипции, такие, например, как реактиватор связанных с азотным обменом пермеаз (NPR1) и факторы транскрипции белков теплового стресса (HSF), которые активируют экспрессию соответствующих генов (Mittler et al., 2004; Timperio et aL, 2008). У растений основными источниками образования АФК являются хлоропласты и пероксисомы. Протеомный анализ ответных реакций растений на абиотический стресс показал, что растения отвечают на различные стрессы сходным образом — индукцией белков теплового стресса (HSP), что указывает на сходство адаптивных механизмов у растений. Интересно, что у растений в большей степени, чем у животных, HSP защищают клетки от многих видов стресса. Кроме того, показана тесная связь метаболизма АФК и HSP, свидетельствующая о том, что в ходе эволюции растения достигли высокой степени контроля над токсичностью АФК и используют их также в качестве сигнальных молекул для контроля более специализированных процессов, таких как рост и защита растений, гормональный сигналинг и развитие (Suzuki, Mittler, 2006).

Устойчивость и адаптация растений к неблагоприятным факторам окружающей среды определяется индукцией защитных систем клетки (репарационной, антиоксидантной и др.) в ответ на стрессовые воздействия. Особое место среди защитных систем занимают HSP/молекулярные шапероны, являющиеся ключевыми компонентами клеточного гомеостаза как при оптимальных условиях роста, так и в условиях стресса (Wang et al., 2004). В клетках всех живых организмов в ответ на тепловой стресс или воздействие других стрессовых факторов индуцируется синтез HSP, которые помогают клеткам выжить в условиях стресса и вернуться к нормальной жизнедеятельности после его прекращения (Niu et al., 2006). Белки теплового шока являются одним из обязательных звеньев неспецифического ответа клеток на повреждение и особенно важны для клеток растений (Wang et al., 2004).

Высказываются предположения, что при адаптивном ответе HSP могут участвовать в репарации ДНК (Kang et al., 2002; Keszenman et al., 2004; Malyutina and Kabakov, 2007). Термин «адаптивный ответ» обычно означает, что воздействие относительно небольшого стресса (например, радиации) приводит через некоторое время к повышению устойчивости к тому же или другому виду стресса.

Среди различных семейств HSP особая роль в защите клеток от действия стрессов принадлежит белкам HSP70. Н8Р70/шаперонная система относительно хорошо изучена у бактерий и в большинстве компартментов эукариотической клетки (цитозоле, эндоплазматическом ретикулуме, митохондриях). Однако об HSP70/nianepoHiiofi системе хлоропластов известно очень мало. Это кажется удивительнымтак как хлоропласты являются тем компартментом, который обеспечивает превращение энергии света в энергию химических связей углеводов, что является основой жизни на земле. Большой интерес представляет изучение комплекса пластидных белков HSP70B и HSP90C, которые вместе с кошаперонными белками образуют «фолдосому» хлоропластов, играющую важную роль в защите растений от окислительного стресса (Schroda. Muehaus, 2009). Белок HSP70B играет важную роль в защите и репарации фотосистемы 2 при фотоингибировании (Schroda, 2004).

В этой связи очень актуальным является изучение возможной функции HSP/молекулярных шаперонов хлоропластов как маркеров устойчивости клеток к окислительному стрессу, а также выяснение того, участвуют ли эти белки в репарации двунитевых разрывов ДНК. Удобным объектом для таких исследований являются клетки одноклеточной зеленой водоросли С. reinhardtii, у которой секвенированы все клеточные геномы. Большая часть исследований, посвященных устойчивости растительных организмов к стрессу и поиску маркеров устойчивости, проводится на чувствительных к стрессу штаммах водорослей. Работ, выполненных на устойчивых к окислительному стрессу штаммах, мало, поэтому в работе были использованы мутантные штаммы Chlamydomonas, обладавшие разной устойчивостью к окислительному стрессу и радиации (Dimova et al., 2008).

Выводы.

1. Впервые показано, что генотипы зеленой водоросли Chlamydomonas reinhardtii с повышенной устойчивостью к окислительному стрессу характеризуются более высоким содержанием хлоропластных i.

Н8Р70В/шаперонов, которые могут служить маркерами устойчивости клеток к окислительному стрессу.

2. Повышенное содержание хлорофиллов и каротиноидов и высокая активность ферментов антиоксидантной защиты (супероксиддисмутаза, каталаза) у мутантов С. reinhardtii, более устойчивых к окислительному стрессу, также могут служить биохимическими маркерами устойчивости клеток С. reinhardtii к окислительному стрессу.

3. Хлоропластные белки HSP70B участвуют в формировании адаптивного ответа, индуцированного в клетках дикого типа С. reinhardtii тепловым или окислительным стрессом. Однако уровень адаптивного ответа не может быть использован в качестве маркера устойчивости, так как у устойчивых штаммов С. reinhardtii наблюдается более низкий уровень адаптивного ответа, чем у клеток дикого типа.

4. Шаперонная система С. reinhardtii принимает участие в защите клеток от окислительного стресса и не зависит от повреждений репарационной системы (мутанты UVS-10, UVS-14). Тепловая предобработка клеток С. reinhardtii (37 °С/30 мин, 42 °С/5 мин) не приводит к повышению уровня репарации двунитевых разрывов ДНК. По-видимому, HSP/шаперонная система пластид и репарационная система клетки функционируют у С. reinhardtii независимо.

Заключение

.

Сохранение белков в их функциональном состоянии и предотвращение агрегации негативных белков чрезвычайно важно для выживания клеток в условиях абиотического стресса, обычно вызывающего дисфункцию белков. Изучение механизмов ответных реакций растений на стресс и их роль' в индуцированной толерантности к стрессу постоянно привлекают внимание исследователей.

В данной работе впервые была обнаружена индукция хлоропластного HSP70B у мутантных штаммов Chlamydomonas reinhardtii с различной устойчивостью к окислительному стрессу, и выявлено участие этого белка в адаптивном ответе клеток дикого типа. При помощи вестерн-блот анализа были изучены девять мутантных штаммов и обнаружена корреляция между устойчивостью штаммов к окислительному стрессу и содержанием хлоропластных белков теплового стресса HSP70B. По-видимому, хлоропластный HSP70B/inanepoH может участвовать в формировании устойчивости клеток к окислительному стрессу, а содержание хлоропластных HSP70B может служить маркером устойчивости клеток к окислительному стрессу совместно с другими маркерами, такими кяк активность ферментов антиоксидантной системы и содержание пигментов в хлоропластах.

Сравнительное исследование хлоропластных Н8Р70В/молекулярных шаперонов клеток дикого типа и клеток, чувствительных к УФ, показало, что HSP70B может служить ранним маркером окислительного стресса, индуцированного зеоцином. Это согласуется с представлениями о важной роли белков семейства HSP70 в защите организмов от окислительного стресса и их возможного использования в качестве ранних маркеров этого процесса (Timperio et al., 2008).

Адаптивный ответ клеток также играет важную роль в защите клеток от стрессовых воздействий. Нами впервые было изучено, защищает ли тепловая предобработка клеток С. reinhardtii от стресса, вызванного радиацией. В частности, было исследовано, может ли тепловая предобработка подобно низким дозам радиации повышать уровень репарации двунитевых разрывов ДНК. Было обнаружено, что тепловая предобработка не меняет содержания двунитевых разрывов у С. reinhardtii CW15, при этом обнаружено также, что сама по себе тепловая обработка не вызывает двунитевых разрывов ДНК. Возможно, по этой причине и не функционировала репарационная система, для чего требуется наличие повреждений ДНК. Эти результаты свидетельствуют о том, что тепловая обработка не влияет на репарационную способность ДНК у Chlamydomonas reinhardtii. Они хорошо согласуются с данными по зеоцини паракват-индуцированному адаптивному ответу, в которых показано, что количество двунитевых разрывов ДНК, способное «запустить» адаптивный ответ, должно быть, по крайней мере, в 1,5 раза выше, чем у контрольных, не подвергшихся первичной обработке клеток (Chankova et al., 2005).

Молекулярный механизм действия теплового стресса на устойчивость клеток к стрессу, вызванному радиацией, до сих пор неизвестен. Есть несколько работ, указывающих на защитную роль HSP70 при гаммаизлучении в фибробластах, костном мозге и тимоцитах мыши (Malyutina et al., 2005; Malyutina, Kabakov, 2007). Повышенная индукция внутриклеточных HSP70 может быть связана с повышенной радиоустойчивостью клеток млекопитающих. (Calini et al., 2003; Hunt et al., 2004).

Наши данные показали, что тепловая обработка (37°, 42°С) является стрессовым фактором для С. reinhardtii, так как приводит к повышенной экспрессии белков HSP70B и HSP90C. Показано также, что повторная тепловая обработка приводит к дальнейшему накоплению этих хлоропластных шаперонов, что свидетельствует об индуцированной термоустойчивости. Отсутствие корреляции между повышенной экспрессией HSP70B и HSP90C и репарацией двунитевых разрывов ДНК служит аргументом в пользу предположения о том, что шаперонная и репарационная системы — независимые друг от друга защитные системы клеток С. reinhardtii. Полученные в работе данные указывают на то, что хлоропластные HSP/шапероны растений, определяющие клеточный гомеостаз и толерантность клеток, могут служить биохимическими маркерами устойчивости клеток к стрессу и ранними маркерами окислительного стресса.

Показать весь текст

Список литературы

  1. И.В., Фаткуллина Л. Д., Русина И. Ф., Шугаев А. Г., Генерозова И. П., Фаттахов С. Г., Коновалов А. И. Антистрессовые свойства препарата «мелафен». Докл. РАН. 2007. Б. Т. 414. С. 263−265.
  2. И.В., Фаткуллина Л. Д., Шугаев А. Г., Фаттахов С. Г., Резник B.C., Коновалов А. И. Препарат мелафен и энергетический статус клеток растительного и животного происхождения. Докл. РАН. 2006. Т. 409. С. 123−125.
  3. О.А., Фаттахов С. Г., Лосева Н. Л., Коновалов А. И., Гордон Л. Х., Алябьев А. Ю., Резник B.C. Сравнительное изучение влияния мелафена и кинетина на рост и энергетические процессы растительной клетки. Докл. РАН. 2005. Т. 405. С. 123−124.
  4. Р.Ю., Винтер В. Г., Фаттахов С. Г., Резник B.C., Коновалов А. И. Меламиновая соль бис(оксиметил)фосфиновой кислоты (мелафен) какрегулятор специализированного обмена раувольфии змеевидной. Докл. РАН. 2005. Т. 401. С. 556−559.
  5. В.В., Дмитриева Г. А. Физиология растений. М. Высш.шк. 2005.
  6. О.Н. Белки теплового шока и устойчивость растений к стрессу. Соровский образовательный журнал. 1997
  7. О.О., Ким М.В., Гусев Н. Б. Структура и свойства малых белков теплового шока. Успехи современной химии. 2003. Т. 43. С. 5998.
  8. РФ. 2000. № 2 158 735.
  9. А.В., Столяров С. Д. Окислительный стресс как критерий оценки окружающей среды. Изв. АН. Сер. биол. № 4. 1994. С. 588−593.
  10. С.Г., Лосева Н. Л., Коновалов А. И., Резник B.C., Алябьев А. Ю., Гордон Л. Х., Трибунских В. И. Влияние мелафена на рост и энергетические процессы растительных тканей. Докл. РАН. 2004. Т. 394. С. 127−129.
  11. Adam A., Farkas Т., Somlyai G., Hevesi М., Kiraly Z. Physiol. Mol. Plant Pathol. 1989. V. 34. P. 13−26.
  12. Adams M., Savino E., Freeman M. Timing and induction of hsp70 production in Chlamydomonas reinhardtii. Biology. 1994. V. 49. P. 623 628.
  13. Aro E.M., McCaffery S., Anderson J.M. Photoinhibition and D1 protein degradation in peas acclimated to different growth irradiances. Plant Physiol. 1993. V. 103. P. 835−843.
  14. Asad, N.R., Asad, L.M.B.O., de Almeida, C.E.B., Felzenszwalb, I., Cabral-Neto, J.B., Leitao, A.C., Several pathways of hydrogen peroxide action that damage the E. coli genome. Gen. Mol. Biol. 2004. V. 27. P. 291−303.
  15. Asada K. and Takahashi M. Production and scavenging of active oxygen in photosynthesis. Photoinhibition. 1987. P. 227−287
  16. Asada K. The water-water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygen and dissipation of excess photons. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 601−639
  17. Baninal S.K., Bharti K., Chan K.Y. et al. Heat stress response in plants: a complex game with chaperones and more than twenty heat stress transcription factors. J. Biosci. 2004. V.29. P. 471−487
  18. Banzet N., Richaud C., Deveaux Y., Kazmaier M., Gagnon J., Triantaphylides C. Accumulation of small heat shock proteins, including mitochondrial HSP22, induced by oxidative stress and adaptive response in tomato cells. Plant J. 1998. V. 13. P. 519−527.
  19. BeckB.D., Dynlacht J.R. Heat-induced aggregation ofXRCC5 (Ku80) in nontolerant and thermotolerant cells. Riadiat. Res. 2001. V. 156. P. 767−774.
  20. Behra R. In vitro effects of cadmium, zinc and lead on calmodulin-dependent actions in Oncorhyncus mykiss, Mytilus sp., and Chlamydomonas reinhardtii. Arch. Environ. Contam. Toxicol. 1993. V. 24. P. 21−27.
  21. Beuchamp С. H., Fridovich I. Anal. Biochem. 1971. V. 44. P. 276−287.
  22. Biryukova E.N., Medentsev A.G., Arinbasarova A. Yu, Akimenko V.K. Tolerance of the yeast Yarrowia lipolytica to oxidative stress Article in Russian. Mikrobiologiia. 2006. V. 75.P. 293−298.
  23. Boreham D.R., Mitchel R.E. DNA repair in Chlamydomonas reinhardtii induced by heat shock and gamma radiation. Radiat Res. 1993. V. 135. P. 365−371.
  24. Boston R.S., Viitanen P.V., Vierling E. Molecular chaperones and protein folding in plants. Plant Mol Biol. 1996. V. 32. P. 191−222.
  25. Brychzy A., Rein Т., Winklhofer K.F., Hartl F.U., Young J.C., Obermann W.M. Cofactor Tpr2 combines two TPR domains and a J domain to regulate the Hsp70/Hsp90 chaperone system. EMBO J. 2003. V. 22. P. 3613−3623.
  26. Buttner M., Xie D-L., Nelson H., Pinther W., Hauska G., Nelson N. Photosynthetic reaction center genes in green sulfur bacteria and in photosystem I are related. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 81 358 139.
  27. Calini V., Urani C., Camatini M. Over-expression of HSP70 is induced by ionizing radiation in 10T½ cells and protects from DNA damage. Toxicol. In Vitro. 2003. V. 17. P. 561−566.
  28. Cao D., Froehlich J.E., Zhang H., Cheng C.L. The chlorate-resistant and photomorphogenesis-defective mutant cr88 encodes a chloroplast-targeted HSP90. Plant J. 2003. V. 33. P. 107−118.
  29. Caplan A. Revulsion is simply not enough: the impending culture war over advances in genetics. АРА Newsl Philos Med. 2003. V. 2. P. 206−209.
  30. Chankova G.S., Matos J.A., Simoes F., Bryant P.E. Adaptive response of a new radioresistant strain of Chlamydomonas reinhardtii and correlation with increasad DNA double-strand break rejoining. Int J Radiat Biol. 2005a. V. 81. P. 509−514.
  31. Chankova S., Stoyanova-Koleva D., Kapchina-Toteva V., Bryant P. 20 056. Characterisation of new radioresistant strains of Chlamydomonas reinhardtii. J. Environ Prot Ecol. V. 6. P. 660−668.
  32. Chankova S., Sulzbach S., Diop F. Impact of mutual health organizations: evidence from West Africa. Health Policy Plan. 2008. V. 23. P. 264−276.
  33. Chankova S.G., Bryant P.E. Acceleration of DNA-double strand rejoining during the adaptive response of Chlamydomonas reinhardtii. Radiat. Biol. Radioekol. 2002. V. 42. P. 600−603.
  34. Chankova S.G., Matos J.A., Simoes F., Bryant P.E. Adaptive response of a new radioresistant strain of Chlamydomonas reinhardtii and correlation with increased DNA double-strand break rejoining. Int. J. Radiat. Biol. 2005. V. 81. P.509−514.
  35. Collard J-M., Matagne R. Isolation and genetic analysis of Chlamydomonas reinhardtii strains resistant to cadmium. Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. P. 2051−2055.
  36. Corpas F .J. et al. Peroxisomes as a source of reactive oxygen species and nitric oxide signal molecules in plant cells. Trends Plant Sci. 2001. V. 6. P. 145−150
  37. Crawford, D.R., Davies, K.J.A., Adaptive response and oxidative stress. Environ. Health Persp. 1994. V. 12. P. 25−28.
  38. Creissen G. et al. Elevated glutathione biosynthetic capacity in the chloroplasts of transgenetic tobacco plants paradoxically causes increased oxidative stress. Plant Cell. 1999 V. 11. P.1277−1292
  39. Dannehl H., Wietoska H., Heckmann H., Godde D. Changes in D1 protein turnover and recovery of photosystem II activity precede accumulation of chlorophyll in plants after release from mineral stress. Planta. 1996. V. 199. P. 34−42.
  40. Decker L.A. Peroxidase. In: Worthington enzyme manual. Worthington biochemical corp. 1997. P. 66−70.
  41. Delauney A. et al. Н2Ог sensing through oxidation of the Yapl transcription factor. EMBO J. 2000 V. 19. P. 5157−5166
  42. Delledonne M. et al. Signal interactions between nitric oxide and reactive oxygen intermediates in the plant hypersensitive disease resistance response., Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2001. V. 98. P. 13 454−13 459
  43. Demmig-Adams В., Gilmore A.M., Adams III W.W. In vivo functions of carotenoids in higher plants. FASEB J. 1996. V. 10. P. 403−412.
  44. Depka В., Jahns P., Trebst A. p-Carotene to zeaxanthin conversion in the rapid turnover of the D1 protein of photosystem II. FEBS Lett. 1998. V. 424. P. 267−270.
  45. Desikin R. et al. Regulation of the Arabidopsis transcriptosome by oxidative stress. Plant Physiol. 2001. V. 127. P. 159−172
  46. E.G., Bryant P.E., Chankova S.G. «Adaptive response» Some underlying mechanisms and open questions. Gen. Mol. Biology. 2008. V. 31. P. 396−408.
  47. Z., Ни H., Chen W., Li Z., Liu G., Yang J. Heat shock does not induce yH2AX foci formation but protected cells from N-methyl-N-nitro-N-nitrosiguanidine induced genotoxicity. Mutat. Res. 2007. V. 629. P. 40−48.
  48. Drzymalla C, Schroda M, Beck CF. Light-inducible gene HSP70B encodes a chloroplast-localized heat shock protein in Chlamydomonas reinhardtii. Plant Mol Biol. 1996. V. 31. P. 1185−1194.
  49. Ederli L., Pasqualini S., Batini P., Antonielli M. Photoinhibition and oxidative stress: effects on xantophyll cycle, scavenger enzymes and abscisic content in tobacco plants. J. Plant Physiol. 1997. V. 151. P. 422 428.
  50. Erickson J.M., Rahire M., Malnoe P., Girard-Bascou J., Pierre Y., Bennoun P., Rochaix J-D. Lack of the D2 protein in a Chlamydomonas reinhardtii psbD mutant affects photosystem П stability and D1 expression. EMBO J. 1986. V. 5. P. 1745−1754.
  51. Escoubas J.M., Lomas M., LaRoche J., Falkowski P.G. Light intensity regulation of cab gene transcription is signaled by the redox state of the plastoquinone pool. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 1 023 710 241.
  52. Ferris P., Goodenough U.W. The mating-type locus of Chlamydomonas reinhardtii contains highly rearranged DNA sequences. Cell. 1994. V. 76. P. 1135−1145.
  53. Frydman J. Folding of newly translated proteins in vivo: the role of molecular chaperones. Annu Rev Biochem. 2001. V. 70. P. 603−647.
  54. Fuchs’G., Stupperich E., Eden’G. Autotrophic C02 fixation in Chlorobium limicola. Evidence for the operation of a reductive tricarboxylic acid cycle in growing cells. Arch. Microbiol. 1990. V. 128. P. 64−71.
  55. Gagne G., Guertin M. The early genetic response in the green unicellular alga Chlamydomonas eugametos grown under light/dark cycles involves genes that represent direct responses to light and photosynthesis. Plant. Mol. Biol. 1992. V. 18. P. 429−445.
  56. Garvey J.E., Owen H.A., Winner R.W. Toxicity of copper to the green alga, Chlamydomonas reinhardtii (Chlorophyceae), as affected by humic substances of terrestrial and freshwater origin. Aquat. Toxicol. 1991. V. 19. P. 89−96.
  57. Girigoswami, B.K., Ghosh, R. Response to gamma-irradiation in V79 cells conditioned by repeated treatment with low doses of hydrogen peroxide. Radiat Environ Biophys. 2005. V. 44. P. 131−137.
  58. Goodenough U.W., Shames В., Small L., Saito Т., Crain R.C., Sanders M.A., Salisbury J.L. The role of calcium in the Chlamydomonas reinhardtii mating reaction. J. Cell Biol. 1993. V. 121. P. 365−374.
  59. Grant J J. and Laoke G.J. Role of reactive oxygen intermediates and cognate redox signaling in disease resistansce. Plant Physiol. 2000. V. 124. P. 21−29
  60. Halliwell В., Gutteridge JMC. Free Radicals in Biology and Medicine. London: Clarendon Press. 1995.
  61. Halperin Т., Zheng В., Itzhaki H., Clarke A.K., Adam Z. Plant mitochondria contain proteolytic and regulatory subunits of the ATP-dependent Clp protease. Plant Mol Biol. 2001. V. 45. P. 461−468.
  62. Harris E.D. Regulation of antioxidant enzymes. FASEB J. 1992. V.6. P. 2675−2683.
  63. Harris E.H. The Chlamydomonas Source Book. A Comprehensive Guide to Biology and Laboratory Use. London: Academic Press. 1989.
  64. Hartl F-U, Hayer-Hartl M. Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. Science. 2002. V. 295. P. 1852−1858.
  65. Hemmingsen S.M., Homologous plant and bacterial proteins chaperone oligomeric protein assembly. Nature. 1988. V.333. P.330−334
  66. Hendrick J.P., Haiti F.U. Molecular chaperone functions of heat- shock proteins. Annu. Rev. Biochem. 1993. V. 62. P. 349−384.
  67. Henzier T. and Steudle E. Transport and metabolic degradation of hydrogen peroxide in Chara corallina: model calculations and measurements with the pressure probe suggest transport of H202 across water channels. J. Exp. Bot. 2000. V. 51. P. 2053−2066
  68. НШ K., Hassett R., Kosman D., Merchant S. Regulated copper uptake in Chlamydomonas reinhardtii in responses to copper availability. Plant Physiol. 1996. V. 112. P. 697−704.
  69. Hofseth LJ. The adaptive imbalance to genotoxic stress: Genome guardians rear their ugly heads. Carcinogenesis. 2004. V. 25. P. 1787−1793.
  70. Howe G., Merchant S. Heavy metal-activated synthesis of peptides in Chlamydomonas reinhardtii. Plant Physiol. 1992. V. 98. P. 127−136.
  71. Huang В., Xu C., Identification and characterization of proteins associated with plant tolerance to heat stress. J. Integr. Plant Biol. 2008. V. 50. P. 12 301 237.
  72. Jamieson D.J. The effect of oxidative stress on Saccharomyces cerevisiae. Redox Report. 1995. V. 1. P. 89−95.
  73. Jovtchev G., Stergios M., Rieger R., Michaelis A. Effects of the topoisomerase I inhibitor camptothecin on the heat shock-triggered adaptive, response to maleic hydrazide (MH) in Hordeum vulgare. Biol. Zbl. 1993. V. 112. P. 365−372.
  74. Kamal A., Thao L., Sensintaffar J., Zhang L., Boehm M.F., Fritz L.C., Burrows F.J. A high-affinity conformation of Hsp90 confers tumour selectivity on Hsp90 inhibitors. Nature. 2003. V. 425. P. 407−410.
  75. Kaneko H., Igarashi K., Kataoka K., Miura M. Heat shock induces phosphorylation of histone H2AX in mammalian cells. Biochem. Bioph. Res. Co. 2005. V. 328. P. 1101−1106.
  76. Kang C.M., Park K.P., Cho C.K., Seo, J.S., Park W.Y., Lee S.J., Lee Y.S., Hspa4 (HSP70) is involved in the radioadaptive response: results from mouse splenocytes. Radiat. Res. 2002. V. 157. P. 650−655.
  77. Karpinska B. et al. Antagonistic effects of hydrogen peroxide and glutathione on acclimation to excess excitation energy in Arabidopsis. JUBMB Life. 2000. V. 50. P. 21−26
  78. Kato M., Shimizu S. Can. J. Bot. 1987. V. 65. P. 729−735.
  79. Keszenman D. J., Candreva E.C., Sanchez A.G., Nunes E. RAD6 gene is involved in heat shock induction of bleomycin resistance in Saccharomyces cerevisiae.Jimxron. Mol. Mutagen. 2004. V. 45. P. 36−43.
  80. Keszenman D.J., Candreva E.C., Nunes E. Cellular and molecular effects of bleomycin are modulated by heat shock in Saccharomyces cerevisiae. Mutat. Res. 2000. V. 459. P. 29−41.
  81. Keszenman D.J., Santos J.F., Boeira J.M., Saffi J., Henriques J.A.P., Heat shock changes the response of the pso3 mutant of Saccharomyces cerevisiae to 8-methoxypsoralen photoaddition. Curr. Genet. 1994. V. 26, P. 100−104.
  82. Kindle K.L. High frequency nuclear transformation of Chlamydomonas reinhardtii. Proc. Natl. Acad. Sci: USA. 1990. V. 87. P. 1228−1232.
  83. Klessig D.F. et al. Nitric oxide and salicylic acid signaling in plant defense. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2000. V. 97. P. 8849−8855
  84. Kristiansen K.A., Jensen P.E., Moller I.M., Schulz A. Monitoring reactive oxygen species formation and localisation in living cells by use of the fluorescent probe CM-H (2)DCFDA and confocal laser microscopy. Physiol. Plant. 2009. V. 136. P. 369−383.
  85. Kropat J., Oster U., Riidiger W., Beck C.F. Chlorophyll precursors are signals of chloroplast origin involved in light induction of nuclear heat shock genes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 14 168−14 172.
  86. Kropat J., von Gromoff E.D., Muller F.W., Beck C.F. Heat shock and light activation of Chlamydomonas HSP70 gene are mediated by independent regulatory pathways. Mol. Gen. Genet. 1995. V. 248. P. 727 734.
  87. Laloi C., Przybyla D., Apel K. A genetic approach towards elucidating the biological activity of different reactive oxygen species in Arabidopsisthaliana. J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 1719−1724.
  88. Lam E. et al. Programmed cell death, mitochondria and the plant hypersensitive response. Nature. 2001. V. 411. P. 848−853
  89. Larkindale J., Vierling E. Core genome responses involved in acclimation to high temperature. Plant Physiol. 2008. V.146. P. 748−761.
  90. Ledford H.K., Chin B.L., Niyogi K.K. Acclimation to singlet oxygen stress in Chlamydomonas reinhardtii. Eukaryotic Cell. 2007. V. 6. P. 919 930.
  91. Ledford H.K., Chin B.L., Niyogi K.K. Acclimation to singlet oxygen stress in Chlamydomonas reinhardtii. Eukaryotic Cell. 2007. V. 6. P. 919 930.
  92. Lee G.J., Roseman A.M., Saibil H.R., Vierling E. A small heat shock protein stably binds heat-denatured model substrates and can maintain a substrate in a folding-competent state. EMBO J. 1997. V. 16. P. 659−671.
  93. Lee S., Owen H.A., Prochaska D.J., Barnum S.R. HSP 16.6 is involved in the development of thermotolerance and thylakoid stability in the unicellular cyanobacterium, Synechocystis sp. PCC 6803. Curr Microbiol. 2000. V. 40. P. 283−287.
  94. Lee H.J., Kang C.M., Kim S.R., Kim J.C., Bae C.S., Oh K.S., Jo S.K., Kim Т.Н., Jang J.S., Kim S.H. The micronucleus frequency in cytokinesis-blocked lymphocytes of cattle in the vicinity of a nuclear power plant. J Vet Sci. 2007. V. 8. P. 117−120.
  95. Leonard B.E. Adaptive response and human benefit: Part I. A microdosimetry dose-dependent model. Int. J. Radiat. Biol. 2007. V. 83. P. 115−131.
  96. Lichtenthaler H.K. Chlorophylls and carotenoids: pigments of photosynthetic biomembranes. Meth. Enz. V. 148.
  97. Lichtenthaler H.K. The stress concept in plants: an introduction. Ann. New York Acad. Sci. 1998. V. 851. P. 187−198.
  98. Liu S.Z. On radiation hormesis expressed in the immune system. Crit Rev Toxicol. 2003. V. 33. P. 431−441.
  99. Lopez-Huertas E. et al. Stress induces peroxisome biogenesis genes. EMBO J. 2000. V. 19. P. 6770−6777
  100. Lupu A., Nevo E., Zamorzaeva I., Korol A., Ecological-genetic feedback in DNA repair in wild barley Hordeum spontaneum. • Genetika. 2006. V. 127. P. 121−132.
  101. Macfie S.M., Tarmohamed Y., Welbourn P.M. Effects of cadmium, cobalt, copper, and nickel on growth of the green alga Chlamydomonas reinhardtii: The influences of the cell wall and pH. Arch. Environ. Contam. Toxicol. 1994. V. 27. P. 454−458.
  102. Maliutina la. V., Kabakov A.E. Preirradiation heat shock protein induction increases cellular radioresistance. Radiat. Biol. Radioekol. 2007. V. 47. P. 273−279.
  103. Malyutina Y.V., Makarova Y.M., Semenets T.N., Semina O.V., Mosin A.F., Kabakov A.E. Whole body hyperthermia in mice confers heat shock protein-dependent radioresistance of their bone marrow and thymocytes. J. Therm. Biol. 2005. V.30. P. 511−517.
  104. Marples В., Wouters B.G., Collis S.J., Chalmers A.J., Joiner M.C. Low-dose hyper-radiosensitivity: a consequence of ineffective cell cycle arrest of radiation-damaged G2-phase cells. Radiat Res. 2004. V. 161. P. 247−255.
  105. Martin R.E., Thomas D.J., Tucker D.E., Herbert S.K. The effects of photooxidative stress on photosystem I measured in vivo in Chlamydomonas. Plant Cell Environ. 1997. V. 20. P. 1451−1461.
  106. Matsumoto H., Takahashi A., Ohinishi T. Radiation-induced adaptive response and bystander effects. Biol. Sci. Space. 2004. V. 18. P. 247−254.
  107. Mendez-Alvarez S., Leisinger U., Eggen R.I.L. Adaptive responses in Chlamydomonas reinhardtii. Int. Microbiol. 1999. V. 2. P. 15−22.
  108. Mendoza I., Rubio F., Rodriguez-Navarro A., Pardo J.M. The protein phosphatase calcineurin is essential for NaCl tolerance of Saccharomyces cerevisiae. J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 8792−8796.
  109. Merchant S., Hill K., Howe G. Dynamic interplay between two copper-titrating components in the transcriptional regulation of cyt сб. EMBOJ. 1991. V. 10. P. 1383−1389.
  110. Miernyk J.A. Protein folding in the plant cell. Plant Physiol. 1999. V. 121. P. 695−703.
  111. Mitsuhara I. et al. Animal cell-death suppressors Bcl-xL and Ced-9 inhibit cell death in tobacco plants. Curr. Biol. 1999. V. 9. P. 775−778
  112. Mittler R. et al. Transgenic tobacco plants with reduced capability to detoxify reactive oxygen intermediates are hyper-responsive to pathogen infection. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1999. V. 96. P.14 165−14 170
  113. Mittler R. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Sci. 2002. V. 7. P. 405−410
  114. Monod C., Takahashi Y., Goldschmidt-Clermont M., Rochaix J.D. The chloroplast ycf8 open reading frame encodes a photosystem II polypeptide which maintains photosynthetic activity under adverse growth conditions. EMBO J. 1994. V. 13. P. 2747−2754.
  115. Moore M.M., Breedveld M.W., Autor A.P. The role of carotenoids in preventing oxidative damage in the pigmented yeast, Rhodotorula mucilaginosa. Arch. Biochem. Biophys. 1989. V. 270. P. 419−431.
  116. Narberhaus F. Alpha-crystallin-type heat shock proteins: socializing minichaperones in the context of a multichaperone network. Microbiol Mol Biol Rev. 2002. V. 66. P. 64−93.
  117. Nickelsen J., van Dillewijn J., Rahire M., Rochaix J.D. Determinants • for stability of the chloroplast psbD RNA are located within its short leader region in Chlamydomonas reinhardtii. EMBO J. 1994. V. 13. P. 3182−3191.
  118. Nikolova, Т., Petkova, S. Heat shock protection against induction of chromatid aberrations by triethylenemelamine in cultured human lymphocytes as affected by caffeine and novobiocin. Biol. Zbl. 1993. V. 112. P. 373−378.
  119. Niyogi K.K., Bjorkman О., Grossman R. The roles of specific xanthophylls in photoprotection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 14 162−14 167.
  120. Otsuka К., Koana Т., Tauchi H. and Sakai K. Activation of antioxidative enzymes induced by low-dose-rate wholebody gamma irradiation: Adaptive response in terms of initial DNA damage. Radiat Res. 2006. V. 166. P. 474−478.
  121. Polidoros A.N. et al. Transgenic tobacco plants expressing the maize Cat2 gene have altered catalase levels that affect plant-pathogen interactions and resistance to oxidative stress. Transgenic Res. 2001. V. 10. P. 555−569
  122. Polle A. Dissecting the superoxide dismutase-ascorbate peroxidase-glutathione pathway in chloroplasts by metabolic modeling. Computer simulations as a step towards flux analysis. Plant Physiol. 2001. V. 126. P. 445−462
  123. Prade L., Huber R., Bieseler B. Structures of herbicides in complex with their detoxifying enzyme glutathione S-transferase-explanation for the selectivity of the enzyme in plants. Structure. 1998. V. 6. P. 1445−1452.
  124. Prasil O., Adir N., Ohad I. Dynamics of Photosystem II. Mechanism of Photoinhibition and Recovery Processes. Ed. J. Barber. Amsterdam: Elsevier Sci. Publ., 1992. P. 295- 348.
  125. Prieto R., Pardo J.M., Niu X., Bressan R.A., Hasegawa P.M. Salt-sensitive mutants of Chlamydomonas reinhardtii isolated after insertional tagging. Plant Physiol. 1996. V. 112. P. 99−104.
  126. Ritossa F. Discovery of the heat shock response. Cell Stress Chaperones. 1996. V. 1. P. 97−98.
  127. Ritossa, F. A new puffing pattern induced by temperature shock and dnp in drosophila. Experientia. 1962. V. 18. P. 571−573.
  128. Robson Т., Joiner M.C., Wilson G.D., McCullough W., Price M.E., Logan I., Jones H., McKeown S.R., Hirst D.G. A novel human stress response-related gene with a potential role in induced radioresistance. Radiat Res. 1999. V. 152. P. 451−461.
  129. Rochaix J-D. Chlamydomonas reinhardtii as the photosynthetic yeast. Annu. Rev. Genet. 1995. V. 29. P. 209−230.
  130. Rohankhedkar M.S., Mulrooney S.B., Wedemeyer W.J., Hausinger R.P. The AidB component of the Escherichia coli adaptive response to alkylating agents is a flavin-containing, DNA-binding protein. J Bacteriol. 2006. V. 188. P. 223−230.
  131. Santoro N., Johansson N., Thiele D.J. Heat shock element architecture is an important determinant in the temperature and transactivation domain requirements for heat shock transcription factor. Mol. Cell Biol. 1998. V. 18. P. 6340−6352
  132. Schroda M. The Chlamydomonas genome reveals its secrets: chaperone genes and the potential roles of their gene products in the chloroplast. Photosynthesis Res. 2004. V. 82. P. 221−240.
  133. Schroda M., Vallon O., Wollman F.A. Beck C.F. A chloroplast targeted heat schock protein 70 (HSP 70) contributes to the photoprotection and repair of photosystem II during and after photoinhibition. Plant Cell. 1999, V. 11. P. 1165−1178.
  134. Schuster G., Even D., Kloppstech K., Ohad I. Evidence for protection by heat-shock proteins against photoinhibition during heat shock. EMBO J. 1988. V. 7. P. 1−6. -
  135. Shimada Y. Heat-shock induction of radiation resistance in primordial germ cells of the fish Oryzias latipes. Int. J. Radiat. Biol. 1985. V. 48. P. 189−196.
  136. Stauber E. J., Hippie M. Chlamydomonas reinhardtii proteomics. Plant Physiol. andBiochem. 2004. V. 42. P. 989 -1001.
  137. Swindell W.R., Huebner M., Weber A.P. Transcriptional profiling of Arabidopsis heat shock proteins and transcription factors reveals extensive overlap between heat and non-heat stress response pathways. BMC Genomics. 2007. V.8. P. 125−134.
  138. Taddei F., Vulic M., Radman M., Matic I. Stress and mutagenesis in bacteria. In: Bijlsmak В., Loeschcke V (eds) Environmental Stress, Adaptation and Evolution. Basel: Birkhauser Verlag. 1997. P. 273−292.
  139. Takahashi A., Matsumoto H., Nagayama K., Kitano M., Hirose S., Tanaka H., Mori E., Yamakawa N., Yasumoto J., Ohnishi Т., Evidence for the involvement of double-strand breaks in heat-induced cell killing. Cancer Res. 2004. V. 64. P. 8839−8845.
  140. Takahashi A., Mori E., Ohnishi Т., Phospho-Nbsl and Mrel 1 proteins which recognize DSBs co-localize with gH2AX in the nucleus after heat' treatment. Ann. Cancer Res. Ther. 2007. V. 15. P. 50−53.
  141. Tang H.W., Liang H.R., Zhuang Z.X. and He Y. Low concentration of hydropuinone-induced adaptive response in hPARP-1 protein normal and deficient cells Article in Chinese. Zhonghua Lao Dong Wei Sheng Zhi Ye Bing Za Zhi. 2005. V. 23. P. 274−277.
  142. Timperio A.M., Egidi M.G., Zolla L. Proteomics applied on plant abiotic stresses: role of heat shock proteins (HSP). J. Proteomics. 2008. V. 7. P. 391−411.
  143. Tissieres A., Mitchell H.K., Tracy U.M. Protein synthesis in salivary glands of Drosophila melanogaster: relation to chromosome puffs. J Mol Biol. 1974. V. 84. P. 389−398.
  144. Vlcek D., Podstavkova S., Miadokova E., Adams G.M., Small G.D. General characteristics, molecular and genetic analysis of two new UV-sensitive mutants of Chlamydomonas reinhardtii. Mutat Res. 1987. V. 183. P. 169−175.
  145. Von Gromoff E.D., Treier U., Beck C.F. Three light-inducible heat-shock genes of Chlamydomonas reinhardtii. Mol. Cel. Biol. 1989. V. 9. P. 3911−3918.
  146. Vranova E., Inze D., Van Breusegem F. Signal transduction during oxidative stress. J. Experimental Bot. 2002. V. 53. P. 1227−1236.
  147. Wang W., Vinocur В., Shoseyov O., Altman A. Role of plant heat-shock proteins and molecular chaperones in the abiotic stress response. Trends Plant Sci. 2004. V. 9. P. 244−252.
  148. Willekens H., Chamnongpol S., Davey M., Schraudner M., Langebartels C., Van Montagu M., Inze D., Van Camp W. Catalase is a sink for H2O2 and is indispensable for stress defence in C-3 plants. EMBO J. 1997. V. 16. P. 4806−4816.
  149. Willmund F., Schroda M. Heat shock protein 90C is a bona fide Hsp90 that interacts with plastidic HSP70B in Chlamydomonas reinhardtii. Plant Physiol. 2005. V. 138. P. 2310−2322.
  150. Yan G., Hua Z., Du G., Chen J., Adaptive response of Bacillus sp. F26 to hydrogen peroxide and menadione. Curr. Microbiol. 2006. V. 52, P. 238 242.
  151. Yoshimura K. et al. Expression of spinach ascorbate peroxidase isoenzymes in response to oxidative stresses. Plant Physiol. 2000. V. 123. P. 223−234.
  152. Yurina N.P., Kloppstech K. Accumulation of plastid protein precursors under norflurazon- induced carotenoid deficiency and oxidative stress in barley. Plant Physiol. Biochem. 2001. V. 39. P. 807−814
  153. Zheng В., Halperin Т., Hruskova-Heidingsfeldova O., Adam Z., Clarke A.K. Characterization of Chloroplast Clp proteins in Arabidopsis: Localization, tissue specificity and stress responses. Physiol Plant. 2002. V. 114. P. 92−101.
  154. Zimmer W.E., Schloss J.A., Silflo C.D., Youngblom J., Watterson D.M. Structural organization, DNA sequence, and expression of the calmodulin gene. J. Biol. Chem. 1988. V. 25. P. 19 370−19 383.
  155. Zhou H., Randers-Pehrson G., Waldren C.A., Hei Т.К. Radiation-induced bystander effect and adaptive response in mammalian cells. Adv Space Res. 2004. V. 34. P. 1368−1372.1. БЛАГОДАРНОСТИ
  156. Хотелось бы высказать искреннюю благодарность к.х.н. Саитгарей Галяувичу Фаттахову (ИОФХ КНЦ РАН, Казань) за возможность использования мелафена.
  157. Работа поддержана грантом Российского фонда фундаментальных исследований (№ 06−04−48 923а), программой Российской Академии Наук «Клеточная и молекулярная биология».
Заполнить форму текущей работой

Пора сдавать?